É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Modelo de Dor da Osteoartrite Induzida pela Injeção Intra-Articular de Mono-Iodoacetato em Ratos

10.4K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/60649

⸱

20 de maio de 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1The First Affiliated Hospital, Zhejiang Chinese Medical University, 2College of Pharmaceutical Science, Zhejiang Chinese Medical University

Neste artigo

Resumo

Este estudo descreve o método de injeção intra-articular de mono-iodoacetato em ratos e discute os comportamentos relacionados à dor resultantes e as alterações histopatológicas, que fornecem referências para futuras aplicações.

Resumo

Os modelos animais atuais de osteoartrite (OA) podem ser divididos em modelos espontâneos e modelos induzidos, ambos com o objetivo de simular as alterações fisiopatológicas da OA humana. No entanto, como principal sintoma na fase tardia da OA, a dor afeta a vida diária dos pacientes, não havendo muitos modelos disponíveis. O modelo induzido por monoiodoacetato (MIA) é o modelo de dor de OA mais utilizado, utilizado principalmente em roedores. A AIM é um inibidor da gliceraldeído-3-fosfato desidrogenase, que causa morte por condrócitos, degeneração da cartilagem, osteófito e alterações mensuráveis no comportamento animal. Além disso, alterações de expressão da metaloproteinase da matriz (MMP) e citocinas pró-inflamatórias (IL1 β e TNF α) podem ser detectadas no modelo induzido por MIA. Essas alterações são consistentes com as condições fisiopatológicas da OA em humanos, indicando que a AIM pode induzir um modelo de dor da OA mensurável e bem-sucedido. Este estudo tem como objetivo descrever a metodologia de injeção intra-articular de MIA em ratos e discutir os comportamentos relacionados à dor resultantes e as alterações histopatológicas.

Introdução

A osteoartrite (OA) é a doença articular mais comum no mundo, afetando cerca de 10-12% da população em adultos1. A articulação mais geralmente envolvida é o joelho, e a OA tem maior incidência em idosos, especialmente mulheres2. Como doença crônica, a OA desenvolve-se progressivamente ao longo de décadas em falência articular com sintomas como perda de cartilagem, inflamação sinovial, osteofitose, diminuição da função e dor crônica3. De acordo com a Organização Mundial da Saúde (OMS), a OA é a quarta doença mais prevalente no sexo feminino e a oitava doença mais prevalente no sexo masculino. Até 2020, a OA pode se tornar a quarta doença mais incapacitante em humanos4. No entanto, as terapias atualmente disponíveis de OA abordam apenas os sintomas e estendem o tempo até a cirurgia de substituição articular5.

A OA espontânea em pacientes humanos muitas vezes leva muito tempo para produzir sintomas clínicos, como dor relacionada às articulações6. Nos estágios iniciais da OA, a dor geralmente é intermitente e torna-se mais frequente e grave à medida que a doença progride, tornando-se a queixa predominante dos pacientes7. Portanto, extensos modelos animais para a dor da OA foram desenvolvidos ao longo do último meio século para promover a terapia de alívio da dor. Os modelos de OA foram classicamente divididos em modelos espontâneos e induzidos. Os modelos espontâneos incluem modelos naturais e modelos geneticamente modificados, que podem simular mais de perto o curso da OA primária em humanos8. Os modelos induzidos geralmente podem ser divididos em duas categorias: 1) OA pós-traumática induzida por cirurgia ou outro trauma; ou 2) injeção intra-articular de substâncias condrotóxicas ou pró-inflamatórias3. Esses modelos estabelecem uma base para o estudo fisiopatológico da OA e contribuem muito para o desenvolvimento de drogas para reduzir a dor e aumentar a função.

Recentemente, o indutor mais utilizado para a modelagem da OA é o mono-iodoacetato (MIA). A AIM, inibidora da gliceraldeído-3-fosfato desidrogenase, pode causar alterações na matriz cartilaginosa, degradação, perda de cartilagem, sinovite e outras alterações, que são semelhantes às alterações patológicas da osteoartrite humana9. Observou-se que a injeção intra-articular de AIM induziu dor contínua aos 28 dias após a administração da AIM, indicando que o modelo de AIM pode ser útil para investigar a dor nociceptiva crônica10,11,12. Neste estudo, ratos machos de Sprague-Dawley receberam injeções intra-articulares com 0,5, 1,5 ou 3 mg de MIA nas articulações do joelho. A gravidade da dor articular induzida por MIA foi medida pela avaliação da sensibilidade mecânica e térmica aos 1, 7, 14, 21, 28 e 35 dias após as injeções. Com base nisso, 1,5 mg de AIM foi selecionado como concentração final para avaliar os padrões de marcha e as alterações histológicas aos 28 dias após as injeções.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Os procedimentos envolvendo animais foram aprovados pelo Comitê de Normas Médicas e Ética da Universidade Médica Chinesa de Zhejiang e estão de acordo com a legislação da China sobre o uso e cuidado de animais de laboratório.

1. Injeção intra-articular de mono-iodoacetato no joelho

  1. Após uma semana de aclimatação, divida aleatoriamente e igualmente 40 ratos Sprague-Dawley machos pesando 180-200 g (4-5 semanas de idade) em quatro grupos (n = 10 ratos / grupo).
    NOTA: Os ratos do grupo controle serão injetados intra-articularmente com 50 μL de solução salina, enquanto os ratos dos grupos experimentais serão tratados com 0,5, 1,5 ou 3 mg de MIA dissolvidos em 50 μL de solução salina, respectivamente.
  2. No dia da injeção, preparar recentemente a solução de MIA em solução salina estéril (NaCl a 0,9%) na concentração de 15, 30 e 60 mg/ml e solução de pentobarbital a 10% em solução salina estéril (NaCl a 0,9%).
    CUIDADO: MIA tem um efeito extremamente destrutivo sobre a membrana mucosa, o trato respiratório superior, o olho e a pele e outros tecidos. Portanto, máscara e luvas são recomendadas ao preparar uma solução.
  3. Anestesiar ratos por injeção intraperitoneal de cetamina a 60 mg/kg e xilazina a 5 mg/kg (ambas preparadas em solução salina). Prenda suavemente os dedos dos pés do rato com uma pinça para confirmar a anestesia.
  4. Coloque o rato com as costas voltadas para baixo. Raspe o joelho e limpe a área ao redor da articulação do joelho com álcool.
  5. Mantenha o joelho em um ângulo de 90° e revele o tendão patelar branco abaixo da patela. Pressione o tendão patelar com a ponta do dedo para encontrar a lacuna abaixo da patela.
  6. Escolha a junção do espaço e do tendão patelar lateral como local de injeção. Em seguida, insira a agulha 26 G verticalmente no local cerca de 5 mm. Nenhuma resistência deve ser sentida quando a agulha está no espaço articular.
    NOTA: É importante manter a agulha perpendicular ao local da injeção.
  7. Injete 50 μL de solução salina ou MIA na cavidade articular. Puxe lentamente a agulha e enrole um pedaço de gaze ao redor do local da injeção para minimizar o refluxo e o vazamento. Após a recuperação da anestesia, remova a gaze.
  8. Teste o comportamento relacionado com a dor aos 1, 7, 14, 21, 28 e 35 dias após as injeções, conforme descrito na secção 2.

2. Avaliações comportamentais

  1. Limiar de retirada mecânica (MWT)
    NOTA: O TCM foi medido pelo teste de von Frey13 e o observador ficou cego para as injeções que os animais haviam recebido.
    1. Coloque um rato em uma gaiola de plástico elevada (17 cm x 11 cm x 13 cm) com uma base de malha de arame suspensa 50 cm acima de uma mesa. Certifique-se de que o ambiente de teste seja silencioso e dê ao rato 30 minutos para se adaptar ao ambiente.
    2. Pressione a agulha de von Frey perpendicularmente na superfície plantar da pata traseira de cada rato. Aumente a pressão gradualmente (aproximadamente 20 g/s) e linearmente até que ocorra o levantamento da pata ou a lambida da pata.
    3. Use uma força inferior ao limite anterior para garantir que o limite seja a força mínima de retirada. Teste cada rato mais de três vezes, com pelo menos 3 a 5 minutos de intervalo.
    4. Registre a força mínima que provoca um reflexo de retirada da pata. Média dos dados como o TCM de ratos.
  2. Latência de retirada térmica (TWL)
    NOTA: A TWL foi medida utilizando-se o aparelho de teste plantar (Tabela de Materiais) e o observador foi cegado para as injeções que os animais haviam recebido.
    1. Coloque uma caixa de plexiglass (60 cm x 20 cm x 14 cm, dividida em 6 compartimentos) em uma placa de vidro de 3 mm de espessura e coloque ratos na caixa (um em cada compartimento). Certifique-se de que o ambiente esteja silencioso e que a temperatura ambiente seja constante.
    2. Dê aos ratos 30 minutos para se adaptarem ao ambiente de teste.
    3. Calibre o estímulo térmico através do radiômetro infravermelho. Defina a intensidade infravermelha desejada em 70 unidades.
    4. Coloque o emissor/detector infravermelho no recipiente diretamente sob o centro da pata que está sendo testada.
    5. Pressionando o botão START . O temporizador será iniciado automaticamente. O controlador desligará automaticamente a luz infravermelha e interromperá completamente o temporizador assim que o movimento da pata ocorrer.
    6. Registre o tempo de reação quando o aparecimento de retirada da pata e lamber a pata.
      NOTA: Uma resposta positiva para o teste é considerada como retirada da pata e lambida da pata. Se apenas a retirada da pata ocorrer, deve ser considerada como um movimento voluntário do rato, em vez de uma resposta positiva.
    7. Repita o teste mais de três vezes. Média dos dados como o TWL de ratos.
      NOTA: Cada exposição de calor radiante não deve exceder 20 s. As estimulações infravermelhas na mesma pata traseira devem ter pelo menos 3 a 5 minutos de intervalo.
  3. Análise do padrão de marcha
    NOTA: As análises do padrão de marcha foram medidas por meio de um sistema de imagem (Tabela de Materiais) e o observador ficou cego para as injeções que os animais haviam recebido.
    1. Ajuste o comprimento do compartimento de caminhada usando os botões em ambas as extremidades do compartimento de caminhada para um comprimento adequado para ratos (por exemplo, 61 cm).
    2. Coloque um rato no compartimento de caminhada e treine ratos para fazer corridas ininterruptas por pelo menos 5 ciclos de passos a uma velocidade de 18 cm/s antes do experimento formal.
      NOTA: Quando um rato é colocado pela primeira vez no compartimento de caminhada, a velocidade pode ser ajustada para cerca de 20 cm / s e desligada ao correr em torno de 2 s. Em seguida, defina a velocidade para 18 cm/s. Bata suavemente na parte de trás do rato com a divisória, se o rato parar ou recuar durante a caminhada. Tente reduzir a velocidade gradualmente de 18 cm/s para 10 cm/s. Se o rato eventualmente não conseguir realizar o teste, é aceitável escolher outro rato para o teste.
    3. Aumente lentamente a velocidade da esteira até atingir a velocidade alvo (18 cm/s). Capture pelo menos 5 s de vídeo de movimento contínuo do rato com a câmera de vídeo digital de alta velocidade montada abaixo da correia transparente da esteira.
    4. Teste cada rato com pelo menos 5 minutos de intervalo para obter pelo menos três corridas ininterruptas.
    5. Desenhe uma "caixa delimitadora" para definir o limite da imagem de caminhada de animais no software de imagem e insira a velocidade de execução de cada vídeo. Selecione vídeos como um grupo e processe vídeos automaticamente pelo software. Após o processamento dos vídeos, o software produzirá várias planilhas para relatar índices de marcha, incluindo postura, balanço, frenagem, propulsão, cadência, sequência de passos, etc.
    6. Calcule a área total da pata (cm2), o comprimento médio da passada (cm) e o comprimento da passada unite.
      NOTA: A área total da pata é a média da área total de quatro patas de cada grupo de ratos e a área da pata é definida como a área máxima da pata em contato com a esteira durante a fase de postura do ciclo de passos. O comprimento da passada é a distância entre os contatos iniciais da mesma pata em uma passada completa. Comprimento unitário da passada = comprimento médio da passada (cm)/comprimento do corpo (cm).

3. Análises histopatológicas e imuno-histoquímicas

  1. Eutanasiar ratos por injeção intraperitoneal de pentobarbital sódico a 150 mg/kg (preparado em solução salina). Ressecar as articulações do joelho imediatamente para as análises histológicas.
  2. Fixe as articulações em formalina a 10% por 24 h, descalcifique com EDTA a 10% em solução salina tamponada com fosfato (PBS) por 8 semanas e, em seguida, incorpore as articulações em parafina.
    CUIDADO: A formalina pode causar irritação nos olhos, pele e trato respiratório. Deve ser manuseado em um exaustor.
  3. Secção das juntas embutidas em parafina com um micrótomo de 3 mm de espessura e flutuar num banho-maria a 40 °C contendo água destilada.
  4. Transfira seções para lâminas de vidro. Seque as lâminas durante a noite e armazene as lâminas à temperatura ambiente (RT) para continuar a coloração seguinte.
  5. Coloque as lâminas em forno a 60 °C por 4 h para desparafinizar.
  6. Imergir as lâminas sucessivamente em xileno, xileno, 100% etanol, 100% etanol, 95% etanol, 80% etanol e 75% etanol por 5 min, respectivamente, no RT.
  7. Cortes de coloração com hematoxilina e eosina (H&E), safranina-O (SO) e hematoxilina azul de Alcian (ABH), bem como anticorpos contra colágeno tipo II de rato (Col2), colágeno tipo X (Col10) e metaloproteinase de matriz 13 (MMP13), conforme descrito nas etapas 3.8 a 3.12.
  8. Coloração H&E
    1. Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min. Lâminas de coloração com hematoxilina por 3 a 5 min.
    2. Enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça hematoxilina na superfície.
    3. Escorregas de coloração com eosina por 30 s. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça nenhuma eosina na superfície.
    4. Mergulhe slides em 0,1% de amônia por 10 a 20 s. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.
    5. Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.
    6. Deslize as lâminas por resina neutra.
  9. Coloração SO
    1. Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min. Lâminas de coloração com hematoxilina por 3 a 5 min.
    2. Diferencie rapidamente em 1% de álcool ácido (cerca de 3 s). Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça hematoxilina na superfície.
    3. Lâminas de coloração com solução Fast Green (FCF) por 5 min. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.
    4. Escorregas de coloração com SO por 1 a 2 min. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.
    5. Enxaguar as lâminas com ácido acético a 1% por 1 a 2 min para remover o FCF residual. Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 1 min.
    6. Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.
    7. Deslize as lâminas por resina neutra.
  10. Coloração ABH
    1. Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min. Mergulhe as lâminas em álcool ácido a 1% por 30 s e escorra brevemente em um papel toalha (não enxágue).
    2. Mergulhe slides em ABH por 1 h. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada, até que não permaneça ABH na superfície.
    3. Diferencie rapidamente em 1% de álcool ácido (cerca de 3 s). Enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.
    4. Mergulhe as lâminas em água de amônio a 0,5% por 15 s. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.
    5. Mergulhe as lâminas em etanol a 95% por 1 min. Mergulhe as lâminas em solução de eosina/laranja G por 1,5 min.
    6. Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.
    7. Deslize as lâminas por resina neutra.
  11. Examinar todas as lâminas ao microscópio e classificar estatisticamente em uma escala de 0−13 por observação duplo-cega, de acordo com o sistema de pontuação de Mankin14.
  12. Imuno-histoquímica
    1. Enxaguar as lâminas com H2O deionizado por 3 min.
    2. Imergir as lâminas em citrato de sódio 0,1 M e colocar as lâminas num forno a 60 °C durante 4 h para obter o antigénio.
    3. Mergulhe slides em Triton X-100 a 0,3% em PBS por 10 min. Em seguida, enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.
    4. Incubar seções em solução de H 2 O2a 3% em metanol em RT por 10 min para bloqueara atividade da peroxidase endógena. Enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.
    5. Incubar seções com soro de cabra a 5% em PBS por 30 min no RT para bloquear qualquer ligação não específica. Enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.
    6. Incubar cortes durante a noite a 4 °C com 100 μL de anticorpos primários diluídos em PBS (1:1.000) contra colágeno tipo II (Col2), colágeno tipo X (Col10) e metaloproteinase de matriz 13 (MMP13). Enxaguar as lâminas com PBS 2x, 3 min cada.
    7. Incubar seções com 100 μL de anticorpo secundário diluído em PBS (1:1.000) (cabra anti-camundongo secundário ou cabra anti-camundongo secundário) por 20 min no RT. Enxaguar lâminas com PBS 2x, 3 min cada.
    8. Incubar secções com 100 μL de solução de trabalho de 3,3′-diaminobenzidina (DAB). Monitore a reação à medida que a reação cromogênica torna os locais do epítopo marrons.
      CUIDADO: DAB é um carcinógeno. Sempre use luvas e trabalhe em um exaustor ao trabalhar com DAB.
      NOTA: O tempo de desenvolvimento de cores pode variar de alguns segundos a 10 minutos.
    9. Assim que uma cor marrom se desenvolver nas seções, enxágue as lâminas com H 2 O2xdeionizado, 3 min cada.
    10. Mergulhe as lâminas em hematoxilina por 1 a 2 minutos para contra-manchar as lâminas. Em seguida, enxaguar as lâminas com H2O 3x deionizado, 1 min cada.
    11. Mergulhe as lâminas sucessivamente em etanol a 95%, etanol a 100%, xileno, xileno e xileno por 1 min, respectivamente.
    12. Deslize as lâminas por resina neutra.
    13. Observe a cor da coloração do anticorpo nas seções sob um microscópio.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Com essa metodologia, estabelecemos um modelo de dor da OA no rato e detectamos as alterações resultantes. O TCM e a TWL refletiram alodinia mecânica e hiperalgesia térmica, respectivamente. Como mostra a Figura 1, a AIM induziu alodinia mecânica e hiperalgesia térmica presentes de forma dose-dependente. Notavelmente, a diminuição do TCM atingiu um pico de 21 dias para 28 dias, e depois se recuperou, sugerindo que o reparo articular pode ocorrer nesta fase, mas o TCM do grupo MIA de 3 mg ain...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

O modelo de OA de rato induzido por MIA é um modelo bem estabelecido e amplamente utilizado. A injeção intra-articular de AIM causa inicialmente inflamação grave e aguda, o que dá origem à fase mais longa e degenerativa da OA17,18. Nesta pesquisa, medimos a sensibilidade nociceptiva por TCM e TWL e avaliamos as alterações da marcha com um sistema de imagem. Relatos prévios constataram que a injeção de AIM poderia elevar a sensibilidade das fibras articulares afer...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Este estudo foi financiado pela Fundação Provincial de Ciências Naturais de Zhejiang da China (Grant No: LY17H270016), pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (Grant No: 81774331, 81873049 e 81673997) e pelo Zhejiang Provincial Science and Technology Project of Traditional Chinese Medicine of China (Grant No: 2013ZQ007 e 2016ZZ011).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Anticorpo anti-colágeno IIAbcam (Reino Unido)34712Anticorpo primário para imuno-histoquímica (IHC)
Anticorpo anti-colágeno X (Col10)Abcam (Reino Unido)49945Anticorpo primário para IHC
DigiGait Imaging SystemMouse Specifics (Boston, MA, EUA)Equipamento para análises de padrões de marcha
EosinSigma-Aldrich861006O corante para HE coloração
Fast Green FCFSigma-AldrichF7252O corante para coloração SO
Anticorpo anti-camundongo de cabraZSGQ-BIO (Pequim, China)PV-9002Anticorpo secundário para
anticorpo anti-coelho de cabraIHC ZSGQ-BIO (Pequim, China)PV-9001Anticorpo secundário para IHC
HematoxilinaSigma-AldrichH3163O corante para coloração HE
MIASigma-AldrichI4386-10Gpó
MMP13Cell Signaling Technology, Inc. (Danvers, MA, EUA)69926Anticorpo primário para IHC
Centro modular de incorporação de tecidosThermo Fisher Scientific (EUA)EC 350Produzir blocos de parafina.
Aparelho de teste plantarUgoBasile (Itália)37370Equipamento para ensaio TWL
Kit de reagentes PrimeScript RT (Perfect Real Time)TaKaRa Biotechnology Co. Ltd. (Dalian, China)RR037AExtrai o RNA total das células cultivadas
Micrótomos rotativos e deslizantesThermo Fisher Scientific (EUA)HM325Seções precisas de parafina.
Safranin-OSigma-AldrichS2255O corante para coloração SO
Tissue-Tek VIP 5 JrSakura (Japão)Processador de infiltração a vácuo

Referências

  1. Hunter, D. J., Schofield, D., Callander, E. The individual and socioeconomic impact of osteoarthritis. Nature Reviews Rheumatology. 10 (7), 437-441 (2014).
  2. Neogi, T. The epidemiology and impact of pain in osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 21 (9), 1145-1153 (2013).
  3. Teeple, E., Jay, G. D., Elsaid, K. A., Fleming, B. C. Animal models of osteoarthritis: challenges of model selection and analysis. AAPS Journal. 15 (2), 438-446 (2013).
  4. Woolf, A. D., Pfleger, B. Burden of major musculoskeletal conditions. Bulletin of the World Health Organization. 81 (9), 646-656 (2003).
  5. Bijlsma, J. W., Berenbaum, F., Lafeber, F. P. Osteoarthritis: an update with relevance for clinical practice. Lancet. 377 (9783), 2115-2126 (2011).
  6. McCoy, A. M. Animal Models of Osteoarthritis: Comparisons and Key Considerations. Veterinary Pathology. 52 (5), 803-818 (2015).
  7. O'Neill, T. W., Felson, D. T. Mechanisms of Osteoarthritis (OA) Pain. Current Osteoporosis Reports. 16 (5), 611-616 (2018).
  8. Kuyinu, E. L., Narayanan, G., Nair, L. S., Laurencin, C. T. Animal models of osteoarthritis: classification, update, and measurement of outcomes. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11, 19(2016).
  9. Takahashi, I., Matsuzaki, T., Hoso, M. Long-term histopathological developments in knee-joint components in a rat model of osteoarthritis induced by monosodium iodoacetate. Journal of Physical Therapy Science. 29 (4), 590-597 (2017).
  10. Liu, P., et al. Ongoing pain in the MIA model of osteoarthritis. Neuroscience Letters. 493 (3), 72-75 (2011).
  11. Combe, R., Bramwell, S., Field, M. J. The monosodium iodoacetate model of osteoarthritis: a model of chronic nociceptive pain in rats. Neuroscience Letters. 370 (2-3), 236-240 (2004).
  12. Pomonis, J. D., et al. Development and pharmacological characterization of a rat model of osteoarthritis pain. Pain. 114 (3), 339-346 (2005).
  13. Chaplan, S. R., Bach, F. W., Pogrel, J. W., Chung, J. M., Yaksh, T. L. Quantitative assessment of tactile allodynia in the rat paw. Journal of Neuroscience Methods. 53 (1), 55-63 (1994).
  14. Mankin, H. J., Dorfman, H., Lippiello, L., Zarins, A. Biochemical and metabolic abnormalities in articular cartilage from osteo-arthritic human hips. II. Correlation of morphology with biochemical and metabolic data. Journal of Bone and Joint Surgery. 53 (3), 523-537 (1971).
  15. Yan, L., et al. Chondroprotective effects of platelet lysate towards monoiodoacetate-induced arthritis by suppression of TNF-α-induced activation of NF-ĸB pathway in chondrocytes. Aging. 11 (9), 2797-2811 (2019).
  16. Yan, B., et al. Intra-Articular Injection of Extract Attenuates Pain Behavior and Cartilage Degeneration in Mono-Iodoacetate Induced Osteoarthritic Rats. Frontiers in Pharmacology. 9, 1360(2018).
  17. Wang, C., et al. Agkistrodon ameliorates pain response and prevents cartilage degradation in monosodium iodoacetate-induced osteoarthritic rats by inhibiting chondrocyte hypertrophy and apoptosis. Journal of Ethnopharmacology. 231, 545-554 (2019).
  18. Yamada, E. F., et al. Evaluation of monosodium iodoacetate dosage to induce knee osteoarthritis: Relation with oxidative stress and pain. International Journal of Rheumatic Diseases. 22 (3), 399-410 (2019).
  19. Schuelert, N., McDougall, J. J. Electrophysiological evidence that the vasoactive intestinal peptide receptor antagonist VIP6-28 reduces nociception in an animal model of osteoarthritis. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (11), 1155-1162 (2006).
  20. Lee, S. E. Choline, an alpha7 nicotinic acetylcholine receptor agonist, alleviates hyperalgesia in a rat osteoarthritis model. Neuroscience Letters. 548, 291-295 (2013).
  21. Piesla, M. J., et al. Abnormal gait, due to inflammation but not nerve injury, reflects enhanced nociception in preclinical pain models. Brain Research. 1295, 89-98 (2009).
  22. Udo, M., et al. Monoiodoacetic acid induces arthritis and synovitis in rats in a dose- and time-dependent manner: proposed model-specific scoring systems. Osteoarthritis and Cartilage. 24 (7), 1284-1291 (2016).
  23. Guingamp, C., et al. Mono-iodoacetate-induced experimental osteoarthritis: a dose-response study of loss of mobility, morphology, and biochemistry. Arthritis & Rheumatism. 40 (9), 1670-1679 (1997).
  24. Jeong, J. H., et al. Eupatilin Exerts Antinociceptive and Chondroprotective Properties in a Rat Model of Osteoarthritis by Downregulating Oxidative Damage and Catabolic Activity in Chondrocytes. PLoS ONE. 10 (6), 0130882(2015).
  25. Cook, J. L., et al. Animal models of cartilage repair. Bone & Joint Research. 3 (4), 89-94 (2014).
  26. Little, C. B., Zaki, S. What constitutes an "animal model of osteoarthritis"--the need for consensus. Osteoarthritis and Cartilage. 20 (4), 261-267 (2012).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Injeção de Mono-iodoacetatoLimiar de Retirada MecânicaLatência de Retirada TérmicaAnálise de MarchaAnálise HistopatológicaExpressão de MMP 13Colágeno Tipo 10Degeneração da Cartilagem
Modelo de Dor da Osteoartrite Induzida pela Injeção Intra-Articular de Mono-Iodoacetato em Ratos
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.