Descrevemos um modelo de transplante de coração abdominal heterotópico em ratos, implicando modificações nas estratégias atuais, que levam a uma abordagem cirúrgica simplificada. Além disso, descrevemos um novo modelo de rejeição pela injeção in-ear de células musculares cardíacas vitais, permitindo novas análises imunológicas de transplante em ratos.
É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.
Artigo de método
Um modelo imunológico para transplante heterotópico de células cardíacas e cardíacas em ratos
Neste artigo
Resumo
Resumo
O transplante de coração heterotópico em ratos tem sido um modelo comumente utilizado para diversos estudos imunológicos há mais de 50 anos. Várias modificações foram relatadas desde a primeira descrição em 1964. Após 30 anos realizando transplante de coração heterotópico em ratos, desenvolvemos uma abordagem cirúrgica simplificada, que pode ser facilmente ensinada e realizada sem maior treinamento cirúrgico ou antecedentes.
Após a dissecção da aorta ascendente e da artéria pulmonar e da ligadura de veias superiores e inferiores caval e pulmonar, o coração do doador é colhido e posteriormente perfundido com solução salina gelada suplementada com heparina. Após a fixação e incisamento dos vasos abdominais receptores, o doador ascendente de aorta e artéria pulmonar são anastomosados para a aorta abdominal receptora e veia cava inferior, respectivamente, usando suturas contínuas de corrida.
Dependendo de diferentes combinações doador-receptor, este modelo permite análises de rejeição aguda ou crônica de aloenxertos. O significado imunológico deste modelo é ainda mais aprimorado por uma nova abordagem da injeção intra-auricular de células musculares cardíacas vitais e posterior análise do tecido linfático cervical drenante.
Introdução
O transplante de coração heterotópico é um modelo experimental frequentemente utilizado para diferentes investigações sobre tolerância ao transplante, rejeição aguda e crônica de aloenxerto, lesão isquemia-reperfusão, perfusão de máquinas ou remodelagem cardíaca. Entre outras vantagens, a função do enxerto pode ser monitorada de forma não invasiva por palpação e a falha do enxerto não leva a um prejuízo vital do receptor em contraste com outros órgãos, como rins ou fígados.
Em 1964, Abbott et al. descreveram inicialmente transplante de coração abdominal heterotópico em ratos1. Mais tarde, em 1966, a técnica de ponta a ponta para anastomoses foi descrita por Tomita et al.2. As bases para o modelo atualmente usado foram relatadas por Ono e Lindsey em 19693. Durante as últimas décadas, várias modificações foram publicadas para criar diferentes tipos de enxertos cardíacos ventriculares esquerdos descarregados, parcialmente carregados ou carregados, incluindo transplante heterotópico heterotópico coração-pulmão4,5,6. Para análises imunológicas, é mais comumente realizado um transplante de enxerto cardíaco carregado sem volume. Neste caso, o fluxo sanguíneo entra retrógradamente na aorta ascendente do doador e, posteriormente, nas artérias coronárias. A drenagem venosa ocorre ao longo do seio coronário no átrio direito e ventrículo(Figura 1A-B). Portanto, o ventrículo esquerdo está excluído do fluxo sanguíneo, além de quantidades marginais de sangue das veias tesésias. Isso também o torna um modelo útil para o estudo dos mecanismos fisiopatológicos durante a terapia do dispositivo de assistência ventricular esquerda7.
O transplante de coração heterotópico tem sido realizado em várias espécies, incluindo camundongos, coelhos, porcos e tem sido até usado como um dispositivo de assistência uniou ou biventricular em humanos8,,9,,10,11. O rato ainda representa um animal experimental popular para modelos de transplante, especialmente porque os tempos de sobrevivência do enxerto para diferentes combinações de cepas de ratos foram bem definidos no passado e um grande número de reagentes imunológicos são acessíveis12,13. Ao contrário dos camundongos, os ratos são maiores fazendo cirurgia e acesso ao tecido linfático para análises imunológicas mais viável12. Além disso, a introdução de tecnologias comerciais de clonagem em ratos nos últimos anos provavelmente levará a um interesse recorrente em modelos experimentais de ratos14.
Em geral, enxertos cardíacos heterotópicos podem ser anexados aos vasos receptores, seja realizando anastomose cervical ou abdominal. No entanto, alguns estudos sugerem que uma anastomose femoral facilita o melhor monitoramento devido ao melhor acesso à palpação manual ou ecocardiografia transfemoral e, portanto, permite uma detecção mais precisa da falha do enxerto15,16.
Mostrou-se que não há diferença quanto ao tempo de operação, taxa de complicações, desfecho e tempo de sobrevivência do enxerto entre ambas as técnicas de anastomose17. Claramente, a disponibilidade de um número suficiente de linfonodos drenantes deve ser mencionada como um benefício da anastomose cervical; no entanto, períodos de treinamento mais longos são necessários. Em contraste, a anastomose abdominal é menos complicada e igualmente valiosa para investigações imunológicas, especialmente quando combinada com resultados de um novo método de injeção intra-auricular de células musculares cardíacas alogênicas e linfadenectomia cervical subseqüente. Uma combinação de ambos os modelos oferece um amplo espectro de análises imunológicas pós-intervencionistas.
O protocolo a seguir refere-se à operação em pares de cirurgiões, a fim de reduzir o tempo de isquemia. No entanto, todos os experimentos podem ser realizados por uma única pessoa. A configuração de instrumentos e materiais para explantação e implantação de coração é exibida na Figura 2A-B.
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Protocolo
Todas as experiências com animais foram realizadas de acordo com as diretrizes do Conselho de Ética Animal das autoridades regionais de defesa do consumidor e segurança alimentar da Baixa Saxônia (LAVES, Oldenburg, Alemanha) com as ids de aprovação 12/0768 e 17/2472.
1. Explantação e perfusão cardíaca
NOTA: Como doadores de enxerto, foram utilizados ratos do sexo feminino ou masculino com idade de 7 a 22 semanas.
- Anestesie o rato doador por inalação de isoflurano (indução a 5% e manutenção a 3% com fluxo De2 de 1 L/min). Injete 5 mg de Carprofen subcutâneamente por kg de peso corporal para analgesia perioperatória e verifique a ausência do reflexo de abstinência do dedo do pé.
- Aplique lubrificante ocular e remova a pele abdominal e torácica usando um cortador mecânico.
- Coloque o doador em posição supina, fixar os membros na base da mesa de operação com faixas elásticas e esterilizar a pele com 70% de etanol ou outra alternativa suficiente.
- Incise a pele na direção longitudinal e após a aplicação do anestésico local (por exemplo, lidocaína 0,2%) realizar uma laparotomia mediana usando uma tesoura.
- Insira retráteis, mobilize o intestino à esquerda do doador e exponha a veia cava inferior com cotonetes esterilizados.
- Para anticoagulação, injete 500 U.I. de heparina dissolvida em 1 mL de solução salina isotônica gelada por via intravenosa, perfurando a veia cava inferior. Pare o sangramento no local da punção por compressão de luz com um cotonete após a retração da agulha(Figura 3A).
- Incisa o diafragma e realiza toracotomia lateral em ambos os lados do doador.
- Fixar a parede ventral mobilizada do tórax na mesa de operação.
- Remova o pericárdio e o nervo vagal por preparação contundente usando dois suportes de microagulhas.
- Realizar transsecção de vasos abdominais a fim de exanguiar o doador e descarregar o coração.
- Insira o ramo contundente de uma sonda que apontou a tesoura no seio pericárdico transversivo e separe a aorta ascendente e a artéria pulmonar o mais distal possível sob leve tração caudal do coração com uma compressa molhada(Figura 3B).
- Coloque uma única ligadura 5-0 em torno da veia cava superior e inferior e das veias pulmonares e aperte-a o mais dorsal possível (Figura 3C).
- Respedao do tecido dorsal à ligadura e extraia o coração(Figura 3D).
- Perfundir o coração explantado com uma cânula de 18 G de um cateter intravenoso através da aorta ascendente e da artéria pulmonar com 30 mL de solução salina de isotona gelada suplementada com 1000 U.I. de heparina e colocar o coração em um tubo de 15 mL cheio de solução salina no gelo(Figura 3E-F).
2. Implantação cardíaca
NOTA: Como destinatários, foram utilizados ratos fêmeas ou machos de 10 a 14 semanas. Doadores e receptores foram aproximadamente compatíveis com o peso.
- Realize a anestesia do rato receptor usando também inalação de isoflurano (indução a 5% e manutenção a 1,5-2% com fluxo De2 de 1 L/min). Injete 5 mg de Carprofen subcutâneamente por kg de peso corporal para analgesia perioperatória e verifique a ausência do reflexo de abstinência do dedo do pé.
- Aplique lubrificante ocular, remova a pele abdominal, fixe os membros e esterilize a pele de forma análoga à preparação do doador. Para o desfecho pós-operatório ideal, realize a operação em um ata de aquecimento para evitar hipotermia intraoperatória.
- Após a incisão longitudinal da pele, aplique um anestésico local, como lidocaína (0,2%), na fáscia abdominal. Abra a cavidade abdominal por laparotomia mediana e insira retráteis.
- Mobilize o intestino para o lado superior esquerdo do receptor e coloque-o em uma compressa quente e úmida.
- Após a mobilização do duodeno e do jejunpromal, respectivamente, utilizando o microscópio cirúrgico (ou óculos de ampliação) com uma ampliação de 5-7x, exponha a aorta abdominal e a veia cava inferior por preparação contundente com cotonetes. Não separe os vasos abdominais.
- Eleve os vasos abdominais usando dois micro porta-agulhas sem ferir as veias lombares e posicione o grampo vascular Cooley(Figura 4A).
- Perfure os vasos abdominais com uma cânula arqueada de 30-45° 27 G(Figura 4B).
- Amplie o local da punção usando uma tesoura potts para criar uma incisão longitudinal que corresponda ao tamanho do lúmen dos vasos doadores (Figura 4C-D) e perfundir os vasos receptores com solução salina, a fim de remover coágulos e prevenir trombose pós-operatória.
- Coloque o enxerto no situs e fixar a aorta ascendente do doador à aorta abdominal receptora por dois pontos simples interrompidos (8-0 sutura não ressorável de monofilamento) no canto cranial e caudal da incisão longitudinal(Figura 4E).
- Anastomose a aorta ascendente do doador com a aorta abdominal do receptor por um 8-0 correndo sutura de monofilamento em duas etapas: primeiro, coloque o enxerto à direita dos vasos receptores e realize a primeira metade da anastomose(Figura 4E). Posteriormente, coloque o enxerto à esquerda dos vasos receptores e realize a segunda metade da anastomose (Figura 4F).
- Fixar a artéria pulmonar doadora à veia cava inferior análogaà à anastomose aortal (8-0 sutura não ressorável de monofilamento). Sutura a primeira metade da anastomose venosa do lado intraluminal do vaso(Figura 4G-H).
- Lave as anastomas com soro estona diretamente antes de apertar os nós para evitar embolia periférica.
- Coloque uma gaze hemosática ao redor de ambas as anastomoses e libere cuidadosamente o grampo vascular Cooley para que a reperfusão do enxerto possa começar. Manuseie o sangramento ao longo das anastomas por compressão leve com cotonetes esterilizados.
NOTA: O enxerto deve começar a bater depois de cerca de 60 s. - Substitua o intestino em uma forma como a do nameia. Certifique-se de que não há malrotaçãos do radix mesentérico para evitar necrose intestinal ou obstrução mecânica.
- Feche os músculos abdominais/fáscia e a pele separadamente usando suturas contínuas de polifilamento 3-0.
3. Cuidados pós-operatórios
- Para analgesia pós-operatória, forneça aos receptores uma injeção subcutânea adicional de 5 mg de Carprofen por kg de peso corporal no primeiro dia pós-operatório (POD). Além disso, adicione 1 g de Metamizol a 500 mL de água potável até o terceiro POD.
- Comece a monitorar a função do enxerto cardíaco por palpação abdominal diária no terceiro POD.
NOTA: Em caso de falha do enxerto antes do terceiro POD, deve-se considerar uma falha cirúrgica e não imunológica. No entanto, isso depende, naturalmente, da combinação de cepas escolhida e do respectivo modelo imunológico (por exemplo, rejeição hiperaguda após a imunização prévia). - Após a rejeição do enxerto, extraia tecidos como os linfonodos retroperitoneal drenantes cranianos cranianos do anastomoses, do baço, do sangue, do timo e do enxerto para análises imunológicas posteriores através de citometria de fluxo ou imunohistoquímica.
4. Digestão enzimática do coração e injeção subcutânea de células cardíacas no ouvido
- Realizar explantação cardíaca e perfusão de forma análoga ao transplante de coração heterotópico (ver passo 1).
- Triture o coração em blocos de 3 mm x 3 mm usando um bisturi estéril ou uma tesoura estéril e incuba-o por 30 min a 37 °C em meio de cultura contendo 0,5 mg/mL colagenase.
NOTA: É importante usar meio de cultura contendo penicilina, estreptomicina e glutamina sem soro fetal (FCS) particularmente porque a FCS inibe a digestão da colagemnase. - Adicione o tecido digerido a uma peneira de grande porte, enquanto remove o meio de cultura e pica-fogo completamente para obter uma suspensão de células cardíacas vitais, principalmente células cardíacas mortas e células sanguíneas remanescentes. Lave a suspensão celular duas vezes com solução salina isotônica estéril.
NOTA: Configurações de centrifugação: 10 min, 200 x g, 20 °C - Filtrar a suspensão usando um filtro de células de 40 μm e coletar as congeries celulares vitais, lavando o coador celular com 5-10 mL de solução salina isotônica.
- Após a centrifugação, resuspenda as células musculares cardíacas em solução salina dissolvida em uma concentração de 5x105 células/mL e desenhe a solução celular em uma seringa de 1 mL.
- Realizar anestesia análoga ao protocolo descrito para a narcose receptora (ver passo 2) para transplante de coração heterotópico.
- Coloque o receptor em posição lateral e fixe a orelha com um dedo usando fita dupla face(Figura 5A).
- Injete 20 μL da solução celular muscular cardíaca (contendo 1 x 104 células) através de uma cânula de 27 G s.c. perto dos vasos capilares visuais no ouvido do receptor(Figura 5B).
- Após um período de observação definido (dependendo da combinação de tensão escolhida e força da rejeição), extraia os linfonodos cervicais drenantes e realize análises adicionais, como citometria de fluxo ou co-culturas(Figura 5C).
NOTA: Além disso, a análise histológica da pinna pode ser realizada para determinar a infiltração celular.
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Resultados
No passado, diferentes questões imunológicas foram abordadas com base no modelo, que foi validado no grupo de trabalho por mais de 500 transplantes com uma taxa de sobrevivência superior a 95%13,18,19,20,21,22,23,24. O tempo...
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Discussão
O método anteriormente descrito de transplante cardíaco heterotópico em ratos baseia-se principalmente na descrição de Ono e Lindsey em 19693. Desde então, várias modificações foram introduzidas em várias espécies levando a uma ampla diversidade deste modelo. Combinando várias dessas modificações e introduzindo nossa própria experiência resultante de mais de 30 anos realizando transplantes de coração heterotópicos em laboratório, criamos uma abordagem cirúrgica viável, que não requer longos períod...
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Divulgações
Os autores não têm nada para revelar.
Agradecimentos
Queremos agradecer a Britta Trautewig, Corinna Löbbert e Ingrid Meder pelo comprometimento.
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Dispositivo de anestesia (incluindo vaporizador de isoflurano) | Soluções de Anestesia | Summit Sem Número de Catálogo disponível | |
| Cânula (27 G) | BD Microlance | 302200 | |
| Carprofeno | Pfizer | Rimadyl 50 mg/mL | |
| Tubos Cellstar (15 mL) | GreinerBioOne | 188271 | |
| Cell strainer (40 µ m) | BD Falcon | 2271680 | |
| Colagenase Tipo CLSII | Biochrome | C2-22 | |
| Comprime 5x5 cm | Fuhrmann | 31501 | |
| Comprime 7,5x7,5 cm | Fuhrmann | 31505 | |
| Cotonetes | Heinz Herenz Medizinalbedarf | 1032128 | |
| Dexpathenol (5 %) | Bayer | "Bepanthen" | |
| DPBS BioWhittaker | Lonza | 17-512F | |
| Fórceps | B. Braun | Aesculap BD557R | |
| Fórceps | B. Braun | Aesculap BD313R | |
| Fórceps | B. Braun | Aesculap BD35 | |
| Tapete de aquecimento | Gaymar Industries | "T/Pump" | |
| Gaze hemostática | Ethicon | Tabotamp | |
| Heparina-Natrium 25 000 I.E. | Ratiopharm | Não há número de catálogo disponível | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | Não há número de catálogo disponível | |
| Peneira de poros grandes (aço inoxidável) | Forschungswerkstä tten Hannover Medical School | Número de catálogo não disponível | |
| Lidocaína | Astra Zeneca | 2 % Xylocain | |
| Metamizol-Natrium | Ratiopharma | Novaminsulfon 500 mg/mL | |
| Micro fórceps | B. Braun | Aesculap BD3361 | |
| Micro porta-agulhas | Codman, Johnson & Johnson Medical | Codmann 80-2003 | |
| Micro porta-agulhas | B. Braun | Aesculap BD336R | |
| Micro porta-agulhas | B. Braun | Aesculap FD241R | |
| Micro tesouras | B. Braun | Aesculap FD101R | |
| Micro tesouras | B. Braun | Aesculap FM471R | |
| Porta-agulhas | B. Braun | Aesculap BM221R | |
| Penicilina/Estreptomicina/Glutamina (100x) | PAA | P11-010 | |
| Cateter venoso periférico (18 G) | B. Braun | 4268334B | |
| Cateter venoso periférico (22 G) | B. Braun | 4268091B | |
| Sonda tesoura pontiaguda | B. Braun | Aesculap BC030R | |
| Retractores | Forschungswerkstä tten Hannover Medical School | Não há número de catálogo disponível | |
| Meio de cultura RPMI | Lonza | BE12-702F | |
| Solução salina (NaCl 0,9 %) | Baxter | Não há número de catálogo disponível | |
| Tesoura | B. Braun | Aesculap BC414 | |
| Microscópio cirúrgico | Carl-Zeiss | OPMI-MDM | |
| Suturas (anastomoses) | Catgut | Mariderm 8-0 monofil | |
| Suturas (ligadura) | Resorba | Silk 5-0 polyfil | |
| Suturas (pele, fáscia) | Ethicon | Mersilene 3-0 | |
| (1 mL) | Seringa B. Braun | 9166017V | |
| (10 mL) | Seringa B. Braun | 4606108V | |
| (20 mL) | B. Braun | 4606205V | |
| Grampo vascular | B. Braun | Aesculap FB708R |
Referências
- Abbott, C. P., et al. A Technique for Heart Transplantation In the Rat. Archives of Surgery. 89 (4), 645-652 (1964).
- Tomita, F. Heart homotransplantation in the rat. Sapporo igaku zasshi. The Sapporo Medical Journal. 30 (4), 165-183 (1966).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Wen, P., et al. A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats. Transplantation Proceedings. 45 (6), 2522-2526 (2013).
- Benke, K., et al. Heterotopic abdominal rat heart transplantation as a model to investigate volume dependency of myocardial remodeling. Transplantation. 101 (3), 498-505 (2017).
- Kearns, M. J., et al. Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration. Journal of Visualized Experiments. (99), 52418(2015).
- Ibrahim, M., et al. Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading. The Journal of Surgical Research. 179 (1), e31-e39 (2013).
- Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. Journal of Visualized Experiments. (6), 238(2007).
- Lu, W., et al. A new simplified volume-loaded heterotopic rabbit heart transplant model with improved techniques and a standard operating procedure. Journal of Thoracic Disease. 7 (4), 653-661 (2015).
- Kitahara, H., et al. Heterotopic transplantation of a decellularized and recellularized whole porcine heart. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 22 (5), 571-579 (2016).
- Kadner, A., et al. Heterotopic heart transplantation: experimental development and clinical experience. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 17 (4), 474-481 (2000).
- Zinöcker, S., et al. Immune reconstitution and graft-versus-host reactions in rat models of allogeneic hematopoietic cell transplantation. Frontiers in Immunology. 3 (NOV), 1-12 (2012).
- Klempnauer, J., et al. Genetic control of rat heart allograft rejection: effect of different MHC and non-MHC incompatibilities. Immunogenetics. 30, 81-88 (1989).
- Huang, G., et al. Genetic manipulations in the rat: Progress and prospects. Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 20 (4), 391-399 (2011).
- Gordon, C. R., et al. Pulse doppler and M-mode to assess viability of cardiac allografts using heterotopic femoral heart transplantation in rats. Microsurgery. 27 (4), 240-244 (2007).
- Gordon, C. R., et al. A new modified technique for heterotopic femoral heart transplantation in rats. The Journal of Surgical Research. 139 (2), 157-163 (2007).
- Ma, Y., Wang, G. Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart. Experimental and Clinical Transplantation. 9 (2), 128-133 (2011).
- Bektas, H., et al. Differential effect of donor-specific blood transfusions after kidney, heart, pancreas, and skin transplantation in major histocompatibility complex-incompatible rats. Transfusion. 37 (2), 226-230 (1997).
- Saiho, K. O., et al. Long-term allograft acceptance induced by single dose anti-leukocyte common antigen (RT7) antibody in the rat. Transplantation. 71 (8), 1124-1131 (2001).
- Bektas, H., et al. Blood transfers infectious immunologic tolerance in MHC-incompatible heart transplantation in rats. Journal of Heart and Lung Transplantation. 24 (5), 614-617 (2005).
- Jäger, M. D., et al. Sirolimus promotes tolerance for donor and recipient antigens after MHC class II disparate bone marrow transplantation in rats. Experimental Hematology. 35 (1), 164-170 (2007).
- Timrott, K., et al. Application of allogeneic bone marrow cells in view of residual alloreactivity: Sirolimus but not cyclosporine evolves tolerogenic properties. PLoS ONE. 10 (4), 1-16 (2015).
- Hadamitzky, M., et al. Memory-updating abrogates extinction of learned immunosuppression. Brain, Behavior, and Immunity. 52, 40-48 (2016).
- Beetz, O., et al. Recipient natural killer cells alter the course of rejection of allogeneic heart grafts in rats. Plos One. 14 (8), e0220546(2019).
- Hirschburger, M., et al. Nicotine Attenuates Macrophage Infiltration in Rat Lung Allografts. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 28 (5), 493-500 (2009).
- Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
- Wang, D., et al. A simplified technique for heart transplantation in rats: abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
- Wang, C., et al. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. Journal of Visualized Experiments. (88), (2014).
- Al-Amran, F. G., Shahkolahi, M. M. Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model. Transplantation Proceedings. 45 (2), 625-629 (2013).
- Hoerstrup, S. P., et al. Modified technique for heterotopic rat heart transplantation under cardioplegic arrest. Journal of Investigative Surgery. 13 (2), 73-77 (2000).
- Fry, D. L. Acute vascular endothelial changes associated with increased blood velocity gradients. Circulation Research. 22 (2), 165-197 (1968).
- Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach. Journal of Visualized Experiments. (147), (2019).
- Schmid, C., et al. Successful heterotopic heart transplantation in rat. Microsurgery. 15 (4), 279-281 (1994).
- Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
- Moris, D., et al. Mechanisms of liver-induced tolerance. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (1), 71-78 (2017).
- Bickerstaff, A. A., et al. Murine renal allografts: spontaneous acceptance is associated with regulated T cell-mediated immunity. Journal of Immunology. 167 (9), 4821-4827 (2001).
- Mottram, P. L., et al. Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice. Cardiovascular Research. 22 (5), 315-321 (1988).
- Torre-Amione, G., et al. Decreased expression of tumor necrosis factor-α in failing human myocardium after mechanical circulatory support: A potential mechanism for cardiac recovery. Circulation. 100 (11), 1189-1193 (1999).
- Goldstein, D. J., et al. Circulatory resuscitation with left ventricular assist device support reduces interleukins 6 and 8 levels. The Annals of Thoracic Surgery. 63 (4), 971-974 (1997).
- Tang-Quan, K. R., et al. Non-volume-loaded heart provides a more relevant heterotopic transplantation model. Transplant Immunology. 23 (1-2), 65-70 (2010).
- Lakhal-Naouar, I., et al. Transcutaneous immunization using SLA or rLACK skews the immune response towards a Th1 profile but fails to protect BALB/c mice against a Leishmania major challenge. Vaccine. 37 (3), 516-523 (2019).
- Sousa-Batista, A. J., et al. Novel and safe single-dose treatment of cutaneous leishmaniasis with implantable amphotericin B-loaded microparticles. International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance. , (2019).
Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.
Reimpressões e permissões
