Artigo de método

Visualização cinética de interespécies interespécies unicelulares interespécies

DOI:

10.3791/61376

⸱

5 de agosto de 2020

 ,  , 
1Department of Microbiology and Immunology, Carver College of Medicine, University of Iowa

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo de imagem celular live-bacteria permite a visualização de interações entre múltiplas espécies bacterianas no nível de célula única ao longo do tempo. A imagem de lapso de tempo permite a observação de cada espécie bacteriana em monocultura ou cocultura para interrogar interações entre espécies em comunidades bacterianas multiespécies, incluindo motilidade e viabilidade celular individual.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

As comunidades polimicrobianas são de natureza onipresente, mas estudar suas interações no nível de célula única é difícil. Assim, um método baseado em microscopia foi desenvolvido para observar interações entre duas espécies bacterianas. O uso deste método para interrogar interações entre um patógeno Gram-negativo, Pseudomonas aeruginosa e um patógeno gram-positivo não-motile, Staphylococcus aureus é demonstrado aqui. Este protocolo consiste em co-vacinar cada espécie entre um deslizamento de cobertura e uma almofada de agarose, que mantém as células em um único plano e permite a visualização de comportamentos bacterianos tanto no espaço quanto no tempo.

Além disso, a microscopia de lapso de tempo demonstrada aqui é ideal para visualizar as interações precoces que ocorrem entre duas ou mais espécies bacterianas, incluindo alterações na motilidade das espécies bacterianas na monocultura e na cocultura com outras espécies. Devido à natureza do espaço amostral limitado na configuração da microscopia, este protocolo é menos aplicável para estudar interações posteriores entre espécies bacterianas, uma vez que as populações de células são muito altas. No entanto, existem várias aplicações diferentes do protocolo que incluem o uso de coloração para imagens de células bacterianas vivas e mortas, quantificação da expressão genética ou proteica através de repórteres fluorescentes, e rastreamento do movimento celular bacteriano em experimentos de espécies únicas e multiespécies.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Comunidades polimicrobianas são comuns na natureza, abrangendo uma variedade de nichos ambientais1,,2,,3 e humanos4,,5. Algumas das infecções polimicrobianas mais notórias na doença humana incluem biofilmes dentários6, feridas crônicas7,,8, e infecções respiratórias em indivíduos com doença pulmonar obstrutiva crônica9,pneumonia associada ao ventilador10e fibrose cística da doença genética (CF)11,12. Essas infecções são frequentemente compostas de diversas espécies microbianas; no entanto, surgiu um foco recente nas interações entre a bactéria Gram-positive Staphylococcus aureus e a bactéria Gram-negativa Pseudomonas aeruginosa. Estudos que incluem pacientes coinfectados com esses organismos e análises in vitro revelam interações competitivas e cooperativas que podem ter influências profundas e inesperadas na progressão da doença, sobrevivência microbiana, virulência, metabolismo e suscetibilidade a antibióticos (revisados em detalhes por Hotterbeekx et al. 201713 e Limoli e Hoffman 20193).

O crescente interesse pelas interações entre espécies durante a infecção tem gerado uma variedade de métodos para estudar comportamentos da comunidade polimicrobiana. Tipicamente, esses estudos têm utilizado ensaios à base de chapas ou caldos para investigar as diferenças fenotípicas entre monocultura e cocultura. Por exemplo, coculto P. aeruginosa e S. aureus em superfícies sólidas permitiu a visualização da inibição do crescimento ou alterações na produção de fenótipo, pigmento ou polissacarídeo da colônia14,,15,,16. Biofilmes de espécies mistas, em superfícies bióticas ou abióticas, bem como coculpando espécies bacterianas na cultura líquida também permitiram a medição de mudanças no crescimento, metabolismo, tolerância a antibióticos, competição e viabilidade, além da expressão genética e proteica17,18. Embora esses experimentos de cultura em massa tenham revelado uma visão de como P. aeruginosa e S. aureus podem influenciar uns aos outros na escala da comunidade, eles são incapazes de responder a perguntas importantes sobre as interações que ocorrem no nível de célula única. O método aqui apresentado se soma às abordagens para estudar interações entre espécies, focando nas mudanças de movimento, viabilidade celular e expressão genética de células únicas dentro de uma comunidade coculturada ao longo do tempo.

As interações unicelulares podem diferir amplamente das interações que ocorrem em uma comunidade em massa de células. Através da análise unicelular, a heterogeneidade dentro de uma comunidade pode ser quantificada para estudar como a colocação espacial das células influencia a dinâmica da comunidade ou como os níveis de expressão genética e proteica mudam dentro de membros individuais de um grupo. O rastreamento de células também pode fornecer informações sobre como células únicas se movem e se comportam ao longo do tempo, através de várias gerações. Ao rastrear o movimento celular e as alterações na expressão genética simultaneamente, correlações podem ser feitas entre flutuações genéticas e fenótipos correspondentes. Foram descritos protocolos anteriores para o estudo de espécies bacterianas individuais no nível de células únicas. Esses estudos aproveitam as células de imagem ao vivo ao longo do tempo em um único plano, e têm sido úteis para observar fenótipos como divisão celular e suscetibilidade a antibióticos19,,20. Foram utilizadas microscopia suplementar de imagem viva para monitorar o crescimento, a motilidade, a colonização superficial e a formação de biofilmes de espécies bacterianas únicas21,,22,,23. No entanto, embora esses estudos tenham sido perspicazes para entender a fisiologia das bactérias na monocultura, os experimentos para observar o comportamento unicelular de múltiplas espécies bacterianas ao longo do tempo na cocultura são limitados.

Aqui, protocolos anteriores usados para imagens uni espécies foram adaptados para estudar interações entre P. aeruginosa e S. aureus. Esses organismos podem ser diferenciados sob contraste de fase com base em suas morfologias celulares(P. aeruginosa são bacilos e S. aureus são cocci). O desenvolvimento deste método recentemente possibilitou a visualização de comportamentos de motilidade não atribuídos anteriormente não atribuídos de P. aeruginosa na presença de S. aureus24. P. aeruginosa foi encontrado capaz de sentir S. aureus à distância e responder com movimentos de célula única aumentada e direcional em direção a aglomerados de células S. aureus. O movimento P. aeruginosa em direção a S. aureus foi encontrado para exigir o tipo IV pili (TFP), projeções semelhantes ao cabelo cuja extensão coordenada e retração geram um movimento chamado motilidade contração25.

Esses estudos demonstram a utilidade deste método para interrogar interações anteriores entre espécies. No entanto, a imagem em altas densidades celulares em pontos de tempo de interação posteriores é difícil, dado que camadas únicas de células não podem mais ser identificadas, o que coloca principalmente problemas durante a análise pós-imagem. Dada essa limitação, o método é mais adequado para interações anteriores que poderiam ser seguidas com ensaios macroscópicos tradicionais em densidades celulares mais altas representativas de interações posteriores. Limitações adicionais deste método incluem a natureza de baixo rendimento, uma vez que apenas uma amostra pode ser imageda de cada vez e o custo do microscópio, câmera e câmara ambiental. Além disso, a microscopia de fluorescência representa riscos para as células bacterianas como fototoxicidade e fotobleaching, limitando assim a frequência que as imagens de fluorescência podem ser adquiridas. Por fim, as almofadas de agarose utilizadas neste método são altamente suscetíveis a mudanças no ambiente, tornando-se crítico controlar condições como temperatura e umidade, dado que as almofadas podem começar a encolher ou expandir se as condições não estiverem corretas. Finalmente, embora este método não imite o ambiente hospedeiro, ele fornece pistas de como diferentes espécies bacterianas respondem em superfícies, que podem ser acompanhadas em ensaios projetados para imitar condições ambientais/hospedeiras.

Este método difere de estudos anteriores que rastreiam o movimento unicelular, na parte em que as células são inoculadas entre um deslizamento de tampa e uma almofada de agarose, restringindo as células à superfície. Isso permite o rastreamento de células ao longo do tempo em um único plano; no entanto, limita ciclos de engajamento transitório da superfície observados quando as células estão submersas no líquido26. Um benefício adicional das bactérias de imagem sob uma almofada de agarose é que ela imita ensaios de inoculação sub-superfície macroscópicas à base de placas usadas para examinar a motilidade de contração de P. aeruginosa 25. Neste ensaio, as células bacterianas são inoculadas entre o fundo de uma placa de Petri e o ágar, mantendo as células em um único plano enquanto se movem através do fundo do prato para fora do ponto de inoculação, assim como este protocolo de microscopia.

O protocolo de microscopia de lapso de tempo para visualização de interespécies interespécies aqui apresentadas consiste em 1) preparar a amostra bacteriana e a almofada de agarose, 2) selecionar configurações de microscópio para aquisição de imagens e 3) análise pós-imagem. A visualização detalhada do movimento e rastreamento do celular pode ser realizada por aquisição de imagens em intervalos curtos de tempo por contraste de fase. A microscopia de fluorescência também pode ser utilizada para determinar a viabilidade celular ou a expressão genética ao longo do tempo. Aqui, mostramos um exemplo de adaptação para microscopia de fluorescência através da adição de corantes de viabilidade às almofadas agarose.

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Protocolo

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NOTA: Uma descrição completa e números de catálogo para todos os suprimentos neste protocolo podem ser encontrados na Tabela de Materiais.

1. Preparação de mídia mínima M8T

  1. Prepare 1 L de base de sais mínimos M8 (5x) dissolvendo 64 g de Na2HPO4·7H2O, 15 g de KH2PO4e 2,5 g NaCl em 800 mL de água ultrauso (UPW, resistência 18 MΩ/cm) em uma garrafa de 2 L. pH para 7,6. Volume completo para 1 L com UPW. Autoclave por 45 min.
  2. Prepare 500 mL de uma solução de glicose (20% c/v) dissolvendo 100 g de glicose em 400 mL de UPW em uma garrafa de 1 L. Solução completa para 500 mL com UPW. Autoclave por 45 min.
  3. Prepare 500 mL de uma solução de triptona (20% w/v) dissolvendo 100 g de triptona em 400 mL de UPW. Complete até 500 mL com UPW. Autoclave por 45 min.
  4. Prepare 1 L de M8 + 10% de triptona (M8T) de mídia mínima adicionando 200 mL de sais mínimos 5x M8 (1x final), 10 mL de 20% de glicose (0.2% final), 1 mL de 1 M MgSO4 (final de 1 mM) e 50 mL de 20% de triptona (1% final) a 600 mL de UPW. Complete a 1 L com UPW. Filtre através de um filtro estéril de 0,2 μm em uma garrafa de armazenamento de mídia estéril de 500 mL.

Dia 1º:

2. Preparação de culturas bacterianas durante a noite

  1. Inocular 5 mL de mídia mínima M8T com uma única colônia de P. aeruginosa ou S. aureus (incluindo antibióticos quando apropriado) e incubar durante a noite a 37 °C com aeração por não mais do que 16 h.
    NOTA: Os patógenos bacterianos P. aeruginosa e S. aureus foram utilizados para este método, pois são comumente coisolados de infecções crônicas, e estudar suas interações é importante para entender como eles contribuem para os desfechos dos pacientes durante infecções polimicrobianas. Outras espécies bacterianas poderiam ser utilizadas dependendo do foco do estudo.

Dia 2:

3. Subcultura de cepas bacterianas

  1. Subcultura P. aeruginosa 1:500 e S. aureus 1:1000 em 5 mL de M8T fresco (inclua antibióticos quando apropriado). Incubar com aeração a 37 °C até que as culturas atinjam a fase de registro médio (OD600 = ~0,3 - 0,5).

4. Preparação de materiais para moldes de almofadas

  1. Prepare espátulas metálicas aquecendo a extremidade de uma espátula de laboratório plana e arredondada com um queimador de Bunsen até que metade da extremidade plana possa ser dobrada para um ângulo de 90°. Aqueça a extremidade de outra espátula de laboratório plana e arredondada e dobre ligeiramente os últimos 10 mm para um ângulo de 45 °C.
  2. Corte os quatro cantos dos moldes de silicone para que os moldes se encaixem dentro de um prato de 35 mm.
  3. Esterilize as espátulas e um par de pinças adicionando 70% de etanol e passando-as através da chama do queimador Bunsen.
  4. Limpe o prato e os moldes de silicone com 70% de etanol e seque-os com lenços de linlho.

5. Preparação de almofadas de agarose

NOTA: As almofadas são preparadas com a mídia mínima M8T como fonte de nutrientes para as bactérias utilizadas neste protocolo. No entanto, os nutrientes utilizados nas almofadas podem ser modificados para diferentes organismos.

  1. Derreta 2% de baixa derretimento em 10 mL de M8T em um frasco limpo de 50 mL Erlenmeyer. Micro-ondas em intervalos curtos (2-5 s) até que a agarose esteja em solução, a fim de evitar que o conteúdo do frasco ebuleque. Uma vez derretido, deixe esfriar em um banho de água de 50 °C por pelo menos 15 min.
  2. Prepare os moldes alinhando o recorte de silicone com a abertura na antena de 35 mm e bata levemente com espátula para fixar o silicone no prato, e para remover todas as bolhas de ar entre o molde e o prato.
  3. Uma vez fria, pipeta 915 μL de agarose derretida no molde. Deixe a tampa entreaberta e deixe a almofada secar à temperatura ambiente por 30 minutos.
  4. Cubra o prato com a tampa e deixe em temperatura ambiente por mais 2 h.
  5. Prepare os limpadores de umidade enrolando firmemente um lenço sem fiapos. Coloque o lenço enrolado dentro de uma placa de Petri estéril e adicione uniformemente 500 μL de água estéril através do lenço. Aqueça a 37 °C por 1h.
  6. Aqueça a almofada e um prato estéril de 35 mm até 37 °C por 1h.

6. Preparação de células bacterianas e almofadas inoculantes

  1. Meça o OD600 de cada subcultura e dilua P. aeruginosa a um OD600 = 0,03 e S. aureus a um OD600 = 0,10 em M8T prewarmed a 37 °C. Misture P. aeruginosa e S. aureus em uma proporção de 1:1 e vórtice.
    NOTA: Se as cepas necessitarem de antibióticos, os antibióticos podem ser adicionados à subcultura durante a noite, mas não devem ser adicionados ao misturar espécies para imagens se afetar as outras espécies na cocultura. A estabilidade plasmida e os efeitos dos antibióticos em todas as espécies da cocultura precisarão ser determinados para cada organismo/plasmídeo que está sendo usado.
  2. Pipeta 1 μL de cocultura uniformemente através do fundo de um prato de deslizamento de vidro pré-aquecido e estéril de 35 mm.
  3. Remova o recorte de silicone do molde usando pinças estéreis.
  4. Retire a almofada do prato usando espátulas estéreis.
    1. Deslize a espátula ligeiramente dobrada sob a borda da almofada, enquanto segura o molde de cabeça para baixo, para deixá-la em uma tampa de placa de Petri estéril.
      NOTA: Tome cuidado para não forçar o bloco para fora ou ele vai rasgar. Mantenha o controle de que lado da almofada está o fundo.
  5. Transfira a almofada para o prato com as células bacterianas, de baixo para baixo, deslizando a espátula angular de 90° sob a almofada e colocando-a em cima do deslizamento de cobertura inoculado. Use a espátula angular de 90° para fazer a almofada lavar contra a mancha de cobertura e pressionar suavemente quaisquer bolhas de ar.
  6. Remova o excesso de umidade dos lenços umedecidos e coloque ao redor da borda do prato, certificando-se de que ele não toque na almofada. A amostra está pronta para a imagem.

7. Configuração do microscópio para imagens ao vivo

  1. Câmara ambiental quente a 37 °C pelo menos 2 h antes da configuração experimental.
  2. Ligue todos os componentes, incluindo microscópio, computador e fontes de luz para imagens de brightfield e fluorescência.
  3. Abra o software de imagem e certifique-se de que as fontes de luz estejam conectadas e funcionando.
  4. Execute a iluminação Köhler27 para alinhar todos os planos de imagem.
    1. Primeiro, trazer coberturas marcadas em foco com um objetivo de 20x usando um prato "manequim". Certifique-se de que a torre condensadora está definida na posição "aberta".
      NOTA: A iluminação de Köhler deve ser realizada para cada objetivo/amostra único para alinhar adequadamente os planos de imagem. No entanto, o foco e o alinhamento com o prato "manequim" na ampliação mais baixa acelera a configuração em amostras ao vivo em maior ampliação para limitar o tempo entre o tempo de configuração e o início do experimento.
    2. Concentre o condensador.
      1. Feche o diafragma de campo.
        NOTA: Uma abertura em forma de octógono deve aparecer. Se o condensador estiver completamente fora de foco, todo o campo de visão (FOV) parecerá escuro.
      2. Gire os botões de foco do condensador até que as bordas do octógono fiquem nítidas.
        NOTA: A intensidade da luz aumentará à medida que os planos de imagem se aproximarem do alinhamento correto.
    3. Alinhe o condensador.
      1. Centralizar o condensador de campo ajustando os botões de alinhamento.
        NOTA: O octógono deve ser centrado no meio do FOV. Os botões de alinhamento diferem dependendo do microscópio. Por exemplo, alguns condensadores de microscópio têm botões, enquanto outros têm parafusos que requerem uma chave de fenda.
    4. Concentre o filamento da lâmpada e ajuste a abertura do condensador.
      1. Coloque um telescópio de fase ou lente Bertrand no caminho da luz para observar o plano focal traseiro do objetivo.
        NOTA: Deve haver dois círculos concêntricos.
      2. Gire o botão de foco da lente Bertrand até que os anéis pareçam nítidos.
      3. Remova a lente Bertrand do caminho da luz.
    5. Abra o diafragma de campo até que o octógono esteja fora do FOV.
    6. Mude para o objetivo de 100x e deslize o anel de fase correspondente no lugar antes de adicionar uma gota de óleo de imersão, e coloque o prato de amostra preparado por cima.
    7. Realize a iluminação Köhler no objetivo de 100x com o prato de amostra bacteriana.
  5. Concentre-se apenas nas bactérias usando o ajuste fino. Uma vez que as bactérias no FOV estejam focadas através da ocular, mude o caminho da luz para a câmera pressionando o botão da câmera no microscópio.
  6. Clique na opção Fase no software de imagem.
  7. Ajuste a porcentagem de luz LED DIA emitida selecionando a fonte de luz no software e digitando manualmente a porcentagem de luz desejada a ser usada ou deslizando a barra na escala de porcentagem de luz.
  8. Ajuste o tempo de exposição da luz LED DIA clicando na fonte de luz e digitando manualmente o tempo de exposição desejado ou selecionando um tempo de exposição do menu suspenso fornecido.
    NOTA: O tempo de exposição varia dependendo da câmera que está sendo usada.
  9. Se estiver usando fluorescência, ajuste as configurações da câmera em cada canal correspondente (ou seja, TxRed, GFP), clicando no canal fluorescente de interesse.
    1. Defina a porcentagem de luz de fluorescência emitida e ajuste o tempo de exposição (conforme realizado nas etapas 7.7 e 7.8 para luz LED DIA).
    2. Alternativamente, altere a profundidade do bit para ajustar o intervalo dinâmico selecionando uma das outras opções de profundidade de bit no menu suspenso dos controles de visualização.
  10. Escolha as posições de interesse XY clicando na opção XY no menu de controles de aquisição.
    1. Mova a posição do palco com o joy stick, ou clicando e arrastando o FOV na tela, e clique na caixa vazia para salvar as coordenadas X e Y de uma posição específica.
      NOTA: A seleção de não mais do que três posições XY diferentes, o mais próxima possível, é recomendada para aquisição de lapso de tempo.
  11. Ligue o sistema de foco perfeito (PFS) clicando na caixa PFS na guia XY do menu de controle de aquisição ou pressionando o botão PFS no painel de controle joy stick.
  12. Gire os botões de ajuste fino para focar nas células bacterianas.
  13. Clique no botão PFS para cada posição XY, uma vez que as células estejam no plano de foco desejado.
    NOTA: O PFS compensa a deriva no eixo Z durante experimentos de lapso de tempo. Isso é necessário para manter o foco das células bacterianas ao longo do tempo. Diferentes fabricantes têm diferentes sistemas de compensação.
  14. Escolha as condições de aquisição de imagem, incluindo intervalo de aquisição e frequência para cada canal (por exemplo, contraste de fase e cada fluoróforo) selecionando entre as opções no menu de controles de aquisição.
    NOTA: Para os experimentos aqui apresentados, as imagens de contraste de fase são adquiridas em intervalos a cada 5-10 s, enquanto as imagens de fluorescência nos canais GFP e TxRed são adquiridas a cada 20 minutos.
  15. Comece a fotografar assim que as configurações do microscópio e da aquisição forem configuradas.

8. Opcional: Modificações para imagens ao vivo/mortas

  1. Derreta 2% de agarose em 10 mL de M8T e deixe esfriar em banho de água de 50 °C por pelo menos 15 min.
  2. Adicione 1 mM de iodeto de propidium à agarose derretida.
  3. Uma vez resfriado, pipeta 915 μL de agarose no molde preparado.
  4. Deixe a tampa entreaberta e deixe o bloco secar à temperatura ambiente por 30 minutos. Proteja-se contra a luz.
  5. Cubra o prato com a tampa e deixe em temperatura ambiente por mais 2 h.
  6. Prepare os lenços de umidade.
    1. Enrole um papel sem fiapos para limpar firmemente.
    2. Coloque o lenço em uma placa de Petri estéril e adicione 500 μL de água estéril ao lenço.
    3. Incubar a 37 °C por 1 h.
  7. Incubar a almofada e um prato estéril de 35 mm a 37 °C por 1h.
  8. Prossiga para vacinar o prato conforme indicado na seção 6: Preparação de células bacterianas e almofadas inoculantes.

9. Análise de dados

  1. Identificação de células
    1. Abra o arquivo de imagem no software de imagem e corte o arquivo para incluir apenas os quadros a serem usados para rastreamento, ampliado para as células de interesse e apenas no canal de contraste de fase.
      NOTA: O arquivo cortado pode ser salvo como um novo arquivo no qual os dados de rastreamento podem ser armazenados sem interferir no arquivo original.
    2. Selecione a opção de escolher regiões de interesse (ROI) no menu de controles de análise e defina ROIs traçando células bacterianas individuais ou aglomerados de células no primeiro quadro a ser usado para análise.
      NOTA: Os ROIs podem ser definidos manualmente ou como binários.
      1. Definir manualmente o ROI
        1. Rastreie o perímetro de cada célula bacteriana individual ou aglomerados de células para definir manualmente os ROIs.
          NOTA: No software de análise, P. aeruginosa, ou outras células em forma de vara, podem ser traçadas manualmente selecionando o ROI de Elipse e desenhando uma elipse ajustada ao tamanho da célula bacteriana. Alternativamente, a opção ROI polygon pode ser selecionada para rastrear ROIs não-tradicionais, como clusters de células.
      2. Identificar ROIs binários
        1. Clique na opção Binário para ROI para definir ROIs binários.
          NOTA: Os objetos são definidos em uma camada binária baseada na separação das células bacterianas pixeladas mais escuras do fundo pixelado mais claro no canal de contraste de fase.
        2. Para limiar das células, selecione a opção Limiar no menu de controles de análise. Selecione o canal de interesse e deslize as barras no histograma de fluorescência para ajustar os valores do intervalo de limiar.
          NOTA: A identificação binária de objetos para ROIs também pode ser definida em imagens fluorescentes, cortando as células bacterianas. O limiar estabelece quais intensidades de fluorescência são consideradas objetos e quais intensidades de fluorescência constituem o fundo.
  2. Rastreamento celular
    1. Para acompanhar manualmente os ROIs, selecione o próximo quadro na sequência de imagens e ajuste a posição dos ROIs clicando e arrastando cada ROI para se alinhar com a nova posição da célula bacteriana original.
      NOTA: Se as células bacterianas não mudaram de posição, os ROIs não precisam ser movidos.
    2. Repita em todos os quadros sequenciais para quais células devem ser rastreadas.
    3. À medida que as células se dividem, defina as células filhas como novos ROIs, como descrito na etapa 9.1, e comece a rastrear as células recém-divididas.
      NOTA: Se as células forem identificadas como binárias, use a função Track Binaries para rastrear automaticamente os ROIs em quadros selecionados.
    4. Uma vez que as células tenham sido rastreadas através de todos os quadros selecionados, exporte os dados a serem analisados.
    5. Abra a planilha de dados e identifique as medidas necessárias para análise (ou seja, velocidade do objeto, aceleração ou comprimento do caminho).
      NOTA: No caso de medir a direcionamento, são necessárias as medidas de comprimento do caminho e comprimento da linha. O Comprimento da Linha é uma medida da distância euclidiana, ou a distância reta da origem da pista até a borda da colônia S. aureus. O Comprimento do Caminho é uma medição da distância acumulada, ou a soma dos segmentos de faixa de todos os quadros. A direção pode ser calculada como uma razão da distância euclidiana, D(E), (Comprimento da Linha), sobre a distância acumulada, D(A), (Comprimento do Caminho).
  3. Quantificação da fluorescência
    1. Defina ROIs para células bacterianas fluorescentes conforme descrito na etapa 9.1.
    2. Repita o rastreamento ou o movimento de ROIs para células bacterianas ou aglomerados nos quadros fluorescentes restantes.
    3. Exporte a tabela gerada para um arquivo de planilha para análise da intensidade fluorescente.
    4. Na planilha de dados, procure a coluna com "Intensidade Média" que representa a intensidade média de fluorescência para o ROI de células bacterianas rastreadas.
    5. Gráfico dos valores de intensidade média para olhar para as mudanças na fluorescência ao longo do tempo.
      NOTA: As mudanças na fluorescência ao longo do tempo representam a flutuação da expressão genética para o gene de interesse fluorescentemente rotulado.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O uso bem-sucedido do método descrito resultará em uma série de quadros que geram um vídeo no qual as interações entre espécies podem ser observadas ao longo do tempo. O esquema na Figura 1 fornece um visual para destacar os principais passos envolvidos na preparação de materiais para imagem. O uso deste método permitiu a demonstração de células P. aeruginosa exibindo diferentes comportamentos na monocultura versus na cocultura com S. aureus. Em comparação com as células

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Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os métodos aqui apresentados descrevem um protocolo para imagens de células vivas de interações de espécies bacterianas no nível unicelular com modificações para outras aplicações, incluindo rastreamento celular e viabilidade celular de monitoramento. Este método abre novos caminhos para o estudo de comportamentos unicelulares de microrganismos na cocultura com outras espécies ao longo do tempo. Especificamente, o protocolo demonstra a utilidade deste método de cocultura na observação de comportamentos de superfície bact...

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Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram que não têm nada a revelar.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabalho foi apoiado por financiamento do Prêmio de Transição Pós-Doutor-Faculdade da Fundação Cystic Pós-Docente LIMOLI18F5 (DHL), Prêmio de Recrutamento de Faculdades Juniores da Fundação Cística Júnior LIMOLI19R3 (DHL) e Bolsa de Treinamento NIH T32 5T32HL007638-34 (ASP). Agradecemos a Jeffrey Meisner, Minsu Kim e Ethan Garner por compartilharem protocolos iniciais e conselhos para imagens e fazer almofadas.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Agarose pads
35 mm Prato de Fundo de Vidro com Micro-poço de 20 mm #1.5 Vidro de CoberturaCellvisD35-20-1.5-NUm para moldes de almofada de agarose, um para experimento
KimWipesKimberly-Clark Professional06-666A
Low-Melt AgaroseNu-Sieve GTG/Lonza50081Para fazer almofadas de
agaroseEspátulas de fundo redondoVWR82027-492
Espátulas cónicas redondasVWR82027-530
Isoladores de silicone, Press-to-Seal, 1 poço, diâmetro D 2,0 mm 20 mm, silicone/adesivoSigma-AldrichS6685-25EAPara moldes de almofada de agarose
Placas de Petri estéreis, 85 mmKord-Valmark /vendido por RPI2900
PinçasVWR89259-944
M8T Mídia Mínima
D (+) GlicoseRPIG32045
KH2PO4RPIP250500
MgSO4Sigma-Aldrich208094
NaClRPIS23025
Na2HPO4.7H2OSigma-Aldrich230391
TriptonaBD BiosciencesDF0123173
Microscópio
Andor Sona 4.2B-11Andor77026135Camera. 4.2 Megapixel Retroiluminado sCMOS, 11 μ m pixel, 95% QE, 48 fps, USB 3.0, montagem F.
Cubo de filtro GFPNikon96372Cubo de filtro
Cubo de filtro TxRedNikon96375Cubo de filtro
H201-NIKON-TI-S-EROkolab77057447Incubadora de palco
Nikon NIS-Elements AR com rastreamento GA3 e 2D e 3DNikon77010609, MQS43110, 77010603, MQS42950Software para análise de dados
Nikon Ti2 EclipseNikonMicroscópio modelo Ti2-E
CFI Plan Apo ƛ Objetiva 20x (0.75NA)NikonMRD00205Objetiva
CFI Plano Apo ƛ Objetiva 100x óleo Ph3 DM (1.45NA)NikonMRD31905Objective
ThermoBox com aquecedores de ventilador embutidosTokai HitTI2TB-E-BKGabinete
Cepas bacterianas
Pseudomonas aeruginosa PA14 (WT)PMID: 7604262Prototrófico não mucoide
Pseudomonas aeruginosa PA14 (WT) pSMC21 (Ptac-GFP)PMID: 9361441
Pseudomonas aeruginosa PAO1 (WT) pPrpoD-mKate2PMID: 26041805
Staphylococcus aureus USA300 LAC (WT)PMID: 23404398USA300 CA-Meticilina resistente à cepa LAC sem plasmídeos
Staphylococcus aureus USA300 LAC (WT) pCM29 (sarAP1-sGFP)PMID: 20829608
Staphylococcus aureus USA300 LAC Δ agrBDCAPMID: 31713513
Viabilidade
Propidium IodideInvitrogenL7012VIVO/MORTO™ BacLight™ Kit de Viabilidade Bacteriana

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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