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Artigo de método

Modelo de Retinopatia Induzida por Oxigênio para Doenças Isquêmicas da Retina em Roedores

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DOI:

10.3791/61482

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16 de setembro de 2020

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1Faculty of Medicine and Health Technology, Tampere University & Tampere University Hospital, 2Experimentica Ltd, 3Eye Centre, Tampere University Hospital

Neste artigo

Resumo

A retinopatia induzida pelo oxigênio (OIR) pode ser usada para modelar doenças isquêmicas da retina, como a retinopatia da prematuridade e a retinopatia diabética proliferativa e servir de modelo para estudos de prova de conceito na avaliação de drogas antiangiogênicas para doenças neovasculares. O OIR induz a neovascularização robusta e reprodutível na retina que pode ser quantificada.

Resumo

Um dos modelos comumente usados para retinopatias isquêmicas é o modelo de retinopatia induzida pelo oxigênio (OIR). Aqui descrevemos protocolos detalhados para a indução do modelo OIR e suas leituras em camundongos e ratos. A neovascularização da retina é induzida em OIR expondo filhotes de roedores à hiperoxia (camundongos) ou a níveis alternados de hiperoxia e hipóxia (ratos). As leituras primárias desses modelos são do tamanho das áreas neovasculares (NV) e avasculares (AVA) na retina. Este modelo in vivo pré-clínico pode ser usado para avaliar a eficácia de potenciais drogas anti-angiogênicas ou para abordar o papel de genes específicos na angiogênese da retina usando animais geneticamente manipulados. O modelo tem alguma variação específica de tensão e fornecedor na indução OIR que deve ser levada em consideração ao projetar os experimentos.

Introdução

Modelos experimentais confiáveis e reprodutíveis são necessários para estudar a patologia por trás de doenças oculares angiogênicas e desenvolver novas terapêuticas para essas doenças devastadoras. A angiogênese patológica é a marca registrada para a degeneração macular relacionada à idade úmida (DM) e para muitas doenças isquêmicas da retina entre elas a retinopatia da prematuridade (ROP), a retinopatia diabética proliferativa (PDR) e a oclusão da veia retinária (RVO)1,2,3,4. As retinas humanas e roedores seguem um padrão de desenvolvimento semelhante, já que tanto a retina humana quanto a roedora estão entre os últimos tecidos vascularizados. Antes que a vasculatura da retina se desenvolva completamente, a retina recebe seu suprimento de nutrientes a partir da vasculatura hialoide, que, por sua vez, regrede quando a vasculatura da retina começa a se desenvolver1,2. No desenvolvimento vascular humano, a retina é concluída antes do nascimento, enquanto nos roedores o crescimento da vasculatura da retina ocorre após o nascimento. Uma vez que o desenvolvimento vascular da retina ocorre postnatalmente em roedores, fornece um sistema modelo ideal para estudar a angiogênese2,3. Os roedores recém-nascidos têm uma retina avascular que se desenvolve gradualmente até que o desenvolvimento completo da retina vascular seja alcançado até o final da terceira semana pós-natal4. Os vasos sanguíneos em crescimento do camundongo neonatal são plásticos, e sofrem regressão durante o estímulo da hiperoxia5.

O ROP é a principal causa de cegueira infantil nos países ocidentais, pois afeta quase 70% dos bebês prematuros com peso ao nascer abaixo de 1.250 g6,7. O ROP ocorre em bebês prematuros que nascem antes que os vasos da retina completem seu crescimento normal. O ROP progride em duas fases: na Fase I, o nascimento prematuro atrasa o crescimento vascular da retina onde, após a fase II, a vascularização inacabada da retina em desenvolvimento causa hipóxia, o que induz a expressão de fatores de crescimento angiogênico que estimulam o crescimento de novos e anormais vasos sanguíneos8. O modelo OIR tem sido um modelo amplamente utilizado para estudar a fisiopatologia do ROP e outras retinopatias isquêmicas, bem como para testar novos candidatos a drogas2,3,9. É amplamente considerado como um modelo reprodutível para a realização de estudos de prova de conceito para potenciais drogas antiangiogênicas para doenças oculares e não oculares. Os dois modelos de roedores, ou seja, o OIR de rato e rato diferem em seu modelo de indução e fenótipo da doença. O modelo de rato imita o fenótipo ROP com mais precisão, mas o modelo do mouse fornece um modelo mais robusto, rápido e reprodutível para neovascularização da retina (NV). No modelo do mouse, a NV se desenvolve para a retina central. Essa leitura patológica é importante em estudos de eficácia farmacológica para muitas retinopatias isquêmicas, como PDR, RV e DM exudativa, bem como para doenças angiogênicas não oculares, como o câncer. Além disso, a disponibilidade de camundongos geneticamente manipulados (transgênicos e nocautes) torna o modelo OIR do mouse uma opção mais popular. No entanto, nem o modelo de OIR de rato nem rato cria fibrose retinenta, que é típica em doenças humanas.

O entendimento de que altos níveis de oxigênio contribuem para o desenvolvimento da ROP na década de 195010,11 levou ao desenvolvimento de modelos animais. Os primeiros estudos sobre o efeito do oxigênio na vasculatura da retina foram feitos em 195012,13,14 e até a década de 1990 houve muitos refinamentos para o modelo OIR. A pesquisa de Smith et al. em 1994 estabeleceu um padrão para o modelo OIR do rato atual que separa a hialoidopatia da retinopatia15. Uma ampla adoção do método para quantificar a vaso-obliteração e o NV patológico por Connor et al. (2009) aumentou ainda mais sua popularidade16. Neste modelo, os camundongos são colocados a 75% de oxigênio (O2) por 5 dias em P7, seguidos por 5 dias em condições normóxidas. A hiperoxia de P7 a P12 faz com que a vasculatura da retina regreda na retina central. Ao retornar às condições normóxicas, a retina avascular torna-se hipóxica (Figura 1A). Devido aos estímulos hipóxicos da retina central avascular, alguns dos vasos sanguíneos da retina brotam em direção ao vítreo, formando nv pré-retinal, chamado tufos pré-semanais2,3. Estes tufos são imaturos e hiperpermeáveis. A quantidade de NV atinge picos em P17, após o qual ele regrede. A retina é totalmente revascularizada e a NV é totalmente regredida por P23 - P25 (Figura 2A)2,3.

O modelo OIR de rato (utilizando níveis variados de O2) foi descrito pela primeira vez na década de 1990 mostrando que níveis variados de O2 a 80% e 40% causam mais NV pronunciado do que abaixo de 80% O2 exposição constante17. Mais tarde, descobriu-se que o modelo de hipóxia intermitente, onde O2 é ciclou da hiperoxia (50%) à hipóxia (10-12%), causa ainda mais NV do que o modelo 80/40% O2 18. No modelo 50/10%, os filhotes de rato são expostos a 50% durante 24 horas, seguidos por 24 horas em 10% O2. Esses ciclos são continuados até P14, quando os filhotes de rato são devolvidos às condições normóxicas(Figura 1B). Assim como em pacientes humanos de ROP, no modelo de ratos as áreas avasculares desenvolvem-se para a periferia da retina por causa do plexo vascular imaturo da retina(Figura 3).

Em ambos os modelos, os principais parâmetros que geralmente são quantificados são o tamanho de AVA e NV. Esses parâmetros são tipicamente analisados a partir de montagens planas de retina onde as células endoteliais são rotuladas4,16. Anteriormente, a quantidade de NV pré-retinal foi avaliada a partir de seções transversais da retina, contando vasos sanguíneos ou núcleos de células vasculares que se estendem até vítreos acima da membrana limitante interna. A maior limitação dessa abordagem é que não é possível quantificar os AVAs.

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Protocolo

O protocolo aqui descrito foi aprovado pelo Comitê Nacional de Ética Animal da Finlândia (número de protocolo ESAVI/9520/2020 e ESAVI/6421/04.10.07/2017).

1. Indução experimental de animais e modelo OIR do rato

NOTA: Use animais com acasalamento de tempo, por exemplo, camundongos C57BL/6J comumente usados, para fazer filhotes nascerem no mesmo dia. Utilize barragens de fomento, por exemplo, 129 cepas (129S1/SvImJ ou 129S3/SvIM) para amamentar os filhotes durante e após a indução da hiperoxia. Alternativamente, certifique-se de que há barragens de lactação extras disponíveis no caso de as barragens de enfermagem precisarem ser substituídas devido à exaustão. Restringir o tamanho do lixo a 6-7 filhotes para cada barragem ao usar ratos/barragens C57BL/6J (se as ninhadas forem maiores do que as que os filhotes tendem a ter ganho de peso restrito)16.

  1. Regissuir o peso dos animais antes e depois da indução da hiperoxia, e no momento do sacrifício.
  2. Certifique-se de que há comida suficiente no fundo da gaiola, para que as barragens tenham um fácil acesso aos alimentos.
  3. Adicione refrigerante com indicador de cor na parte inferior da câmara para absorver o excesso de CO2 quando um sistema de filtragem não for usado.
  4. Monitore a umidade e a temperatura dentro da câmara e mantenha a umidade entre 40 e 65%. Aumente a umidade da câmara, se necessário, colocando pratos com água no fundo da câmara (por exemplo, pratos de Petri).
  5. Calibrar o sensor O2 com 100% O2 e ar normal da sala.
  6. Coloque os ratos P7 em uma câmara e configure o nível O2 para 75%. Mantenha os ratos na câmara por 5 dias, até P12. Evite abrir a câmara durante a indução da hiperoxia. Verifique a pressão do gás do cilindro O2 e substitua o cilindro quando necessário. Monitore os animais durante a indução.
  7. Tire as gaiolas do rato da câmara e pese todos os filhotes. Agrupar os filhotes com base no peso para que cada grupo experimental tenha distribuição de peso semelhante em filhotes.

2. Indução experimental de animais e modelo OIR de rato (utilizando sistema semi-fechado)

NOTA: Use animais com acasalamento de tempo para que os filhotes nasçam no mesmo dia. Para o OIR de rato, use o aumento do tamanho do lixo, aproximadamente 18 filhotes/barragem, para obter indução suficiente de NV no modelo de rato. Filhotes de piscina de várias ninhadas para obter filhotes suficientes para cada ninhada.

  1. Registo o peso dos animais antes e depois da indução, e no momento do sacrifício.
  2. Certifique-se de que há comida suficiente no fundo da gaiola, para que as barragens tenham um fácil acesso aos alimentos.
  3. Adicione refrigerante com indicador de cor na parte inferior da câmara para absorver o excesso de CO2 quando o sistema de filtragem não for utilizado.
  4. Monitore a umidade e a temperatura dentro da câmara. Absorva umidade extra (gerada a partir de vários números de ratos) adicionando gel de sílica no fundo da câmara.
  5. Calibrar o sensor O2 com 100% N2 e ar normal da sala.
  6. Coloque os ratos na câmara em P0 (poucas horas após o nascimento). Defina o nível O2 para 50% e conecte O2 cilindros à câmara por 24 h. Depois disso, mude as configurações para 10% O2 e conecte o cilindro de nitrogênio (N2) à câmara por 24 h. Continue o ciclismo de 24h entre 50% e 10% níveis de O2 durante 14 dias.
  7. Monitore o consumo de gás e o bem-estar dos animais durante o estudo. Abra a câmara durante a troca entre 50/10% O2 e adicione mais comida e água, se necessário. Troque as gaiolas dos animais para limpar as durante a indução.
  8. Tire as gaiolas de ratos da câmara e pese todos os filhotes. Agrupar os filhotes com base no peso para que cada grupo experimental tenha distribuição de peso semelhante nos filhotes.

3. Administração de medicamentos (opcional)

NOTA: A rota de administração de medicamentos comumente usada em OIR é por tratamento intravitreal (ivt), em P12-P14 para camundongos e em P14 para ratos. Determine o dia do tratamento com base na configuração experimental. Quando várias ninhadas de filhotes são usadas em experimentos, divida os grupos de tratamento para ter animais de todas as ninhadas. De preferência, injete a droga em apenas um olho, e mantenha o olho contralateral como controle.

  1. Pesar os animais e fazer marcas de identificação na cauda e/ou orelha.
  2. Anestesiar o animal com anestesia injetável (por exemplo, mistura de cetamina e medetomidina, 30 mg/kg e 0,4 mg/kg para camundongos) ou com anestesia inalação (isoflurano a 2-3,5% de isoflurano e 200-350 mL/min de fluxo de ar). Verifique a profundidade da anestesia beliscando os dedos dos dedos. Mantenha o animal em uma almofada de aquecimento durante o tratamento.
  3. Para anestesia local, aplique uma gota de analgésico na pálpebra. Abra a pálpebra cuidadosamente com fórceps antes de realizar o ivt, enquanto ratos e ratos abrem os olhos em torno de P14. Aplique uma gota de analgésico (por exemplo, cloridrato de oxibuprocaina) na córnea.
  4. Aplique uma gota de iodo antes de conduzir a injeção de ivt.
  5. Para a injeção de ivt use uma seringa de vidro com uma agulha de 33-34 G presa. Pressione as pálpebras para baixo e aperte o globo ocular com fórceps. Faça a injeção posterior ao limbus, aproximadamente em agulha de ângulo de 45° apontando para o nervo óptico.
  6. Evite injetar mais de 1,0 μL no espaço intravitreal. Mantenha a agulha no lugar por 30 s depois de injetar a droga para evitar o refluxo da solução injetada.
  7. Examine o olho (por exemplo, com um oftalmofóscópio) para quaisquer complicações, como hemorragias ou danos na retina, após a remoção da agulha. Aplique pomada antibiótica em cima da córnea após a injeção.
    NOTA: O volume de injeção de ivt para camundongos deve ser de 0,5 – 1,0 μL.
  8. Inverta a anestesia (por exemplo, com um antagonista α2 para medetomidina (2,5 mg/kg) e devolva o filhote para a gaiola. Abrigar a ninhada normalmente até o final do estudo.

4. Imagem in vivo e eletroretinografia (opcional)

  1. Se desejar, realize imagens in vivo em animais vivos durante o período de seguimento para registrar alterações que se desenvolvem na retina durante as respostas angiogênicas. Por exemplo, realize a angiografia fluoresceína (FA) ou a microscopia confocrática a laser19 para visualizar a vasculatura(Figura 4). Use a tomografia de coerência óptica de domínio espectral (SD-OCT) para visualizar camadas de retina in vivo(Figura 4).
  2. Se desejar, investigue alterações funcionais em diferentes populações de células da retina após a indução de OIR por meio da eletroretina (ERG) (Figura 5).

5. Coleta de tecidos e preparação de montagens planas de retina

NOTA: Recolher os tecidos de acordo com a hipótese desejada da pesquisa. Para camundongos, colete as amostras, por exemplo, em P12 (para estudar vaso-obliteração após a fase hiperóxica) ou no período hipóxico (P13-P17). Colete as amostras de OIR do mouse em P17, que é o ponto de tempo mais comum para amostragem, para detectar o pico na quantidade de NV. Em OIR de rato, recolham as amostras em P18-P21 para observar a maior quantidade de NV(Figura 3).

  1. Pesar os animais antes da amostragem.
  2. Para rotular a vasculatura da retina, animais profundamente anestesiados podem ser transcardiais perfumados com FITC-dextran. (Alternativamente, colori a retina plana montada com Isolectina posteriormente).
  3. Sacrifique os animais usando overdose de drogas de anestesia (por exemplo, mistura de cetamina e medetomidina, 300 mg/kg e 4 mg/kg para camundongos) ou inalação de CO2.
  4. Colete os olhos dos animais agarrando atrás do globo ocular com fórceps curvas, corte o tecido ao redor dos olhos e levante o olho para fora da órbita.
  5. Incubar os globos oculares em recém-fabricados, filtrados 4% de paraformaldeído (em salina tamponada com fosfato, PBS) por 1-4 h. Retire o fixador e lave os globos oculares 3 x 10 min com PBS. Disseca as retinas imediatamente ou armazene-as em PBS a +4 °C.
    ATENÇÃO: O paraformaldeído é tóxico por inalação, em contato com a pele e se engolido. Leia a ficha técnica de segurança antes de trabalhar com ela.
    NOTA: Não aplique pressão no globo ocular durante a amostragem ou qualquer fase do processamento do tecido, a fim de evitar o descolamento da retina, se forem feitas seções transversais de globos oculares inteiros.
  6. Prepare montagens planas de retina para quantificar a quantidade de NV e o tamanho de AVAs. Alternativamente, processe os globos oculares/retinas para histologia, ou RNA ou análise de proteínas. Dissecar a retina sob um microscópio estéreo usando micro tesouras e fórceps.
    1. Coloque o globo ocular na PBS para mantê-lo úmido e perfurar o globo ocular no limbus com uma agulha (23G) e corte em torno de limbus com micro tesoura curva para remover íris e córnea.
    2. Coloque cuidadosamente a ponta da tesoura entre esclera e retina e corte esclera em direção ao nervo óptico. Faça o mesmo com o outro lado do globo ocular, e corte cuidadosamente/rasgue a esclera até que o copo de retina seja exposto. Retire a lente do copo de retina e adicione PBS ao copo.
    3. Remova todos os vasos hialoides, vítreos e detritos sem danificar a retina. Lave a retina adicionando PBS ao copo de retina. Realize quatro incisões (às 12, 3, 6 e 9 horas) na retina com micro tesoura reta para fazer uma estrutura semelhante a uma flor. Opcionalmente, faça os cortes com lâmina cirúrgica antes de montar as amostras. Levante a retina usando um pincel macio em uma placa de bem para coloração.
  7. Rotule a vasculatura da retina usando Isolectina B4 que mancha a superfície das células endoteliais (se os animais não foram perfundidos com FITC-dextran). Incubar as retinas no tampão de bloqueio (10% NGS + 0,5% Triton em TBS) por 1h e lavar com 1% de NGS + 0,1% Triton na TBS por 10 min. Incubar as retinas com corante fluorescente conjugado Isolectina B4 (5-10μg/ml) em 1% NGS + 0,1% Triton em TBS durante a noite a +4 °C enquanto protegido da luz.
    NOTA: Se desejar, rotule outras células, como células inflamatórias e pericílitos usando anticorpos específicos.
  8. Lave as retinas 3x por 10 min com 1% de NGS + 0,1% Triton em TBS e levante retinas em um slide microscópico, retina interna voltada para cima. Espalhe cuidadosamente a retina usando pincel macio e remova quaisquer vasos ou detritos hialoides restantes. Adicione o meio de montagem a um deslizamento de cobertura e coloque-o em cima da retina. Armazene retinas a +4 °C e proteja contra a luz.

6. Análise das montagens planas

  1. Faça imagens das montagens planas da retina usando um microscópio de fluorescência com objetivo de 10x. Foco no plexo vascular superficial e na neovascularização pré-retinal. Faça uma imagem de varredura de ladrilhos para capturar toda a retina e mesclar as varreduras de ladrilhos
  2. Quantifique as imagens medindo os AVAs, área de NV e área total da retina utilizando um programa de processamento de imagens (ver Tabela de Materiais).
    1. Desenhe os AVAs e a área total da retina usando uma ferramenta de desenho manual livre e selecione as áreas neovasculares usando uma ferramenta de seleção. O software mede as regiões de interesse em pixels, e as áreas de AVA e NV (expressas em pixels) podem ser usadas para calcular sua porcentagem em relação à área total da retina. Além disso, algumas ferramentas de software estão disponíveis para quantificar NV.
      NOTA: Recentemente, foram introduzidos programas de código aberto e totalmente automatizados para a quantificação dos principais valores das imagens OIR usando redes neurais de aprendizagem profunda e fornecem uma ferramenta confiável para quantificação reprodutível de AVA e NV reacionárias (por exemplo, https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64)20,21.
  3. Se usar anticorpos para detecção imunohistoquímica de populações celulares individuais, quantifique o número de células manchadas (como microglia, Figura 2B) a partir dos suportes planos da retina à mão ou por sistemas automatizados de análise de imagem, se desejar.

7. Estatísticas

  1. Analise dados normalmente distribuídos pelo teste t do Student ou ANOVA one-Way seguido pelo teste de comparações múltiplas de Dunnett ou Tukey, conforme apropriado. Use testes não paramétricos como teste Mann-Whitney U ou teste kruskal Wallis para dados não normalmente distribuídos. Considere diferenças estatisticamente significativas no nível P < 0,05.

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Resultados

O principal desfecho do modelo é o fenótipo vascular: o tamanho das AVAs e a quantidade de NV. No modelo OIR do camundongo, a vaso-obliteração ocorre na retina central (Figura 2A), enquanto no modelo de rato ele se desenvolve na periferia, ou seja, semelhante ao ROP22 humano (Figura 3A). Isso porque o plexo vascular superficial já se desenvolveu quando os camundongos são expostos à hiperoxia, enquanto no modelo de rato a retina é avascula...

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Discussão

A gravidade do fenótipo da doença depende tanto da cepa quanto mesmo do fornecedor nos modelos OIR de camundongos e ratos23. Isso sugere que há uma ampla variabilidade genotipa no desenvolvimento da patologia. Em geral, roedores pigmentados desenvolvem fenótipo mais severo do que os albinos. Por exemplo, a vasculatura de retina do albino BALB/c revasculariza-se rapidamente após a hiperoxia e não desenvolve NV em todos os24. Da mesma forma, em ratos, ratos da Noruega Marrom ...

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Divulgações

Os autores Maria Vähätupa, PhD, Niina Jääskeläinen, Marc Cerrada-Gimenez, PhD e Rubina Thapa são funcionários da Experimentica Ltd.

O autor Giedrius Kalesnykas, PhD, é um funcionário (Presidente e Diretor Executivo) e acionista da Experimentica Ltd. que oferece serviços de pesquisa de contratos empregando modelos OIR pré-clínicos usados neste artigo.

Tero Järvinen, M.D., PhD, e Hannele Uusitalo-Järvinen, M.D., PhD, não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Agradecemos a Marianne Karlsberg, Anne Mari Haapaniemi, Päivi Partanen e Anne Kankkunen pelo excelente apoio técnico. Este trabalho foi financiado pela Academia da Finlândia, Päivikki e Fundação Sakari Sohlberg, Fundação Tampere Tuberculosis, Fundação Médica Finlandesa, Fundação de Pesquisa do Distrito Hospitalar de Pirkanmaa e o Tampere University Hospital Research Fund.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
33 gauge, Agulha RN de Cubo Pequeno HamiltonCompany7803-05, 10mm, 25°, PS4Para injeção intravítrea
Adobe PhotoshopAdobe Inc.Para análise de imagem
Bomba de ar air100Eheim GmbH & Co. KG.143207Para anestesia por inalação
Unidade de anestesia 410 APUniventor Ltd.2360309Para anestesia por inalação
AnalaR NORMAPUR Soda cal VWRInternational Ltd22666.362Para controle de CO2 durante a indução do modelo
Attane Vet 1000 mg/gVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 17 05 79Para anestesia por inalação
EscovaPara preparação de montagens planas
GásPara sacrifício
Celeris D430 Sistema ERGDiagnosys LLC121Para in vivo ERG
Placas de cultura de célulasGreiner Bio-One International GmbH664 160Para preparação de montagens planas
Cepetor Vet 1 mg/mL VET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 08 78 96Para anestesia
LamínulasThermo Fisher Scientific15165452Para preparação de montagens planas
Gabinete InVivo Controlado por O2, Sistema de Filtrarion Aninal e DesumidificadorCoy Laboratory ProductsSistema fechado para indução de modelo de doença, opcional para sistema semi-fechado
E702 Sensor de O2BioSphenix, Ltd.E207, 1801901Para medição do nível de oxigênio
Tomógrafo de Coerência Óptica de Domínio Espectral Envisu R2200 (SD-OCT)Bioptigen, Inc.BPN000668Para imagens in vivo
Eye spearsBeaver-Visitec International, Inc.0008685Para injeção intravítrea e imagem in vivo
Flexilux 600LL Fonte de luz friaMikron11140Para injeção intravítrea ou coleta de tecidos
Sal de sódio fluoresceínaMerck KGaAF6377-100GPara imagens in vivo
Unidade de exaustão de gás (+Válvula dupla de 3 vias, máscaras faciais de camundongo e rato, filtro UNOsorb)UNO Roestvaststaal BVGEX 17015249Para anestesia por inalação
Seringa de vidro, Modelo 65 RNHamilton Company7633-01Para injeção intravítrea
HRA2 Angiógrafo de retina (FA)Heidelberg Engineering GmbHSpec-KT-05488Para imagem in vivo
Isolectina GS-IB4, Alexa Fluor 488 ConjugadoThermo Fisher ScientificI21411Para rotular a vasculatura retiniana em montagens planas
Ketaminol Vet 50 mg/mLIntervet International B.V.vnr 51 14 85Para anestesia
GásPara indução de modelos de doenças
Camundongos C57BL/6JRjJanvier LabsTambém outras cepas
Lâminas de microscópioThermo Fisher ScientificJ1800AMNZPara preparação de montagens planas Minims
Povidona Iodo 5% (unidade)Bausch & Lomb U.K Limitedvnr 24 11 304Para injeção intravítrea
GásPara indução de modelo de doença (rato)
Oftan Chlora 10 mg/gSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 01 11Para injeção intravítrea
Oftan Metaoksedrin 100 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 43Para in vivo ERG
Oftan Obucain 4 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 55 03 50Para injeção intravítrea
Oftan Tropicamida 5 mg/mlSanten Pharmaceutical Co., Ltd.vnr 04 12 36Para imagens in vivo
ProOx Modelo 110 O2 controlador e câmara animalBioSphenix, Ltd.803Para indução de modelo de doença, sistema semi-fechado, opcional para sistema fechado
ProOx Modelo P360 O2 controlador e câmara animalBioSphenix, Ltd.538Para indução de modelo de doença, sistema semi-fechado, opcional para sistema fechado
Rats CD(SD)Charles River LaboratoriesTambém outras estirpes possíveis
Reversor 5 mg/mLVET MEDIC ANIMAL HEALTH OYvnr 13 04 97Para reversão da anestesia
GelPara controlo da humidade durante a indução do modelo
Systane Ultra 10mlAlconTamro 2050250Para hidratação do olho
Systane Ultra unit 0,7mlAlconTamro 2064871Para hidratação do olho
Pipeta de transferênciaThermo Fisher Scientific1343-9108Para preparação de montagens planas
VENTI-Line VL 180 PRIME Forno de secagemVWRVL180S 170301Para secagem de sílica gel
VisiScope SZT350 EstereomicroscópioVWR481067Para injeção intravítrea ou coleta de tecido
dióxido de carbono oxigênio medicinal possíveis nitrogênio de sílica

Referências

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