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Artigo de método

Estratégia fosfoproteômica para traçar sinalização de estresse osmótico em Arabidopsis

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DOI:

10.3791/61489

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25 de junho de 2020

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1Department of Plant Biology, Carnegie Institute for Science, 2Graduate School of Pharmaceutical Sciences, Kyoto University, 3Department of Biochemistry, Purdue University, 4Department of Chemistry, Purdue University, 5Shanghai Center for Plant Stress Biology, CAS Center for Excellence in Molecular Plant Sciences, Chinese Academy of Sciences

Neste artigo

Resumo

Apresentada aqui é uma abordagem fosfoproteômica, ou seja, parar e ir extração baseada em fosfoproteômica, que fornece alta produtividade e cobertura profunda de fosfoproteome arabidopsis. Esta abordagem delineia a visão geral da sinalização de estresse osmótico em Arabidopsis.

Resumo

A fosforilação proteica é crucial para a regulação da atividade enzimática e expressão genética sob condição osmótica. A espectrometria de massa (masfoproteômica baseada em MS) transformou a maneira de estudar a transdução de sinal vegetal. No entanto, a exigência de muitos materiais iniciais e tempo de medição prolongado de MS para alcançar a profundidade da cobertura tem sido o fator limitante para o estudo de alto rendimento das mudanças fosfoproteômicas globais nas plantas. Para melhorar a sensibilidade e o throughput da fosfoproteômica vegetal, desenvolvemos uma abordagem de fosfoproteômica baseada em ponta (estágio) em conjunto com a rotulagem tandem mass tag (TMT) para a análise rápida e abrangente da perturbação da fosforilação vegetal em resposta ao estresse osmótico. Aproveitando a simplicidade e o alto rendimento da técnica de ponta de palco, todo o procedimento leva aproximadamente uma hora usando duas dicas para finalizar o enriquecimento de fosforpecida, fracionamento e etapas de limpeza de amostras, sugerindo uma facilidade de uso e alta eficiência da abordagem. Essa abordagem não só fornece uma análise de fosfoproteômica vegetal aprofundada (> 11.000 identificação de fosfopeptídeo), mas também demonstra a eficiência de separação superior (< 5% sobreposição) entre frações adjacentes. Além disso, o multiplexing foi alcançado usando rotulagem TMT para quantificar as alterações fosfoproteômicas de plantas mutantes desocuple tipo selvagem e snrk2. Esta abordagem tem sido usada com sucesso para revelar os eventos de fosforilação de cinesases semelhantes a Raf em resposta ao estresse osmótico, que lança luz sobre a compreensão da sinalização osmótica precoce em plantas terrestres.

Introdução

Alta salinidade, baixa temperatura e seca causam estresses osmóticos, que é um dos principais fatores ambientais que afetam a produtividade das plantas1,2. A fosforilação proteica é uma das modificações pós-translacionais mais significativas que mediam a percepção e transdução do sinal na resposta vegetal ao estresse osmótico3,4,5. A proteína quinase 2s (SnRK2s) relacionada ao SNF1 está envolvida na sinalização de estresse osmótico6. Nove dos dez membros da família SnRK2 mostram ativação significativa em resposta ao estresse osmótico7,8. O mutante snrk2.1/2/3/4/5/6/7/8/9/10 decuple(snrk2-dez) mutante com mutações em todos os dez SnRK2 exibiu hipersensibilidade ao estresse osmótico. No mutante snrk2-dec, o acúmulo induzido pelo estresse osmótico de inositol 1,4,5-trisfosfato (IP3),biossíntese de ácido abscisico (ABA) e expressões genéticas são fortemente reduzidas, destacando o papel vital do SnRK2s nas respostas ao estresse osmótico6. No entanto, ainda não está claro como os kinases SnRK2s regulam esses processos biológicos. Traçar o perfil das mudanças fosfoproteômicas em resposta ao estresse osmótico é uma maneira eficiente de preencher essa lacuna e delinear os mecanismos de defesa desencadeados pelo estresse osmótico nas plantas.

Espectrometria de massa (MS) é uma técnica poderosa para mapear o fosfoproteome vegetal9. A caracterização da fosfoproteômica vegetal, no entanto, continua sendo um desafio devido ao alcance dinâmico do proteome vegetal e à complexidade do lysatevegetal 4. Para superar esses desafios, desenvolvemos um fluxo de trabalho fosfoproteômico universal de plantas, que elimina interferências indesejadas, como pigmentos fotossintéticos e metabólitos secundários, e permite a cobertura profunda do fosfoproteomevegetal 10. Vários métodos de enriquecimento de fosfopeptídeos, como cromatografia de afinidade de íons metálicos imobilizados (IMAC) e cromatografia de óxido de metal (MOC) foram desenvolvidos para enriquecer fosfopeptídeos antes da análise de MS11,12,13,14,15,16. Os não fosfopeptídeos ácidos co-purificadores com fosfopeptídeos são as principais interferências para a detecção de fosfopeptídeos. Anteriormente, padronizamos o valor do pH e a concentração de ácido orgânico do tampão de carga IMAC para eliminar a vinculação de não fosfopeptídeos, para obter mais de 90% de especificidade de enriquecimento contornando a etapa de pré-fracionamento11.

A perda de amostras no processo de várias etapas de enriquecimento e fracionamento de fosfopeptídeo dificulta a sensibilidade da identificação de fosfopeptídeo e a profundidade da cobertura fosfoproteômica. As dicas de parassar e fazer extração (pontas de palco) são pontas de pipeta que contêm pequenos discos para tampar a ponta, que podem ser incorporadas com cromatografia para fracionamento de peptídeos e limpeza17. A perda amostral durante o procedimento da ponta de estágio pode ser minimizada evitando a transferência de amostras entre os tubos. Implementamos com sucesso a ponta de estágio em Ga3+-IMAC e Fe3+-IMAC para separar peptídeos múltiplos de fosfoiltos de fosforilados baixos de peptídeos fosfoilados, que melhoraram a profundidade do fosfoproteome humano15. Além disso, o uso de ponta de estágio de fase de fase de alta fase reversa de pH (Hp-RP) demonstrou a maior cobertura do proteome da membrana humana em comparação com a da forte troca de cation (SCX) e da forte cromatografia de troca de ânion (SAX)18. Portanto, integrar técnicas de ponta de estágio IMAC e Hp-RP pode aumentar a cobertura de fosfoprotetor de plantas com simplicidade, alta especificidade e alto rendimento. Demonstramos que essa estratégia identificou mais de 20.000 sítios de fosforilação de mudas arabidopsis, representando uma profundidade aprimorada de fosfoproteome vegetal19.

Aqui, relatamos um protocolo fosfoproteômico baseado em pontas de palco para perfil fosfoproteômico em Arabidopsis. Este fluxo de trabalho foi aplicado para estudar a perturbação fosfoproteômica de mudas mutantes do tipo selvagem e snrk2-dec em resposta ao estresse osmótico. A análise fosfoproteômica revelou os locais de fosforilação implicados na ativação da quinase e na sinalização de estresse osmótico precoce. A análise comparativa dos dados de fosfoproteome mutante do tipo selvagem e snrk2-dec levou à descoberta de uma cascata de quinase semelhante a Raf (RAF)-SnRK2, que desempenha um papel fundamental na sinalização de tensão dos osmore em plantas altas.

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Protocolo

1. Preparação da amostra

  1. Colher as mudas tratadas de controle e estresse (1 g) em uma folha de alumínio e congelar as amostras em nitrogênio líquido.
    NOTA: A maior concentração de proteínas é geralmente observada a partir de mudas de duas semanas de idade do que as de plantas maduras. Um grama de mudas gera aproximadamente 10 mg de proteína lysate, o que é suficiente para a análise de MS. Todas as etapas de centrifugação ocorrem a 16.000 x g na etapa 1.
  2. Triture mudas congeladas em pó fino usando uma argamassa e pilão cheias de nitrogênio líquido.
  3. Adicionar 1 mL de tampão de lise ((6 M guanidina-HCl em 100 mM Tris-HCl, pH 8.5) com 10 mM Tris (2-carboxyethyl)hidrocloreto de fosfina (TCEP), 40 mM 2-cloroacetamida (CAA), inibidor de protease e coquetéis inibidores de fosfatase) à argamassa e mistura com o auxílio do pilão.
  4. Transfira a planta para um tubo de 1,5 mL e aqueça a 95 °C por 5 min.
  5. Coloque o tubo no gelo por 10 minutos. Sonicar o tubo no gelo por 10 s, pausar por 10 s, e repetir três vezes.
  6. Centrifugar o tubo por 20 min e aliquot 150 μL de lisato de planta em um tubo de 1,5 mL.
  7. Adicione 600 μL de 100% de metanol no tubo. Vórtice e gire pelo tubo.
  8. Adicione 150 μL de 100% clorofórmio no tubo. Vórtice e gire pelo tubo.
  9. Adicione 450 μL de ddH2O no tubo. Vórtice e centrífuga do tubo por 3 minutos.
  10. Descarte a camada aquosa superior. Adicione 600 μL de 100% de metanol no tubo. Centrifugar o tubo por 3 minutos e, em seguida, descartar a solução.
  11. Lave pelotas de proteína com 600 μL de 100% de metanol. Descarte a solução e seque a pelota de proteína.
  12. Resuspend pelotas de proteína em 600 μL de tampão de digestão (12 mM desoxicolato de sódio (SDC)/12 mM de sódio lauroyl sarcosinate (SLS) em 100 mM Tris-HCl, pH 8.5). Sonicar o tubo até que a suspensão seja homogeneizada.
  13. Meça a concentração proteica utilizando um kit BCA e ajuste a concentração para 4 μg/μL com o tampão de digestão. Transfira 100 μL do lysato (400 μg de proteínas) para um novo tubo.
  14. Adicione 292 μL de 50 mM trietilamônio bicarbonato (TEAB) e 8 μL de Lys-C (2,5 Unidade/mL) ao tubo. Incubar o tubo a 37 °C por 3 h.
  15. Adicione 100 μL de 50 mM TEAB com 8 μg de trippsina ao tubo. Incubar o tubo a 37 °C por 12 h.
  16. Adicione 25 μL de ácido trifluoroacético de 10% (TFA) ao tubo. Vórtice e centrífuga do tubo por 20 min a 4 °C.
  17. Transfira o supernatante para uma coluna de desalte condicionada para desalting. Seque o elunato usando um concentrador de centrífuga a vácuo.
    NOTA: Ative a resina com 1 mL de metanol seguido de 1 mL de 0,1% TFA em acetonitrila de 80% (ACN). Lave o solvente orgânico com pelo menos 3 mL de 0,1% de TFA em 5% de ACN. Carregue amostras de peptídeo acidificados preparadas na etapa 1.16 na coluna e depois lave a coluna com pelo menos 3 mL de 0,1% TFA em 5% de ACN. Mais lavagens podem ser necessárias para amostras com altas concentrações de sal. Elute os fosfopeptídeos com 1 mL de 0,1% TFA em 80% ACN.

2. Etiqueta de Etiqueta de Massa Tandem (TMT)

  1. Resuspend os peptídeos secos em 100 μL de 200 mM 4-(2-hidroxiilo)-1-piperazineethanelfonic ácido (HEPES), pH 8.5.
  2. Dissolva o reagente TMT de cada canal (0,8 mgs) em 40 μL de ACN anidro. Vórtice o tubo de reagente TMT por 5 minutos e gire-o para baixo.
  3. Transfira 40 μL de TMT para o tubo de amostra e incubar por 1h à temperatura ambiente.
    NOTA: Neste experimento, o canal 126 a 128 foi rotulado com três réplicas biológicas de plantas sem tratamento de manitol, e o canal 129 a 131 foi rotulado com três réplicas biológicas de plantas com tratamento de manitol.
  4. Adicione 8 μL de 5% de hidroxilamina e incubar por 15 min.
  5. Misture 6 amostras em um tubo de 5 mL e adicione 14 μL de 10% TFA.
  6. Adicione 3.876 μL de 0,1% TFA ao tubo. Vórtice e girar para baixo.
  7. Transfira a solução para uma coluna de desalting condicionada para desalar. Seque o eluado usando um evaporador.

3. Preparação da ponta do estágio IMAC

  1. Use uma agulha de 16 G para penetrar um disco frit de polipropileno.
    NOTA: Segure o cortador perpendicular à superfície do disco e role o cortador algumas vezes para ter certeza de que o disco está completamente extirpado. Coloque o disco em uma placa de Petri para armazenamento. Coloque a agulha em uma ponta de pipeta de 200 μL e empurre o frit para a ponta usando um êmbolo.
  2. Pressione o frit suavemente na ponta usando um êmbolo para tampar a ponta.
    1. Coloque o disco frito em pontas com a mesma pressão, o que proporciona melhor reprodutibilidade. A reprodutibilidade da produção de pontas de palco é importante para a pressão constante das costas, o que afeta o tempo das etapas centrífugas e a reprodutibilidade entre as réplicas técnicas.
    2. Se as dicas de palco mostrarem alta pressão nas costas durante a etapa de condicionamento, descarte as pontas para evitar possíveis entupimentos de ponta ao carregar amostras. Pode ser que o disco possa ter sido pressionado com muita força na posição.
  3. Inverta a coluna de giro Ni-NTA e coloque em um tubo de 1,5 mL.
  4. Use um êmbolo para pressionar o frit de contas Ni-NTA suavemente e empurre as contas para dentro do tubo.
    NOTA: Certifique-se de empurrar o frit suavemente para evitar a perda potencial de contas ou adsorção na coluna de giro.

4. Preparação da ponta do estágio Hp-RP

  1. Prepare a ponta do estágio Hp-RP, conforme descrito para a ponta de palco do IMAC usando um disco C8.
    NOTA: Não aplique grande força ao disco porque pode resultar em um frit densamente embalado e aumentar a pressão traseira da ponta do palco. Todas as etapas de centrifugação ocorrem a 1.000 x g por 5 min na etapa 4.
  2. Suspenda 1 mg de contas C18 em 100 μL 100% de metanol e passe a solução de contas através da ponta.
  3. Adicione 20 μL de tampão 8 (80% ACN/20% 200 mM NH4HCO2, pH 10.0) à ponta do palco e passe tampão 8 através da ponta por centrifugação.
  4. Adicione 20 μL de Buffer A (200 mM NH4HCO2) à ponta do palco e passe o buffer A através da ponta por centrifugação.
    NOTA: Equilibre a centrífuga durante o uso e certifique-se de que a ponta do estágio Hp-RP não esteja completamente seca.

5. Preparação do adaptador de giro

  1. Use pinças de extremidade afiada para perfurar um orifício no centro da tampa de um tubo de 1,5 mL.
  2. Insira a ponta do estágio IMAC ou a ponta do estágio Hp-RP no orifício do adaptador de giro.
    NOTA: Certifique-se de que a ponta do palco não está perto da parte inferior do adaptador de giro.

6. Enriquecimento de fosforpecida usando ponta de palco IMAC

  1. Suspenda as contas Ni-NTA de 10 mg com 400 μL de tampão de carga (ácido acético de 6% (AA), pH 3.0) e carregue todas as contas em por ponta. Passe a solução através da ponta por centrifugação.
    NOTA: Todas as etapas de centrifugação ocorrem a 200 x g para 3 min na etapa 6, além da etapa 6.8.
  2. Carregar 100 μL de ácido edradiaminatoacético de 50 mM (EDTA) para retirar os íons de níquel da ponta do estágio IMAC e passar a solução através da ponta por centrifugação.
  3. Carregue 100 μL de tampão de carga até a ponta do palco e passe a solução através da ponta por centrifugação.
  4. Carregar 100 μL de 50 mM FeCl3 em 6% AA até a ponta do palco e passar a solução através da ponta por centrifugação. Os íons Fe3+ vão se passar pela ponta do estágio do IMAC.
  5. Carregue 100 μL de tampão de carga para condicionar a ponta do palco e passar a solução através da ponta por centrifugação.
  6. Carregue 100 μL de tampão de carga com peptídeos de amostra preparados na etapa 2.7 até a ponta do palco e passe a solução através da ponta por centrifugação.
    NOTA: Tome um novo tubo como adaptador de rotação para coletar o fluxo da amostra e armazene o fluxo no congelador para análise futura.
  7. Carregue 100 μL de tampão de lavagem (4,5% AA e 25% ACN) até a ponta do palco e passe a solução através da ponta por centrifugação.
  8. Realize a segunda lavagem com tampão de carga. Carregue 100 μL de tampão de carga até a ponta do palco e passe a solução através da ponta usando centrífuga de 1000 × g por 3 min.
    NOTA: Certifique-se de que o tampão de lavagem seja substituído por um tampão de carga na ponta do estágio para eliminar a perda de fosforpeptídeos durante a etapa de eluição. Equilibre a ponta do estágio IMAC antes da eluição do fosforpeptídeo para garantir que a concentração da ACN seja inferior a 5%.
  9. Apare a ponta do estágio IMAC na frente com uma tesoura e coloque a ponta de palco do IMAC aparada dentro da ponta Hp-RP. Certifique-se de que as duas camadas de pontas de palco não toquem na tampa da centrífuga.

7. Fracionamento de fosfopeptídeo usando ponta de estágio Hp-RP C18

  1. Adicione 100 μL de tampão de elução (fosfato de amônio de 200 mM (NH4H2PO4)) à ponta do estágio IMAC aparada e passe a solução através das duas camadas de pontas de estágio por centrifugação.
    NOTA: Se a solução não passar pela ponta do estágio, aumente a velocidade de rotação para baixo. Todas as etapas de centrifugação ocorrem a 1.000 x g por 5 min na etapa 7. Todos os buffers Hp-RP estão listados na Tabela 1.
  2. Descarte a ponta de estágio do IMAC usando uma pinça e adicione 20 μL de Buffer A à ponta do estágio Hp-RP e passe o buffer através da ponta por centrifugação.
    NOTA: Certifique-se de que todo o buffer de elução passe pela ponta do estágio IMAC antes de descartá-lo.
  3. Adicione 20 μL de Buffer 1 à fração elute 1 e colete o elunato em um novo tubo por centrifugação. Repita o processo com buffers 2, 3, 4, 5, 6, 7 e 8 para coletar cada fração em um novo tubo. Seque o eluado final de cada fração usando um concentrador de vácuo.
    NOTA: Prepare buffers de fracionamento frescos. Tome 8 novos tubos como adaptador de giro de cada fração. Colete o eluato de cada fração em um adaptador de giro diferente. Os fosforpeptídeos não são estáveis em condições básicas, por isso seque os elunatos por um concentrador ou acidificados por 10% de TFA imediatamente.

8. Análise e análise de dados LC-MS/MS

  1. Adicione 5 μL de ácido fórmico de 0,1% (FA) e analise a amostra por um espectrômetro de massa.
  2. Execute um gradiente de 90 min com 6-30% tampão B (80% ACN e 0,1% FA) para cada fração.
  3. Fragmente os peptídeos rotulados top 10 usando alta dissociação de energia de colisão (HCD). Complete uma pesquisa no banco de dados para identificar sites de fosforilação.
  4. Carregue os arquivos brutos no software MaxQuant, nomeie os experimentos e defina frações e PTM.
    NOTA: O tutorial do software MaxQuant pode ser encontrado em https://www.maxquant.org/.
  5. Selecione o ion MS2 no tipo de execução LC-MS/MS e TMT de 6plex como rótulos isobáricos. Habilite o filtro pela função PIF e defina o PIF min como 0,75.
  6. Selecione Acetil (Protein N-term), Oxidação (M) e Phospho (STY) no painel de modificações variáveis. Selecione Carbamidometila (C) como modificações fixas.
  7. Defina o modo de digestão como específico, selecione Trypsin/P como enzima de digestão e dois decotes perdidos.
  8. Defina a taxa de descoberta falsa do PSM (FDR) e a proteína FDR como 0,01. Defina a pontuação mínima para peptídeos modificados como 40.
  9. Adicione o banco de dados Arabidopsis thaliana ao painel de arquivos fasta e execute a pesquisa do banco de dados.
  10. Carregue o arquivo txt dos sites Phospho (STY) para o software Perseus à medida que a pesquisa é feita.
    NOTA: Os tutoriais detalhados do software Perseus podem ser encontrados em https://www.maxquant.org/perseus/.
  11. Filtre os locais de fosforilação reversa. Filtre os locais de fosforilação não localizados usando a probabilidade de localização 75% como o corte.
  12. Use as intensidades dos locais de fosforilação para análise estatística.

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Resultados

Para demonstrar o desempenho deste fluxo de trabalho, exploramos a ponta de palco do IMAC juntamente com o fracionamento da ponta do estágio Hp-RP para medir as mudanças fosfoproteômicas em mudas mutantes de tipo selvagem e snrk2-dec com ou sem tratamento mannitol por 30 minutos. Cada amostra foi realizada em triplicados biológicos, e o fluxo de trabalho experimental está representado na Figura 1. Os peptídeos digeridos (400 μg) de cada amostra foram rotulados com um canal TMT-6plex...

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Discussão

O alcance dinâmico e a complexidade do proteome vegetal e do fosfoproteome ainda são um fator limitante à profundidade das análises fosfoproteômicas. Apesar da capacidade de análise lc-MS/MS de execução única para identificar 10.000 locais de fosforilação21,22, a cobertura de todo o fosfoproteome vegetal ainda é limitada. Portanto, é necessário um fluxo de trabalho fosfoproteômico que ofereça alta sensibilidade e eficiência de separação superior no perfil da visã...

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Divulgações

Os autores não declaram conflito de interesses.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pelo Programa de Pesquisa Estratégica Prioritária da Academia Chinesa de Ciências, Grant XDB27040106.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tubo de 1,5 mLeppendorf22431081Protein LoBind, 1,5 mL, PCR limpo, incolor, 100 tubos
200 µ Ponta de pipeta LGilsonF1739311
2-cloroacetamidaSigma-AldrichC0267
ácido acéticoSigma-Aldrich5438080100
acetonitrilaSigma-Aldrichhidróxido de
Sigma-Aldrich 338818
fosfato de amônio monbasicSigma-Aldrich216003
Kit de Ensaio de Proteína BCAThermo Fisher Scientific23227
agulha de ponta rombaHamilton90516Kel-F hub (KF), estilo de ponta 3, calibre 16
contas C18-AQDr. MaischReproSil-Pur-C18-AQ 5 µ m
C8 Empore disk3 M221447 mm
Centrífugaeppendorf22620444
clorofórmioSigma-AldrichCX1058
de análise de dadosPerseus 1.6.2.1
ácido etilenodiaminotetracético (EDTA)Sigma-Aldrich
fórmico ácidoSigma-Aldrich5330020050
fritasAgilent12131024fritas para cartuchos SPE
Cloridrato de guanidinaSigma-Aldrich50933
H2OSigma-Aldrich1153334000
HEPESSigma-AldrichH3375
Cloreto de ferro (III)Sigma-Aldrich157740
LTQ-orbitrapThermo Fisher ScientificVelos Pro
espectrômetro de massaThermo Fisher ScientificLTQ-Orbitrap Velos Pro
metanolSigma-Aldrich34860
nano LCThermo Fisher ScientificEasy-nLC 1000
Ni-NTA coluna de rotaçãoQiagen31014
N-Lauroilsarcosina sal de sódioSigma-AldrichL9150
êmboloHamilton1122-01Conjunto de êmbolo N, RN, LT, LTN para modelo 1702 (25 μ l)
de mecanismo de pesquisaMaxQuant 1.5.4.1https://www.maxquant.org
SEP-PAK Cartucho 50 mgÁguasWAT054960
desoxicolato de sódioSigma-AldrichD6750
SpeedVacThermo Fisher ScientificSPD121P
TMT 6-plexThermo Fisher Scientific90061
Tampão de bicarbonato de trietilamônioSigma-AldrichT7408
Ácido trifluoroacéticoSigma-Aldrich91707
Cloridrato de tris (2-carboxietil) fosfinaSigma-AldrichC4706
Cloridrato de TrizmaSigma-AldrichT3253
amônio 271004 software https://maxquant.net/perseus/software

Referências

  1. Hasegawa, P. M., Bressan, R. A., Zhu, J. K., Bohnert, H. J. Plant cellular and molecular responses to high salinity. Annual Review Plant Physiology Plant Molecualr Biology. 51, 463-499 (2000).
  2. Janmohammadi, M., Zolla, L., Rinalducci, S. Low temperature tolerance in plants: Changes at the protein level. Phytochemistry. 117, 76-89 (2015).
  3. Umezawa, T., Takahashi, F., Shinozaki, K. Phosphorylation networks in the abscisic acid signaling pathway. Enzymes. 35, 27-56 (2014).
  4. Silva-Sanchez, C., Li, H., Chen, S. Recent advances and challenges in plant phosphoproteomics. Proteomics. 15 (5-6), 1127-1141 (2015).
  5. Wang, P., et al. Mapping proteome-wide targets of protein kinases in plant stress responses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (6), 3270-3280 (2020).
  6. Fujii, H., Verslues, P. E., Zhu, J. K. Arabidopsis decuple mutant reveals the importance of SnRK2 kinases in osmotic stress responses in vivo. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (4), 1717-1722 (2011).
  7. Wang, P., et al. Quantitative phosphoproteomics identifies SnRK2 protein kinase substrates and reveals the effectors of abscisic acid action. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (27), 11205-11210 (2013).
  8. Boudsocq, M., Barbier-Brygoo, H., Lauriere, C. Identification of nine sucrose nonfermenting 1-related protein kinases 2 activated by hyperosmotic and saline stresses in Arabidopsis thaliana. Journal of Biological Chemistry. 279 (40), 41758-41766 (2004).
  9. Li, J., Silva-Sanchez, C., Zhang, T., Chen, S., Li, H. Phosphoproteomics technologies and applications in plant biology research. Frontiers in Plant Science. 6, 430(2015).
  10. Hsu, C. C., et al. Universal plant phosphoproteomics workflow and its application to Tomato signaling in response to cold stress. Molecular & Cell Proteomics. 17 (10), 2068(2018).
  11. Tsai, C. F., et al. Immobilized metal affinity chromatography revisited: pH/acid control toward high selectivity in phosphoproteomics. Journal of Proteome Research. 7 (9), 4058-4069 (2008).
  12. Larsen, M. R., Thingholm, T. E., Jensen, O. N., Roepstorff, P., Jorgensen, T. J. Highly selective enrichment of phosphorylated peptides from peptide mixtures using titanium dioxide microcolumns. Molecular & Cell Proteomics. 4 (7), 873-886 (2005).
  13. Ruprecht, B., et al. Comprehensive and reproducible phosphopeptide enrichment using iron immobilized metal ion affinity chromatography (Fe-IMAC) columns. Molecular & Cell Proteomics. 14 (1), 205-215 (2015).
  14. Sugiyama, N., et al. Phosphopeptide enrichment by aliphatic hydroxy acid-modified metal oxide chromatography for nano-LC-MS/MS in proteomics applications. Molecular & Cell Proteomics. 6 (6), 1103-1109 (2007).
  15. Tsai, C. F., et al. Sequential phosphoproteomic enrichment through complementary metal-directed immobilized metal ion affinity chromatography. Analytical Chemistry. 86 (1), 685-693 (2014).
  16. Zhou, H., et al. Enhancing the identification of phosphopeptides from putative basophilic kinase substrates using Ti (IV) based IMAC enrichment. Molecular & Cell Proteomics. 10 (10), (2011).
  17. Rappsilber, J., Mann, M., Ishihama, Y. Protocol for micro-purification, enrichment, pre-fractionation and storage of peptides for proteomics using StageTips. Nature Protocols. 2 (8), 1896-1906 (2007).
  18. Dimayacyac-Esleta, B. R., et al. Rapid high-pH reverse phase stageTip for sensitive small-scale membrane proteomic profiling. Analytical Chemistry. 87 (24), 12016-12023 (2015).
  19. Wang, P., et al. Reciprocal regulation of the TOR Kinase and ABA receptor balances plant growth and stress response. Molecular Cell. 69 (1), 100-112 (2018).
  20. Lin, Z., et al. A RAF-SnRK2 kinase cascade mediates early osmotic stress signaling in higher plants. Nature Communications. 11 (1), 613(2020).
  21. Humphrey, S. J., Azimifar, S. B., Mann, M. High-throughput phosphoproteomics reveals in vivo insulin signaling dynamics. Nature Biotechnology. 33 (9), 990-995 (2015).
  22. Bekker-Jensen, D. B., et al. An optimized shotgun strategy for the rapid generation of comprehensive human proteomes. Cell Systems. 4 (6), 587-599 (2017).
  23. Possemato, A. P., et al. Multiplexed phosphoproteomic profiling using titanium dioxide and immunoaffinity enrichments reveals complementary phosphorylation events. Journal Proteome Research. 16 (4), 1506-1514 (2017).
  24. Hogrebe, A., et al. Benchmarking common quantification strategies for large-scale phosphoproteomics. Nature Communications. 9 (1), 1045(2018).
  25. Wong, M. M., et al. Phosphoproteomics of Arabidopsis Highly ABA-Induced1 identifies AT-Hook-Like10 phosphorylation required for stress growth regulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (6), 2354-2363 (2019).
  26. Yang, F., Melo-Braga, M. N., Larsen, M. R., Jorgensen, H. J., Battle Palmisano, G. through signaling between wheat and the fungal pathogen Septoria tritici revealed by proteomics and phosphoproteomics. Molecular & Cell Proteomics. 12 (9), 2497-2508 (2013).
  27. Tsai, C. F., et al. Tandem Mass Tag labeling facilitates reversed-phase liquid chromatography-mass spectrometry analysis of hydrophilic phosphopeptides. Analytical Chemistry. 91 (18), 11606-11613 (2019).

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