Purificação de Afinidade MS2 juntamente com sequenciamento de RNA em bactérias gram-positivas

Resumo

A tecnologia MAPS foi desenvolvida para examinar o targetome de um RNA regulatório específico in vivo. O sRNA de interesse é marcado com um aptamer MS2 permitindo a co-purificação de seus parceiros RNA e sua identificação por sequenciamento de RNA. Este protocolo modificado é particularmente adequado para bactérias Gram-positivas.

Resumo

Embora os PEQUENOs RNAs regulatórios (sRNAs) sejam difundidos entre o domínio bacteriano da vida, as funções de muitos deles permanecem pouco caracterizadas notavelmente devido à dificuldade de identificar seus alvos de mRNA. Aqui, descrevemos um protocolo modificado da Purificação MS2-Affinity, juntamente com a tecnologia RNA Sequencing (MAPS), com o objetivo de revelar todos os parceiros de RNA de um sRNA in vivo específico. Em linhas gerais, o aptamer MS2 é fundido à extremidade de 5' do sRNA de interesse. Essa construção é então expressa in vivo, permitindo que o MS2-sRNA interaja com seus parceiros celulares. Após a colheita bacteriana, as células são mecanicamente cultivadas. O extrato bruto é carregado em uma coluna de cromatografia à base de amilolose previamente revestida com a proteína MS2 fundida à proteína de ligação maltosa. Isso permite a captura específica de MS2-sRNA e RNAs interagindo. Após a elução, os RNAs co-purificados são identificados por sequenciamento de RNA de alto rendimento e análise bioinformática subsequente. O protocolo a seguir foi implementado no Patógeno Humano Gram-positivo Staphylococcus aureus e é, em princípio, transposável para qualquer bactéria Gram-positiva. Resumindo, a tecnologia MAPS constitui um método eficiente para explorar profundamente a rede regulatória de um sRNA específico, oferecendo um instantâneo de todo o seu targetome. No entanto, é importante ter em mente que as metas putativas identificadas pelo MAPS ainda precisam ser validadas por abordagens experimentais complementares.

Introdução

Centenas, talvez até milhares de pequenas RNAs regulatórias (sRNAs) foram identificadas na maioria dos genomas bacterianos, mas as funções da grande maioria deles permanecem descaracterizadas. No geral, as sRNAs são moléculas curtas sem codificação, desempenhando papéis importantes na fisiologia bacteriana e adaptação a ambientes flutuantes^1,2,3. De fato, essas macromoléculas estão no centro de inúmeras redes regulatórias intrincadas, impactando vias metabólicas, respostas ao estresse, mas também virulência e resistência a antibióticos. Logicamente, sua síntese é desencadeada por estímulos ambientais específicos (por exemplo, fome de nutrientes, estresse oxidativo ou membrana). A maioria dos sRNAs regulam mRNAs de alvo múltiplos no nível pós-transcrição através de emparelhamento de base curto e não contíguo. Eles geralmente impedem a iniciação da tradução competindo com ribossomos para as regiões de iniciação de tradução⁴. A formação de duplexes sRNA:mRNA também frequentemente resulta na degradação ativa do mRNA alvo por meio do recrutamento de RNases específicos.

A caracterização de um targetome sRNA (ou seja, todo o conjunto de suas RNAs alvo) permite a identificação das vias metabólicas nas quais ele intervém e o sinal potencial a que responde. Consequentemente, as funções de um sRNA específico geralmente podem ser inferidas a partir de seu targetome. Para isso, várias ferramentas de previsão de silico foram desenvolvidas, como IntaRNA e CopraRNA^5,6,7. Eles notavelmente contam com complementaridade de sequência, emparelhamento de energia e acessibilidade do potencial local de interação para determinar parceiros de sRNA putativos. No entanto, os algoritmos de previsão não integram todos os fatores que influenciam o emparelhamento de base in vivo, como o envolvimento de acompanhantes^{rna 8} favorecendo interações sub-ideais ou a co-expressão de ambos os parceiros. Devido às suas limitações inerentes, a taxa falsa positiva de ferramentas de predição permanece alta. A maioria das abordagens experimentais em larga escala baseia-se na co-purificação de casais sRNA:mRNA interagindo com uma proteína de ligação de RNA (RBP)^6,9. Por exemplo, o método RNA Interaction by Ligation and sequencing (RIL-seq) identificou duplexes RNA co-purificados com acompanhantes de RNA como Hfq e ProQ em Escherichia coli^10,11. Uma tecnologia semelhante chamada UV-Crosslinking, Ligation and Sequencing of Hybrids (CLASH) foi aplicada aos SRNAs associados ao RNase E e Hfq em E. coli^12,13. Apesar dos papéis bem descritos do Hfq e do ProQ na regulação mediada pelo SRNA em múltiplas bactérias^8,14,15, a regulamentação baseada em sRNA parece ser independente de RNA em vários organismos como S. aureus^16,17,18. Mesmo que a purificação dos duplexes de RNA em associação com rnases seja viável, como demonstrado por Waters e colegas de trabalho^13,isso permanece complicado à medida que as RNases desencadeiam sua rápida degradação. Assim, a Purificação MS2-Affinity juntamente com a abordagem RNA Sequencing (MAPS)^19,20 constitui uma alternativa sólida nesses organismos.

Ao contrário dos métodos acima mencionados, o MAPS usa um sRNA específico como isca para capturar todos os RNAs interagindos e, portanto, não depende do envolvimento de um RBP. Todo o processo é retratado na Figura 1. Resumindo, o sRNA é marcado no 5' com o aptamer MS2 RNA que é especificamente reconhecido pela proteína do casaco MS2. Esta proteína é fundida com a proteína de ligação maltosa (MBP) a ser imobilizada em uma resina de amilose. Portanto, o MS2-sRNA e seus parceiros RNA são mantidos na coluna de cromatografia de afinidade. Após a elução com maltose, os RNAs co-purificados são identificados utilizando-sequenciamento de RNA de alto rendimento seguido de análise bioinformática(Figura 2). A tecnologia MAPS acaba por desenhar um mapa interativo de todas as interações potenciais que ocorrem in vivo.

A tecnologia MAPS foi originalmente implementada na bactéria gram-negativa não patogênica E. coli²¹. Notavelmente, o MAPS ajudou a identificar um fragmento derivado de tRNA interagindo especificamente com os sRNAs ryhB e RybB e impedindo qualquer ruído transcricional sRNA para regular os alvos de mRNA em condições não indutoras. A partir daí, o MAPS foi aplicado com sucesso a outros E. coli sRNAs como DsrA²², RprA²³, CyaR²³ e GcvB²⁴ (Tabela 1). Além de confirmar alvos previamente conhecidos, o MAPS estendeu o targetome desses sRNAs conhecidos. Recentemente, o MAPS foi realizado em Salmonella Typhimurium e revelou que o SRNA da SraL se liga ao rho mRNA, codificando para um fator de rescisão de transcrição²⁵. Através deste emparelhamento, a SraL protege rho mRNA da rescisão de transcrição prematura desencadeada pela própria Rho. Curiosamente, essa tecnologia não se restringe aos sRNAs e pode ser aplicada a qualquer tipo de RNAs celular como exemplificado pelo uso de um fragmento derivado de tRNA²⁶ e uma região não traduzida de 5'-untranslated de mRNA²² (Tabela 1).

O método MAPS também foi adaptado à bactéria gram-positiva patogênica S. aureus¹⁹. Especificamente, o protocolo de lise foi amplamente modificado para quebrar células eficientemente devido a uma parede celular mais espessa do que as bactérias Gram-negativas e para manter a integridade do RNA. Este protocolo adaptado já desvendou o interactome do RsaA²⁷, RsaI²⁸ e RsaC²⁹. Essa abordagem deu insights sobre o papel crucial dessas sRNAs nos mecanismos regulatórios das propriedades da superfície celular, captação de glicose e respostas ao estresse oxidativo.

O protocolo desenvolvido e implementado em E. coli em 2015 foi recentemente descrito em grande detalhe³⁰. Aqui, fornecemos o protocolo MAPS modificado, que é particularmente adequado para estudar redes reguladoras de sRNA em bactérias Gram-positivas (parede celular mais grossa), sejam elas não patogênicas ou patogênicas (precauções de segurança).

Protocolo

1. Buffers e mídia

1. Para experimentos maps, prepare os seguintes buffers e mídia:
   - Buffer A (150 mM KCl, 20 mM Tris-HCl pH 8, 1 mM MgCl₂ e 1 mM DTT)
   - Buffer E (250 mM KCl, 20 mM Tris-HCl pH 8, 12 mM maltose, 0,1% Triton, 1 mM MgCl₂ e 1 mM DTT)
   - Tampão de carregamento de RNA (0,025% cianol de xileno e 0,025% azul bromofenol em 8 M de ureia)
   - Infundição do Coração Cerebral (BHI) médio (12,5 g de cérebro de bezerro, 10 g de peptone, 5 g de coração de carne bovina, 5 g de NaCl, 2,5 g de Na₂HPO₄ e 2 g de glicose para 1 L)
   - Caldo de Lysogeny (LB) médio (10 g de peptone, 5 g de extrato de levedura e 10 g de NaCl para 1 L)
2. Para ensaios de manchas do Norte, prepare os seguintes buffers:
   - Solução de bloqueio (1x ácido maleico e 1% de reagente de bloqueio)
   - Solução de hibridização (50% formamida, 5x SSC, 7% SDS, solução de bloqueio de 1% e sarcosina N-lauryl de 0,2%, fosfato de sódio de 50 mM). Aqueça com agitação para dissolver.
   ATENÇÃO: Siga cuidadosamente as precauções de segurança relacionadas a cada produto.
   - 1 M fosfato de sódio (58 mM de fosfato de sódio dibásico e 42 mM monofasico de sódio)
   - Soro fisiológico, fole de citrato de sódio (SSC), concentrado de 20x (3 M NaCl e 300 mM citrato de trissódico)

2. Questões de segurança

1. Realize todas as etapas envolvendo bactérias patogênicas viáveis em um laboratório de contenção nível 2.
   NOTA: Somente extratos celulares podem ser retirados após a lise (etapa 5).
2. Coloque um jaleco e luvas.
3. Certifique-se de que os pulsos estão cobertos.
4. Limpe o armário de segurança biológica (Classe II) com uma solução desinfetante.
5. Descarte resíduos sólidos expostos a bactérias na lixeira biomédica apropriada.
6. Trate frascos contendo líquidos contaminados com uma solução desinfetante. Então, descarte-o em uma pia.
7. Lave cuidadosamente as mãos e pulsos com sabão e remova o jaleco antes de sair do laboratório de contenção nível 2.

3. Construção plasmid

NOTA: Para fins de clonagem, é crucial primeiro identificar os limites do sRNA endógeno. Os plasmídeos pCN51-P3 e pCN51-P3-MS2 são descritos em Tomasini et al. (2017)²⁷. O promotor P3 permite a alta expressão do sRNA de forma dependente da densidade celular (ou seja, quando as bactérias entram na fase estacionária do crescimento). Muitas estafilocócicas se acumulam durante esta fase de crescimento.

1. Amplie a sequência de sRNA por PCR usando uma polimerase de DNA de alta fidelidade e uma máquina PCR. Siga cuidadosamente as instruções do fabricante e leia Garibyan e Avashia (2013)³¹ para mais detalhes.
2. Use os seguintes modelos para projetar os primers específicos:
   
   e 5'-CGCGGATCC(N)-3' para primers dianteiros e invertidos, respectivamente.
   NOTA: Estes oligonucleotídeos permitem fundir a sequência MS2 (em negrito) ao final de 5' do sRNA de interesse. Pst Os locais de restrição I e BamHI (sublinhados) são adicionados nas extremidades de 5' e 3' da construção MS2-sRNA para clonar o amplicon no plasmídeo pCN51-P3²⁷. (N) corresponde à sequência específica do gene (15-20 nucleotídeos).
3. Digerir 1 μg de plasmídeo pCN51-P3 e 1 μg do produto MS2-sRNA PCR com 2 U de PstI e 1 U de BamHI no buffer apropriado de acordo com as recomendações do fabricante.
4. Incubar 1h a 37 °C e purificar o DNA usando um kit de purificação pcr (ver Tabela de Materiais).
5. Misture o plasmídeo digerido pCN51-P3 (300 ng) e o amplicon MS2-sRNA (razão molar para vetor:insert = 1:3) em um tubo de 1,5 mL. Consulte Revie et al. (1988)³² para maximizar a eficiência da ligadura. Adicione 1 μL do Tampão ligase e 10 U de Ligase T4 em cada tubo. Ajuste o volume para 10 μL com água ultrapura.
6. Incubar a 22 °C por pelo menos 2 h.
7. Adicione 5 μL de mistura de ligadura a 50 μL de células E. coli congeladas quimicamente competentes. Leia Seidman et al. (2001)³³ para saber mais sobre transformação plasmída e células quimicamente competentes.
8. Incubar 30 minutos no gelo.
9. Choque térmico (45 s a 42 °C) o tubo de transformação usando um bloco de calor ou banho de água.
10. Adicione 900 μL de meio LB e incubar a 37 °C por 30 min.
11. Placa 100 μL da suspensão bacteriana em uma placa de ágar LB suplementada com ampicillina (100 μg/μL).
    NOTA: o vetor pCN51-P3 codifica um gene de resistência à ampicilina, que permite selecionar apenas clones E. coli carregando o plasmídeo pCN51-P3-MS2-sRNA.
12. Extrair o plasmídeo pCN51-P3-MS2-sRNA de uma cultura bacteriana durante a noite (5 mL) cultivada na presença de ampicillina (100 μg/μL) utilizando um kit de miniprep de DNA plasmídeo (ver Tabela de Materiais).
13. Verifique a construção por Sanger sequenciamento³⁴ usando o seguinte primer, 5'-TCTCGAAAATAGAGAGGG-3'.
14. Transforme o plasmídeo pCN51-P3-MS2-sRNA em células E. coli quimicamente competentes. Repita as etapas 3.7 a 3.11.
15. Extrair o plasmídeo pCN51-P3-MS2-sRNA (ver passo 3.12) e transformar 1-5 μg de DNA plasmídeo em células eletrocompetuntes HG001 ΔsRNA S. aureus usando um aparelho de eletroporação. Siga cuidadosamente as instruções do fabricante. Leia Grosser e Richardson (2016)³⁵ para saber mais sobre métodos de preparação de eletrocompetente S. aureus.
    ATENÇÃO: Esta etapa envolve o manuseio de bactérias patogênicas (ver passo 2).
16. Adicione 900 μL de bhi médio e incubar a 37 °C por 3 h.
17. Centrífuga 1 min a 16.000 x g. Descarte o supernaspeso.
18. Resuspenja a pelota em 100 μL de BHI e emplaque a suspensão bacteriana em placas de ágar BHI suplementadas com eritromicina (10 μg/μL).
    NOTA: O vetor pCN51-P3 também codifica um gene de resistência à eritromicina, que permite selecionar apenas clones S. aureus carregando o plasmídeo pCN51-P3-MS2-sRNA.

4. Colheita de bactérias

ATENÇÃO: Esta etapa envolve o manuseio de bactérias patogênicas (ver passo 2).

1. Cresça uma colônia de cepas que carregam pCN51-P3-MS2-sRNA ou pCN51-P3-MS2²⁷ plasmídeos em 3 mL de BHI médio suplementado com eritromicina (10 μg/μL) em duplicatas.
2. Diluir cada cultura durante a noite em 50 mL (≈1/100) de meio BHI fresco suplementado com eritromicina (10 μg/μL) para atingir um OD_600nm de 0,05. Use frascos esterilizados de 250 mL (proporção frasco de 5:1 frasco para médio).
   NOTA: As condições médias e de crescimento devem ser definidas de acordo com o padrão de expressão do sRNA estudado.
3. Cresça culturas a 37 °C com agitação a 180 rpm por 6h.
4. Transfira cada cultura para um tubo de centrífuga de 50 mL.
5. Centrifugar a 2.900 x g durante 15 min a 4 °C. Descarte o supernaspeso.
6. Mantenha pelotas no gelo e realize diretamente a lise celular mecânica (passo 5) ou congele e armazene pelotas a -80 °C.

5. Lise celular mecânica

ATENÇÃO: As seguintes etapas devem ser realizadas no gelo e os buffers devem estar a 4 °C. Use luvas e tome todas as precauções para proteger amostras de RNases.

1. Pelotas resuspend (passo 4.6) em 5 mL de Buffer A.
2. Transfira as células resuspended em tubos centrífugas de 15 mL com 3,5 g de contas de sílica (0,1 mm).
3. Inserir tubos em um instrumento de lise celular mecânica (ver Tabela de Materiais). Executar um ciclo de 40 s a 4,0 m/s.
   NOTA: Se um ciclo não for suficiente para quebrar células, deixe o dispositivo esfriar por 5 minutos enquanto mantém amostras no gelo. Em seguida, repita outro ciclo de 40 s a 4,0 m/s. A eficiência da lise celular pode ser testada emplacando o supernascido na placa BHI-ágar.
4. Centrifugar a 15.700 x g por 15 min. Recupere o supernaspe e mantenha-o no gelo.

6. Preparação da coluna

ATENÇÃO: Tenha cuidado para não permitir que a resina de amilolose seque. Se necessário, sele a coluna com uma tampa final. Prepare todas as soluções antes de iniciar a purificação de afinidade.

1. Coloque uma coluna de cromatografia em um rack de coluna (ver Tabela de Materiais).
2. Retire a ponta da coluna e lave a coluna com água ultrapura.
3. Adicione 300 μL de resina de amilolose.
4. Lave a coluna com 10 mL de Buffer A.
5. Diluir 1.200 pmol de proteína MBP-MS2 em 6 mL de Buffer A e carregá-lo na coluna.
6. Lave a coluna com 10 mL de Buffer A.

7. Purificação de afinidade MS2 (Figura1)

1. Coloque a célula na coluna.
   NOTA: Mantenha 1 mL do lysato celular (Extrato bruto, CE) para extrair RNA total (etapa 8) e realizar a análise da mancha norte (etapa 9) e transcriômica (etapa 10).
2. Colete a fração de fluxo (FT) em um tubo de coleta limpo.
3. Lave a coluna 3 vezes com 10 mL de Buffer A. Colete a fração de lavagem (W).
4. Elute a coluna com 1 mL de Buffer E e colete a fração de eluição (E) em um microtubo de 2 mL.
5. Mantenha todas as frações coletadas no gelo até a extração de RNA (etapa 8) ou congele-as a -20 °C para uso posterior.

8. Extração de RNA de frações coletadas (CE, FT, W e E)

1. Use 1 mL de cada fração (incluindo FT e W) para extração de RNA.
2. Adicione 1 volume de fenol. Misture vigorosamente.
   ATENÇÃO: O fenol é volátil e corrosivo, presta atenção e trabalha com segurança sob um capô de fumaça.
3. Centrifugar a 16.000 x g por 10 min a 20 °C.
4. Transfira a fase superior em um microtubo limpo de 2 mL.
5. Adicione 1 volume de clorofórmio/isoamílico (24:1) e repita as etapas 8,3 a 8,4.
   ATENÇÃO: Trabalhe com segurança sob um capô de fumaça.
6. Adicione 2,5 volumes de etanol frio 100% e 1/10 de volume de acetato de sódio de 3 M (NaOAc) pH 5,2.
7. Precipitar durante a noite a -20 °C.
   NOTA: A precipitação também pode ser realizada em um banho de gelo seco/etanol durante 20 min ou a -80 °C durante 2 h.
8. Centrifugar a 16.000 x g para 15 min a 4 °C. Retire lentamente o etanol com uma pipeta enquanto tome cuidado para não perturbar a pelota.
   ATENÇÃO: A pelota de RNA nem sempre é visível e às vezes é solta na presença de etanol.
9. Adicione 500 μL de 80% de etanol frio.
10. Centrifugar a 16.000 x g por 5 min a 4 °C.
11. Descarte o etanol tubondo-o lentamente. Seque a pelota usando um concentrador de vácuo, 5 min no modo de execução.
12. Resuspenque a pelota em um volume apropriado (15-50 μL) de água ultrapura. Congele a pelota a -20 °C para uso posterior.
13. Avalie a quantidade de RNA (260 nm) e a qualidade (260/280 e 260/230 taxas de comprimento de onda) utilizando um espectrofotômetro/fluorômetro (ver Tabela de Materiais). Siga cuidadosamente as instruções do fabricante.
    NOTA: 3-4 μg são geralmente obtidos na fração de elução (E). Isso depende principalmente das condições testadas.

9. Análise da purificação de afinidade MS2 pela mancha norte³⁶

1. Diluir 5 μg de RNA de CE, FT, frações W e 500 ng de fração E em 10 μL de água ultrauso e misturar com 10 μL de tampão de carregamento de RNA.
2. Incubar 3 min a 90 °C.
3. Carregue amostras em poços de um gel de 1% de agarose suplementado com 20 mM de tiocianato de guanidium e execute o gel a 100-150 V no tampão TBE 1x a 4 °C. Leia Koontz (2013)³⁷ para mais detalhes.
4. Transfira RNAs em uma membrana de nitrocelulose por transferência de vácuo para 1h ou transferência de capilaridade durante a noite.
   NOTA: O método de capilaridade é mais eficiente para grandes RNAs.
5. UV cross-link RNAs na membrana (120 mJ a 254 nm) usando um crosslinker ultravioleta.
6. Insira a membrana em uma garrafa de hibridização com o lado RNA voltado para cima.
7. Adicione 10-20 mL de solução de hibridização pré-aquecido. Incubar 30 min a 68 °C.
8. Descarte a solução e adicione 10-20 mL de solução de hibridização fresca complementada com 1 μL da sonda específica sRNA. Incubar durante a noite a 68 °C.
   NOTA: A sonda RNA com etiqueta DIG é sintetizada usando um kit de rotulagem DIG RNA e seguindo as instruções do fabricante. Alternativamente, uma sonda radiolabelled pode ser usada.
9. Lave a membrana com 10-20 mL de solução de lavagem 1 (2x SSC e 0,1% SDS) por 5 min a 20 °C. Repita uma vez.
10. Lave a membrana com 10-20 mL de solução de lavagem 2 (0,2x SSC e 0,1% SDS) por 15 min a 68 °C. Repita uma vez.
11. Incubar com 10-20 mL de solução de bloqueio por pelo menos 30 min a 20 °C.
12. Descarte a solução e adicione 10-20 mL da solução de bloqueio suplementada com o anticorpo anti-digoxigenina policalinha (1/1000), conjugado à fosfatase alcalina. Incubar 30 min a 20 °C.
13. Lave a membrana com 10-20 mL da solução de lavagem 3 (1x ácido maleico e 0,3% Tween 20) por 15 min a 20 °C. Repita uma vez.
14. Incubar a membrana com 10-20 mL da solução de detecção (0,1 M Tris HCl e 0,1 M NaCl pH 9,5) 5 min a 20 °C.
15. Coloque a membrana em uma película plástica e mergulhe-a com o substrato (ver Tabela de Materiais). Incubar 5 min no escuro.
16. Sele a membrana em um filme plástico. Coloque a membrana em um autordiografia.
17. Exponha a membrana a um filme autordiografia na sala escura dedicada.
    NOTA: O tempo de exposição depende da força do sinal, de poucos segundos a minutos.
18. Revele o filme exposto em um dispositivo de desenvolvimento automático.

10. Preparação das amostras para sequenciamento de RNA

NOTA: Esta etapa diz respeito apenas às RNAs extraídas das frações E e CE.

1. Adicione a cada amostra 10 μL de tampão DNase 10x e DNase I (1 U/μg de RNAs tratadas). Adicione água para um volume final de 100 μL.
2. Incubar 1 h a 37 °C.
3. Extrair e purificar RNAs como descrito anteriormente (etapas 8.2 a 8.11).
4. Resuspenque a pelota de RNA em 20 μL de água ultrapura.
   NOTA: A presença de DNA restante pode ser verificada usando PCR e primers específicos (por exemplo, gene 16S).
5. Avalie a quantidade e a qualidade do RNA utilizando um sistema de análise de eletroforese à base de microfluidos (ver Tabela de Materiais).
   NOTA: 1 μg é geralmente obtido na fração de eluição (E) após o tratamento DNase.
6. Remova as RNAs ribossômicas com um kit de esgotamento de rRNA bacteriano.
   NOTA: As RNAs grandes e abundantes (ou seja, rRNAs) tendem a interagir não especificamente com a coluna de afinidade. 500 ng de RNA extraído são necessários para executar esta etapa.
7. Avalie novamente a quantidade e a qualidade do RNA usando um sistema de análise de eletroforese baseado em microfluidos.
8. Prepare bibliotecas cDNA com 10-20 ng de RNA ribodepleted usando um kit de preparação da biblioteca cDNA e seguindo as instruções do fabricante.
9. Sequencia as bibliotecas obtidas utilizando um instrumento de sequenciamento (por exemplo, single-end, 150 bp; ver Tabela de Materiais).
   NOTA: 5-10 milhões de leituras por amostra são geralmente suficientes.

11. Análise de dados rnaseq (Figura 2)

1. Baixe os arquivos de sequenciamento FastQ da plataforma de sequenciamento.
2. Acesso à instância galaxy da estação biológica Roscoff (https://galaxy.sb-roscoff.fr/) e login.
   NOTA: Cada algoritmo mencionado pode ser facilmente encontrado usando a barra de pesquisa. Um guia de usuário é fornecido para cada ferramenta.
   ATENÇÃO: A versão das ferramentas necessárias pode diferir do servidor galaxy³⁸público .
3. Clique no ícone Obter dados e, em seguida, faça upload de arquivo do seu computador. Carregue o arquivo de sequenciamento FastQ de cada controle MS2 e amostras de MS2-sRNA. Faça upload também do arquivo de genoma de referência FASTA e arquivo de anotação GFF.
4. Execute os relatórios fastqc read quality (Galaxy Versão 0.69).
   NOTA: Esta ferramenta fornece uma avaliação de qualidade de sequências brutas (por exemplo, pontuação de qualidade, presença de sequências de adaptador).
5. Execute a ferramenta de corte flexível Trimmomatic (Galaxy Version 0.36.6) para remover notavelmente sequências de adaptadores e leituras de má qualidade. Indicar sequências de adaptador usadas para preparação da biblioteca (por exemplo, TruSeq 3, single-ended). Adicionar as seguintes operações trimmomáticas: SLIDINGWINDOW (Número de bases=4; Qualidade média=20) e MINLEN (comprimento min de leituras=20).
6. Execute novamente os relatórios fastqc read quality (Galaxy Versão 0.69).
7. Run Bowtie2 - mapa lê contra genoma de referência (Galaxy Versão 2.3.2.2). Use o arquivo FASTA de referência de genoma do histórico para mapear leituras com configurações padrão (local muito sensível).
   NOTA: O arquivo BAM gerado pela ferramenta Bowtie2 pode ser visualizado usando o Visualizador de Genômica Integrativa (IGV). O arquivo BAI associado também será necessário.
8. Opcionalmente, execute o Flagstat que compila estatísticas para o conjunto de dados BAM (Galaxy Version 2.0).
9. Execute a contagem de htseq - Count (Galaxy Versão 0.6.1) que alinha leituras de recursos sobrepostos no arquivo de anotação GFF. Use o modo Intersecção (não vazio).
10. Arquive todos os arquivos de contagem bruta da análise de contagem de htseq em um único arquivo Zip.
11. Execute o SARTools DESeq2 para comparar dados (Galaxy Versão 1.6.3.0). Forneça o arquivo Zip contendo arquivos de contagem bruta e o arquivo de design, um arquivo delimitado de guia descrevendo o experimento. Siga cuidadosamente as instruções fornecidas para gerar o arquivo de design.

Resultados

Os resultados representativos são originários do estudo do RsaC targetome em S. aureus²⁹. RsaC é um sRNA não convencional de 1.116 nt-long. Seu final de 5' contém várias regiões repetidas, enquanto seu final de 3' (544 nt) é estruturalmente independente e contém todos os locais de interação previstos com seus alvos mRNA. A expressão deste sRNA é induzida quando o manganês (Mn) é escasso, o que é frequentemente encontrado no contexto da resposta imune hospedeira. Utilizando a tecnologia MA...

Discussão

Um protocolo modificado para bactérias Gram-positivas
O protocolo inicial do MAPS foi desenvolvido para estudar o sRNA interactome no organismo modelo E. coli^20,30. Aqui, descrevemos um protocolo modificado que é adequado para a caracterização de redes regulatórias dependentes de sRNA no patógeno humano oportunista S. aureus e é certamente transposável para outras bactérias Gram-positivas, patogênicas ou não.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Tubo de microcentrífuga de 1,5 mL	Sarstedt	72.690.001
Tubos de centrífuga de 15 mL Falcon		352070
Tubo de microcentrífuga de 2 mL	Starstedt	72.691
2100 Instrumento Bioanalisador	Agilent	G2939BA	quantidade e qualidade de RNA
Frasco de cultura de 250 mL	Dominique Dutscher	2515074	Bacteriano culturas
Tubos de centrifugação de 50 mL Falcon		352051	Centrifugação de cultura
Etanol absoluto	VWR Chemicals	20821.321	Extração e purificação de RNA
Allegra X-12R Centrífuga	Beckman Coulter		Pelotização bacteriana
Ampicilina (amp)	Sigma-Aldrich	A9518-5G	Meio de crescimento
Resina de amilose	Novo Inglaterra BioLabs	E8021S	MS2-purificação de afinidade
Anti-dioxigenina AP Fragmento Fab	Sigma Aldrich	11093274910	Northern blot
de autorradiografia	ThermoFisher Scientific	50-212-726	Northern blot ensaios
BamHI	ThermoFisher Scientific	ER0051	Construção de plasmídeo
BHI (Infusão de Cérebro e Coração) Caldo	Sigma-Aldrich	53286	Meio de crescimento
Reagente de bloqueio	Sigma Aldrich	11096176001	Ensaios de Northern blot
CDP-Star	Sigma Aldrich	11759051001	Northern blot ensaios (substrato)
Centrífuga 5415 R	e purificação de RNA	Eppendorf
Clorofórmio	Dominique Dutscher	508320-CER	Extração de RNA e purificação
Mistura de marcação DIG-RNA	Sigma-Aldrich	11277073910	Ensaios de Northern blot
DNase I	Roche	4716728001	Tratamento DNase
Eritromicina (ery)	Sigma-Aldrich	Fluka 45673	Meio de crescimento
Dispositivo FastPrep	MP Biomedicals	116004500	Lise mecânica
Tiocianato	de guanídioEnsaios de Northern blot Sigma-Aldrich	G9277-250G
Hibridização Hoven Hybrigene	Techne	FHB4DD	Northern blot
Tubos de hibridização	Techne	FHB16	Northern blot
ensaios Álcool isoamílico	Fisher Scientific	A/6960/08	Extração e purificação de RNA
LB (Caldo de Lisogenia)	Sigma-Aldrich	L3022	Meio de crescimento
Matriz de lise B Bulk	MP Biomedicals	6540-428	Lise mecânica
MicroPulser Electroporator	BioRad	1652100	Construção de plasmídeo
Dispositivo de água Milli-Q	ultrapura	Millipore	Z00QSV0WW
Espectrofotômetro NanoDrop	ThermoFisher Scientific		Quantidade e qualidade
de RNA/DNAMembrana de nitrocelulose	Dominique Dutsher	10600002	ensaios de Northern blot
Phembact Neutre	PHEM Technologies	BAC03-5-11205	Limpeza e descontaminação
Fenol	Carl Roth	38.2	Extração e purificação de RNA
Phusion DNA polimerase de alta fidelidade	New England Biolabs	M0530	Construção de plasmídeo
pMBP-MS2	Addgene	65104	MS2-MBP produção
Poly-Prep coluna de cromatografia	BioRad	7311550	MS2-purificação de afinidade
PstI	ThermoFisher Scientific	ER0615	Construção de plasmídeo
Qubit 3 Fluorômetro	Invitrogen	15387293	quantidade de
RNA Solução	MP Biomedicals	6055050	Lise mecânica
Kit Completo ScriptSeq	Illumina	BB1224	Preparação de bibliotecas de cDNA
Espectrofotômetro Genesys 20	ThermoFisher Scientific	11972278	Culturas bacterianas
Dispositivo de vácuo SpeedVac Savant	ThermoFisher Scientific	DNA120	Extração e purificação de RNA
Stratalinker UV Crosslinker 1800	Stratagene	400672	Northern blot ensaios
T4 DNA ligase	ThermoFisher Scientific	EL0014	Construção de plasmídeo
TBE (Tris-Borato-EDTA)	Euromedex	ET020-C	Ensaios de Northern blot
ThermalCycler T100	BioRad	1861096	Construção de plasmídeo
Tween 20	Sigma Aldrich	P9416-100ML	Northern blot
ensaios Processador de filme de raios-X	hu.q	HQ-350XT	Ensaios de Northern blot
Filmes de raios-X Super RX-N	FujiFilm	4741019318	Northern blot