Summary
Ryggmärgsmikrocirkulation spelar en central roll i ryggmärgsskada. De flesta metoder tillåter inte realtidsbedömning av ryggmärgsmikrocirkulation, vilket är viktigt för utvecklingen av mikrocirkulationsriktade behandlingar. Här föreslår vi ett protokoll med Laser-Doppler-Flow Needle sonder i en stor djurmodell av ischemi/reperfusion.
Abstract
Ryggmärgsskada är en förödande komplikation av aorta reparation. Trots utvecklingen för förebyggande och behandling av ryggmärgsskada är dess förekomst fortfarande betydligt hög och påverkar därför patientens resultat. Mikrocirkulation spelar en nyckelroll i vävnadsperfusion och syretillförsel och är ofta dissocierad från makrohemodynamik. Direkt utvärdering av ryggmärgsmikrocirkulation är därför avgörande för utvecklingen av mikrocirkulationsriktade terapier och utvärdering av befintliga metoder när det gäller ryggmärgsmikrocirkulation. De flesta av metoderna ger dock inte realtidsbedömning av ryggmärgsmikrocirkulation. Syftet med denna studie är att beskriva ett standardiserat protokoll för mikrocirkulatorisk utvärdering av ryggmärgen i realtid med hjälp av laserdoppler nålsonder direkt insatta i ryggmärgen. Vi använde en svin modell av ischemi/reperfusion att inducera försämring av ryggmärgen mikrocirkulation. Dessutom användes en fluorescerande mikrosfärinjektionsteknik. Ursprungligen bedövades djur och ventilerades mekaniskt. Därefter utfördes laser-Doppler nål sond insättningspunkten, följt av placeringen av ryggmärgsvätskan dränering. En median sternotomy utfördes för exponering av fallande aorta att utföra aorta cross-clamping. Ischemia/reperfusion framkallades av supra-celiac kolorektal cross-clamping för totalt 48 min, följt av reperfusion och hemodynamic stabilisering. Laser-Doppler Flux utfördes parallellt med makrohemodynamisk utvärdering. Dessutom användes automatiserad ryggmärgsvätskan dränering för att upprätthålla ett stabilt ryggmärgstryck. Efter slutförandet av protokollet offrades djur, och ryggmärgen skördades för histopatologiska och mikrosfär analys. Protokollet avslöjar genomförbarheten av ryggmärg microperfusion mätningar med laser-Doppler sonder och visar en markant minskning under ischemi samt återhämtning efter reperfusion. Resultaten visade jämförbart beteende med fluorescerande mikrosfär utvärdering. Sammanfattningsvis kan detta nya protokoll ge en användbar stor djurmodell för framtida studier med hjälp av realtids spinal cord microperfusion bedömning i ischemi/reperfusion villkor.
Introduction
Ryggmärgsskada framkallad av ischemi/reperfusion (SCI) är en av de mest förödande komplikationerna av aortareparation i samband med minskat utfall1,2,3,4. Nuvarande förebyggande och behandlingsalternativ för SCI inkluderar optimering av makrohemodynamiska parametrar samt normalisering av cerebrospinalvätskans tryck (CSP) för att förbättra ryggmärgsperfusionstrycket2,5,6,7,8,9. Trots genomförandet av dessa manövrer varierar förekomsten av SCI fortfarande mellan 2% och 31% beroende på komplexiteten hos aortareparation10,11,12.
Nyligen har mikrocirkulation fått ökad uppmärksamhet13,14. Mikrocirkulation är området för cellulärt syreupptag och metaboliskt utbyte och spelar därför en kritisk roll i organfunktion och cellulär integritet13. Nedsatt mikrocirkulationsblodflöde är en viktig bestämningsfaktor för vävnads ischemi i samband med ökad dödlighet15,16,17,18,19. Försämring av ryggmärgsmikrocirkulationen är förknippad med minskad neurologisk funktion och utfall20,21,22,23. Därför är optimering av mikroperfusion för behandling av SCI ett mycket lovande tillvägagångssätt. Persistens av mikrocirkulationsstörningar, trots makrocirkulationsoptimering, har beskrivits26,27,28,29. Denna förlust av hemodynamisk koherens förekommer ofta under olika förhållanden, inklusive ischemi/reperfusion, vilket betonar behovet av direkt mikrocirkulationsutvärdering och mikrocirkulationsriktade terapier26,27,30.
Hittills har endast ett fåtal studier använt laser-Doppler-sonder för realtidsbedömning av ryggmärgens mikrocirkulationsbeteende20,31. I befintliga studier har man ofta använt mikrosfärinjektionstekniker, som begränsas av intermittent användning ochobduktionsanalys 32,33. Antalet olika mätningar med hjälp av mikrosfärinjektionsteknik begränsas av tillgången på mikrosfärer med olika våglängder. I motsats till Laser-Doppler-tekniker är det dessutom inte möjligt att i realtid bedöma mikroperfusion, eftersom det behövs vävnadsbehandling och analys efter döden för denna metod. Här presenterar vi ett experimentellt protokoll för realtidsbedömning av ryggmärgsmikrocirkulation i en svin stora djur modell av ischemi/reperfusion.
Denna studie var en del av ett stort djurprojekt som kombinerade en randomiserad studie som jämförde påverkan av kristalloider kontra kolloider på mikrocirkulation i ischemi/reperfusion samt en explorativ randomiserad studie om effekterna av vätskor kontra vasopressorer på ryggmärgsmikroperfusion. Flödessondens 2-punktskalibrering samt kateterkalibrering med tryckspetsar har tidigare beskrivitssom 34. Utöver det rapporterade protokollet användes fluorescerande mikrosfärer för mätning av ryggmärgsmikroperfusion, som tidigare beskrivits, med hjälp av 12 prover av ryggmärgsvävnad för varje djur, med prover 1-6 som representerar övre ryggmärgen och 7-12 som representerar nedre ryggmärgen35,36. Mikrosfärinjektion utfördes för varje mätsteg efter slutförandet av Laser-Doppler inspelningar och makrohemodynamisk utvärdering. Histopatologisk utvärdering utfördes med hjälp av Kleinman-Score som tidigare beskrivits37.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Studien godkändes av den statliga kommissionen för vård och användning av djur i staden Hamburg (referens nr 60/17). Djuren fick vård i enlighet med "Guide for the Care and Use of Laboratory Animals" (NIH-publikation nr 86–23, reviderad 2011) samt FELASA:s rekommendationer och experiment genomfördes i enlighet med RIKTLINJERNA24,25. Denna studie var en akut studie, och alla djur avlivades i slutet av protokollet.
OBS: Studien utfördes på sex tre månader gamla han- och honsvin (tyska Landrace) som vägde cirka 40 kg. Djuren fördes till djurvårdsanläggningarna minst 7 dagar före försöken och inhysdes i enlighet med djurskyddsrekommendationerna. Djur tillhandahölls mat och vatten ad libitum, och deras hälsostatus bedömdes regelbundet av den ansvariga veterinären. En fasta tid på 12 h bibehölls före experimenten. Hela försöksförfarandet och hanteringen av djuren övervakades av den ansvariga veterinären.
1. Anestesi induktion och underhåll av anestesi
- För anestesiinduktion och underhåll av anestesi, predika djuren och söva dem djupt med en intramuskulär injektion följt av intravenösa injektioner, om nödvändigt, för att utföra endotrakcheal intubation. Därefter inducera och upprätthålla anestesi genom att använda en kombination av en flyktig anestesi agent med en kontinuerlig opioidapplikation kompletterad med en ytterligare opioid bolus injektion.
- Utför intramuskulära injektioner av ketamin 20 mg·kg-1,azaperon 4 mg·kg-1och midazolam 0,1 mg·kg-1 för premedicinering och sedering.
- Placera en venkateter i en öronsena, säkra korrekt fixering och utvärdera funktionaliteten genom snabb applicering av 10 ml saltlösning.
- Placera djuret i en supin position på en värmande filt för att förhindra värmeförlust.
- Upprätta grundläggande övervakning med elektrokardiografi (EKG) och pulsoximetri för att övervaka djurens hjärt-lungtillstånd och anslut det till den grundläggande övervakningshårdvaran.
- Administrera 15 L·min-1 syre via en grisformad mask för preoxygenation.
- Injicera intravenös boli på 0, 1 mg·kg-1 av 1% propofol, om nödvändigt, och utför endotrakatisk intubation.
- Säkra korrekt placering med ändvattenkapnografi och auskultation, administrera 0,1 mg•kg-1 pancuronium och se till att endotraketröret fixeras ordentligt.
- Upprätta volymstyrd ventilation med tidvattenvolymer på 10 mlkg -1 kroppsvikt-1, ett positivt slututgångstryck på 10 cmH2O och en bråkdel av inspirerat syre (FiO2)på 0,3 med hjälp av anestesimaskinen. Justera ventilatorfrekvensen för att bibehålla en end-expiratory koldioxidspänning (etCO2) på 35-45 mmHg.
- Introducera ett magrör, utför sug av magvätskor, fixa röret ordentligt och anslut det till en uppsamlingspåse. Stäng försiktigt djurets ögon för att förhindra torrhet i ögonen under anestesi.
- Bibehåll anestesi genom kontinuerlig infusion av fentanyl (10 μg·kg-1·h-1) och sevofluran (3,0% utgången koncentration, levererad av ångan). Säkerställ adekvat anestesinivå genom noggrann observation av vitala tecken och ventilationsparametrar samt genom frånvaro av rörelser under hela protokollet, med särskild uppmärksamhet på faserna av kirurgisk stimulans. Ge ytterligare bolusdoser av fentanyl (50 μg) om det finns tecken på smärta eller ångest.
OBS: Se till att forskare som har erfarenhet av djurestesi under hela proceduren finns och använd övervakning av en erfaren veterinär för att säkerställa korrekt anestesi. - Administrera en infusionshastighet vid baslinjen på 10 ml-1·h-1 balanserade kristalloider för att kompensera för vätskeförluster under anestesi, kirurgisk förberedelse och utförande av det experimentella protokollet. Använd en vätskevärmare för att förhindra värmeförlust.
- Rengör försiktigt grisens hud med tvålvatten. Använd en huddesinfektionslösning som innehåller povidonjod för att minska hudkontamineringen. Använd sterila handskar för kirurgiska preparat. Applicera 300 mg clindamycin som antimikrobiell profylax och upprepa dosen efter 6 h.
2. Sondplacering
- Placera djuret i rätt sidoläge och böj djurets rygg för att bredda utrymmet mellan kotorna.
- Kirurgiskt exponera det paravertebral området för beredning av spinous processer och ryggradsbågar (figur 1A).
- Placera en kärl 14 G perifer venkateter paramedian i ryggmärgen i nivå med bröstkotan (Th) 13/14 eller ländkotan (L) 1/2 mellan två ryggradsbågar(figur 1B).
- Ta bort nålen, för in laser-/Doppler-nålsonden över venkatetern(figur 1C) och testa signalkvaliteten genom anslutning till den avsedda hård- och programvaran. Se till att det finns en stabil signal med måttlig pulsatilitet.
- Fixera försiktigt sonden med suturer(figur 1D) och använd utfyllnad för att förhindra förskjutning eller kinking av sonden.
- För perkutan placering av cerebrospinalvätskans dränering för mätning och kontroll av cerebrospinaltryck, identifiera nivån på L 4/5 eller L 5/6, punktera huden och det subkutana utrymmet med införarnålen och ta bort inläggsnålen.
- Placera en saltlösningsfylld spruta på nålen och för försiktigt in nålen med konstant tryck på den vätskefyllda sprutan.
- När en förlust av motstånd känns som bevis för epidural position, återinför inläggsnålen och introducera nålen 2-3 mm ytterligare för att punktera dura mater och ta bort inläggsnålen.
- Kontrollera den intratekala positionen genom att snabbt droppa av klarlut. För in dräneringen upp till 20 cm djup, fäst Luer-låsadaptern och kontrollera positionen genom noggrann aspiration av sprit.
- Fixera försiktigt dräneringen med suturer och anslut den till cerebrospinalvätskans dräneringssystem.
- Exponera skallen bakom vänster öra och utför försiktigt en borrhålsförspaning av huden med en 6 mm borrfäste.
- Introducera en andra laserdopplersond direkt i hjärnan. Fixera försiktigt sonden med suturer och testa signalkvaliteten genom anslutning till utsedd hård- och programvara. Återigen, se till att det finns en stabil signal med måttlig pulsatilitet.
- Koppla bort alla sonder, placera försiktigt djuret i ett supinläge, vilket säkerställer opåverkad sondposition. Se till att minst 4-5 forskare utför denna manöver.
- Återanslut sonder och kontrollera signalkvaliteten igen.
- Anslut laser-Doppler-hårdvarans utgångskanaler till förstärkaren och den synkroniska förvärvets hårdvara och programvara för att dessutom spela in laser/Doppler Flux samtidigt med makrohemodynamiska signaler.
- Kalibrera Flödet enligt enhet (PU) med 2-punktskalibrering.
- Tryck på Retur för att öppna menyn och välja den analoga utmatningsinställningen.
- Använd den visade konverteringsfaktorn (5,0 V = 1000 PU) för att kalibrera Flux med 2-punktskalibrering för användning med den synkroniska förvärvsprogramvaran.
- Välj Återgå för att återgå till föregående meny och välj Mät för att fortsätta med mätningen.
- Öppna den synkroniska anskaffningsprogramvaran. Välj noll alla indata på inställningsmenyn. Anslut alla ingångar till de använda enheterna och sonderna.
- Utför 2-punktskalibrering för Flux genom att klicka på rullgardinsmenyn på Flux-kanalen. Välj 2-punktskalibrering. Ange enhetsomvandling till på och välj BPU som enheter. För punkt 1anger du 0 V till 0 BPU. För punkt 2anger du 5,0 V till 1000 BPU. Välj ange enheter för alla och nya data. Tryck på OK för att stänga menyn.
- Starta kontinuerlig cerebrospinalvätska dränering med ett måltryck på 10 mmHg och dräneringsvolym på 20 mL·h-1.
3. Kateterplacering
- Exponera båda lårbensartärerna.
- Liga den distala delen av den högra lårbensartären, ockludera tillfälligt artärens proximala lumen med hjälp av en kärlslinga, utför ett 2 mm snitt av kärlet med en Potts sax och introducera styrtråden.
- Introducera styrtråden ytterligare, säkerställ motståndsfri insättning och undvik att binda tråden; för katetern över tråden.
- Fixera katetern med suturer.
- Säkerställa korrekt position genom strävan efter arteriellt blod verifierat med blodgasanalys och arteriell signalmätning efter korrekt anslutning till blodtrycket och transkardiopulmonär övervakning av hård- och programvara.
- Placera en flödessond på 5 mm på den vänstra lårbensartären och testa signalkvaliteten genom anslutning till flödesmätaren.
- Stäng båda ljumsken med suturer.
- Exponera rätt halsartär samt rätt inre halsven för placering av 8 Fr. introducerar mantlar.
- För placering av kateter, fortsätt på samma sätt som beskrivs i 3,2-3,4.
- Anslut sidan-lumen av halsartären introducerar mantel till den grundläggande tryckövervakning och pulmonell termodilering hårdvara för arteriell tryck mätning.
- För in en tryckspetskateter i den stigande aortan och verifiera positionen genom anslutning till förstärkaren och synkront förvärv hård- och programvara.
- Placera en Swan-Ganz lungartärkateter via venös mantlar i lungartären genom att blåsa upp ballongen med luft på 20 cm djup och försiktigt sätta in den tills ett kiltryck ses i den hemodynamiska kurvan. Töm ballongen och dra tillbaka katetern 2 cm. Säkerställ en tillfredsställande signalkvalitet för lungartärtrycket. Anslut termodilutionshårdvaran till grundläggande tryckövervakning och hårdvara för lungtermodlution.
- Använd sonografisk vägledning för perkutan placering av en 12 Fr. 5-Lumen central venkateter för läkemedelsadministration och central venös tryckmätning i den yttre högra halsvenen. Använd 6-stegsmetoden för sonografisk placering38
- Anslut kateterns distala lumen till blodtrycket och transkardiopulmonär övervakning av hård- och programvara. Byt alla läkemedel och infusioner till den centrala venkateter. Använd olika lumen för smärtstillande medel, vätskor och katekolaminer, och skona den stora lumen för administrering av kolloider under volymbelastningssteg.
4. Kirurgisk förberedelse
- Utför en mini-laparotomy, mobilisera blåsan, sätt in en foleykateter för urindränering, blås upp ballongen med saltlösning och fixera katetern med påsen suturer.
- Anslut katetern till en urinuppsamlingspåse som visar urinmängden i ml.
- Öka FiO2 till 1,0 och administrera 0, 1 mg·kg-1 pankuronium intravenöst.
- Utför en median sternotomi genom att använda elektrocautery för prepping ner till bröstbenet. Dissekera försiktigt bröstbenet från den omgivande vävnaden. Utför retrosternal placering av en kompress för att förhindra skador.
- Stoppa ventilationen och dela benet med en oscillerande såg. Fortsätt ventilationen och minska FiO2 till 0,3. Använd elektrocautery för att minska blödningen och försegla bröstbenet med benvax.
- Mobilisera försiktigt toppen av den vänstra lungan och dela den vänstra laterala delen av membranet för att underlätta kirurgisk exponering.
- Exponera den fallande aortan proximal för celiac bålen genom skonsam upprullning av vänster lunga, säkerställa ostörd ventilation och undvika trauma på vänster lunga (figur 2A) och dela den omgivande vävnaden(figur 2B). Administrera 7 mL·kg-1 hydroxietylstärkelse kolloid om hemodynamisk stabilisering behövs.
- Placera ett överfäste runt den fallande aortan för att säkerställa korrekt exponering(figur 2C).
- Fäst en flödessond runt den fallande bröstaortan (figur 2D). Säkerställ korrekt signalkvalitet genom anslutning till flödesmodulen och synkront förvärv hård- och programvara. Använd kontaktgel för att förbättra signalkvaliteten vid behov.
- Fäst en kärlslinga runt den fallande aortan, distala till flödessonden för att markera området för aortakorsklämmor.
5. Bedömning och datainsamling
- Nolla alla katetrar och nivåkatetrar med vätskefyllda linjer placerade på rätt förmaksnivå.
- Placera nål EKG elektroder och ansluta dem till synkron förvärv hårt- och programvara.
- Bedömning av transkardiopulmonär termodilution samt aortaflödes- och tryckmätningar har tidigare beskrivits 34.
- För hjärtutgångsmätning med lungartär termodlution, utför 3 injektioner med 10 ml kall saltlösning och notera medelvärdet som visas av grundläggande övervakningsmaskinvara.
- Starta laser-Doppler-programvaran genom att helt enkelt trycka på Startoch sätt ett märke för varje mätsteg genom att noggrant märka stegen som M0 till M5.
6. Experimentellt protokoll
- Utför baslinjemätningar (M0).
- Utför hemodynamisk optimering med volymbelastningssteg på 7 mL·kg-1 hydroxietylstärkelse colloid. Utför varje volymbelastningssteg under 5 min med trycksatta infusioner. Efter slutförandet av varje volymbelastningssteg, tillåt 5 min för jämvikt. Påbörja volymbelastningen tills ökningen av hjärtproduktionen är <15%.
- Upprepa mätningar (M1) efter avslutad hemodynamisk optimering.
- Inducera ischemi/reperfusion för totalt 48 min supra-celiac kolorektal korsspänning genom att placera en kolorektal klämma på det markerade området.
- Applicera kolorektal fastspänning i stigande ordning av 1-, 2-, 5-, 10- och 30-minutersintervall för att förbättra djurens överlevnad under studieprotokollet.
- Fortsätt kolorektal tvärklämma efter varje intervall efter högst 5 min eller efter normalisering av femorala artärflödet.
- Utför manuell inflödesocklusion av den sämre vena cava för att förhindra blodtrycksökningar på > 100 mmHg medelvärde arteriellt tryck.
- Administrera bolusinjektioner av noradrenalin eller adrenalin under fastspänningsfasen, om det behövs, för att förhindra minskningar av genomsnittligt artärtryck under 40 mmHg.
- Upprepa mätningarna i slutet av 30-minuters fastspänningsintervallet före reperfusion (M2).
- Öppna klämman gradvis för att säkerställa hemodynamisk stabilitet. Stäng klämman om blodtrycket sjunker för snabbt och tillåt stabilisering.
- Administrera 7ml-kg -1 hydroxietylstärkelsekolloider samt ytterligare bolusinjektioner på 10-20 μg noradrenalin och/eller adrenalin för stabilisering. Administrera 2 ml kg-1 av 8,4% natriumbikarbonat om pH-värdet sjunker under 7,1. Se till att andningshastigheten justeras korrekt för att säkerställa normocapnia.
- Upprepa mätningarna 1 h efter reperfusion (M3).
- Upprepa hemodynamisk optimering enligt beskrivningen under 6.2 och upprepa mätningar (M4).
- Utför slutliga mätningar 4,5 h efter induktion av ischemi/reperfusion (M5).
7. Dödshjälp
- Administrera 40 mmol kaliumklorid intravenöst för dödshjälp för att inducera ventrikulär förmaksflimmer och asystol.
- Avsluta ventilationen och ta bort alla katetrar.
8. Organ skörd
- Placera djuret i ett benägen läge och ta bort nålsonderna såväl som dräneringen.
- Exponera ryggraden genom hudsnitt och avlägsnande av muskelvävnad med en skalpell och tång.
- Använd en oscillerande såg för att dela ryggkotan på båda sidor och ta bort ryggbenets dorsala del genom att försiktigt flytta den spinösa processen i sidled för att lossa de återstående anslutningarna.
- Använd tång för att försiktigt lyfta ryggmärgen från den kaudala till kraniala ändarna och använd en skalpell för att skära ryggradsnerverna för att ta bort ryggmärgen.
- Lagra ryggmärgen i 4% formalin tills vidare användning för histopatologiska utvärdering eller microsphere kvantifiering.
9. Statistisk analys
- Använd statistisk programvara.
- Säkerställa normal fördelning genom inspektion av histogram och variabler för loggomvandlar vid behov.
- Utsätt de beroende variablerna-ryggmärgen Flux, hjärtutgång, hjärtfrekvens, strokevolym, systoliskt arteriellt tryck, genomsnittligt arteriellt tryck, diastoliskt arteriellt tryck, centralt venöst tryck, systemisk kärlresistens - samt övre och nedre ryggmärgsmikroperfusion som bedöms med fluorescerande mikrosfärer om så önskas - till allmänna linjära blandade modellanalyser, med hjälp av rutinen GENLINMIXED för kontinuerliga data med en identitetslänkfunktion.
- Använd baslinjejusteringar.
- Ange modeller med fasta effekter för variabel baslinje och mätpunkt. Betrakta mätpunkten som upprepade åtgärder inom djur.
- Rapportera p-värden för fasta effekter för mätpunkten för varje parameter.
- För ryggmärgsanalys av fluorescerande mikrosfärer, använd region (nedre ryggmärgen, övre ryggmärgen) dessutom som fast effekt och interaktion mellan region och mätpunkt för att utvärdera interaktioner mellan regioner och mätpunkt, och rapportera p-värden för fasta effekter för interaktion också.
- Beräkningsbaslinjen justerade marginalmedel med 95 % konfidensintervall (CI) för alla beroende variabler vid mätpunkterna M1-M5, följt av jämförelser med parurs via minst signifikanta differenstester.
- Expressvariabler som medelvärde (95% KI). Uttrycka djurvikt som medelvärde ± standardavvikelse.
- Presentera ojusterade p-värden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Alla sex djuren överlevde tills protokollet var klart. Djurvikten var 48,2 ± 2,9 kg; fem djur var män, och ett djur var hona. Ryggmärg nål sond insättning samt ryggmärg Flux mätning var genomförbart i alla djur.
Exempel på mikrokretsinspelningar i realtid av ryggmärgsmikrokrets i kombination med cerebral mikrocirkulation och makrohemodynamiska inspelningar under aorta-korsklämma för ischemisk induktion samt vid unclamping och reperfusion visas i figur 3A, figur 3B. Störningen av fallande aortaflöde följdes av en markant minskning av ryggmärgsflödet, medan trycket i den stigande aorta ökade (figur 3A). Reperfusion ledde till motsatta effekter (figur 3B).
Statistisk analys av makro- och mikrocirkulationsparametrar visas i tabell 1. Blandade modell-uppskattade marginalmedel och deras konfidensintervall indikerar markant minskning av ryggmärgen Flux under ischemi. Däremot ökade cerebrala Flux markant under ischemi, vilket indikeras av de uppskattade marginella medlen och deras konfidensintervall. Detta åtföljdes av ökning av kranskärlens tryck, hjärtfrekvens och systemisk vaskulär resistens, medan hjärt produktionen och stroke volym minskade. Fluorescerande mikrosfär analys visade en markant minskning av ryggmärg microcirculatory blodflödet i den nedre ryggmärgen, medan det inte fanns någon betydande förändring i övre ryggmärgen, som anges av de uppskattade marginella medel och deras förtroende intervall. Reperfusion ledde till motsatta effekter. Även om det fanns en ytterligare minskning av hjärt produktionen, stroke volym och kranskärlens tryck i slutet av protokollet, ryggmärgen Flux samt ryggmärg microcirculatory blodflödet var stabil.
Resultaten av denna studie visar förmågan hos Laser/Doppler nål sonder att upptäcka realtidsförändringar i ryggmärgsmikroperfusion. Som förväntat var minskningen av ryggmärgsmikrocirkulationen under ischemi drastisk med minimal mikrocirkulationsflöde Flux. Återvinning av ryggmärgen Flux inträffade efter reperfusion. Lägre ryggmärg perfusion, som bedömts med fluorescerande mikrosfärer, visade ett jämförbart beteende, vilket stöder metoden. Som förväntat visade övre ryggmärgen perfusion och cerebrala Flux olika beteenden. Även om ryggmärg microcirculation var stabil, makrocirkulationen minskade i slutet av protokollet, visar en förlust av hemodynamic koherens. Medan flödet i den fallande stora kroppspulsådern var noll under ischemi, ledde reperfusion till en återhämtning av aorta flöde. Histopatologiska analys visade mild nekros av ryggmärgen med Kleinman-poäng för den nedre ryggmärgen mellan 0 och 2 och för den övre ryggmärgen mellan 0 och 1.
Figur 1:Placering av laser/Doppler nålsond i ryggmärgen. b)Punktering av ryggmärgen med hjälp av en venkateter. (C)Insättning av nålinden efter avlägsnande av inläggsnålen. ( D)Fixering av nålinden. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 2: Exponering av den fallande aortan och placering av flödessond och kärlslinga. ( A) Exponering av den fallande aortan efter att ha mobiliserat toppen av den vänstra lungan och delning av den vänstra laterala delen av membranet. b)Delning av den omgivande vävnaden för kirurgisk exponering. C)Placering av ett överfäste runt den fallande aortan för att säkerställa korrekt cirkulär exponering. ( D)Placering av flödessonden samt kärlslingan runt den fallande aortan. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 3: Provinspelningar av mikrocirkulations- och makrohemodynamiska signaler under ischemi samt reperfusion. Provinspelningar av EKG, tryck i den stigande aortan mätt med hjälp av en mikrotip kateter, flöde i den fallande aortan mätt med hjälp av en ultraljud flödessond, ryggmärg samt cerebral mikrocirculatory FLUX mätt med laser / Doppler nålsonder. (A) 50 s prov under ischemiinduktion genom supra-celiac aorta cross-clamping. (B) 20 s prov under reperfusionsinduktion genom skonsam återöppning av aortakorsklämman. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
| M1 | M2 | M3 | M4 | M5 | ||
| Ryggmärgsflöde | 61.35 (41.96-89.70) | 6.78 (4.63-9.91) | 58.97 (40.33-86.22) | 66.05 (45.17-96.57) | 59.09 (40.41-86.40) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,878 | p = 0,777 | p = 0,886 | |
| Cerebralt flöde | 41.12 (28.17-60.04) | 71.73 (49.13-104.73) | 60.34 (41.33-88.10) | 59.91 (36.93-78.71) | 49.82 (34.12-72.74) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p = 0,023 | Parvis jämförelse M1 | p = 0,001 | p = 0,045 | p = 0,173 | p = 0,341 | |
| Ryggmärgsmikrfusion (ml/min/g) | Övre ryggmärg | 0.071 (0.058-0.087) | 0.063 (0.052-0.078) | 0.088 (0.072-0.11) | 0.082 (0.067-0.100) | 0.083 (0.068-0.102) |
| Parvis jämförelse M1 | p = 0,420 | p = 0,146 | p = 0,344 | p = 0,281 | ||
| Mätpunkt för huvudeffekt: p < 0,001 | ||||||
| Nedre ryggmärgen | 0.079 (0.065-0.097) | 0.031 (0.026-0.039) | 0.111 (0.090-0.136) | 0.089 (0.073-0.110) | 0.105 (0.086-0.129) | |
| Interaktionsmätningspunkt · Ryggmärgsregionen: s < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,021 | p = 0,400 | p = 0,051 | |
| Hjärtutgång (l/min) | 4.15 (3.69-4.61) | 3.13 (2.67-3.60) | 3.30 (2.84-3.76) | 3.67 (3.20-4.13) | 2.67 (2.00-2.93) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt:: s < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,007 | p = 0,125 | p < 0,001 | |
| Puls (bpm) | 74.42 (53.70-95.15) | 131.09 (110.36-151.82) | 88.92 (68.19-109.65) | 80.62 (59.89-101.35) | 99.38 (78.65-120.11) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p = 0,002 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,314 | p = 0,666 | p = 0,092 | |
| Linjevolym (ml) | 55.50 (49.20-61.81) | 25.33 (19.03-31.64) | 37.00 (30.69-43.31) | 45.33 (39.03-51.64) | 27.17 (20.86-33.47) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p < 0,001 | p = 0,004 | p < 0,001 | |
| Systoliskt arteriellt tryck stigande aorta (mmHg) | 94.36 (85.20-103.52) | 122.05 (112.89-131.20) | 76.72 (67.56-85.88) | 88.36 (79.20-97.52) | 73.36 (64.20-82.52) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,006 | p = 0,321 | p = 0,002 | |
| Genomsnittlig arteriellt tryck stigande aorta (mmHg) | 78.18 (68.68-87.67) | 107.29 (97.80-116.78) | 59.08 (49.58-68.57) | 70.38 (60.89-79.87) | 58.35 (48.85-67.84) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,005 | p = 0,217 | p = 0,004 | |
| Diastoliskt arteriellt tryck stigande aorta (mmHg) | 59.20 (49.41-69.00) | 93.76 (83.97-103.56) | 45.18 (35.38-54.98) | 52.48 (42.69-62.28) | 45.33 (35.54-55.13) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,038 | p = 0,302 | p = 0,040 | |
| Systemisk kärlresistens (dyn x sek x cm-5) | 1421.13 (1236.94-1632.74) | 208089.94 (181128.10-239085.87) | 1335.36 (1162.29-1534.21) | 1412.62 (1229.54-1622.97) | 1807.46 (1573.21-2076.60) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p < 0,001 | Parvis jämförelse M1 | p < 0,001 | p = 0,407 | p = 0,938 | p = 0,005 | |
| Flöde (l/min) Fallande Aorta | 3.27 (0.96-5.58) | 0 | 3.27 (0.96-5.58) | 3.54 (1.23-5.85) | 4.54 (2.32-6.85) | |
| Mätpunkt för huvudeffekt: p = 0,003 | Parvis jämförelse M1 | p = 0,998 | p = 0,844 | p = 0,381 | ||
Tabell 1: Förändringar i hemodynamiska parametrar under protokollet. Värden anges som baslinjejusterade uppskattade marginalmedel med 95 % konfidensintervall. Ojusterade p-värden för F-tester av mätpunktens huvudeffekter ges för varje parameter samt av interaktionseffekter mellan region och mätpunkt för övre och nedre ryggmärgsmikroperfusion. Ojusterade p-värden för parvis jämförelser av enskilda mätpunkter med M1 presenteras också. Mätpunkter är: M1 = Hemodynamisk optimering före ischemi/reperfusion, M2 = Under ischemi M3 = 1 h efter reperfusion M4 = Hemodynamisk optimering efter ischemi/reperfusion, M5 = 4,5 h efter induktion av ischemi/reperfusion.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
SCI inducerad av ryggmärg ischemi är en stor komplikation av aorta reparation med enorm inverkan på patientens resultat1,2,3,4,10,11,12. Mikrocirkulationsriktade behandlingar för att förebygga och behandla SCI är mest lovande. Protokollet ger en reproducerbar metod för realtid ryggmärg mikrocirculatory utvärdering och erbjuder förmågan att utvärdera effekter av nya terapeutiska metoder på ryggmärg mikrocirkulation under ischemi/reperfusion villkor.
Det finns några kritiska metodologiska steg i denna experimentella modell. För att förhindra förlust av djur måste forskare ha erfarenhet av anestesitekniker (cerebrospinal vätskedräneringsinsättning, sonografisk kärlåtkomst och hemodynamisk terapi under aortaexponering, aorta tvärklämning och reperfusion) samt i kirurgiska tekniker (sternotomi, kärlexponering, kirurgisk exponering av den fallande aortan). Införandet av ryggmärgsnålsonden kräver erfarenhet, djup kunskap om anatomin och sunda tekniska färdigheter. Men enligt vår erfarenhet är inlärningskurvan betydligt brant, och de flesta erfarna forskare kommer att nå framgång på kort tid, även om flera försök måste undvikas för att förhindra ryggmärgsskador som kan påverka metoden.
Ett annat kritiskt steg är förändringen från höger lateral till supin position för att förhindra förskjutning eller skada av ryggmärgsnålsonden. För denna manöver rekommenderas 4-5 personer, korrekt stoppning av insättningsstället är viktigt och noggrann försiktighet bör iakttas för att inte flytta sonden. Exponering av den fallande aortan kräver också några kritiska steg. Toppen av den vänstra lungan måste mobiliseras för att möjliggöra skonsam upprullning av den vänstra lungan för att exponera det kirurgiska fältet. Dessutom bör den vänstra laterala delen av membranet dissekeras för att underlätta exponering. Under aorta förberedelse, optimal kommunikation mellan de forskare som utför kirurgi och de som tillhandahåller anestesi och hemodynamic förvaltning behövs för att säkerställa tillräcklig cardiopulmonary stabilitet. Under aorta tvärklämning rekommenderas manuell kompression av den sämre vena cava för att minska venös avkastning. Utan denna manöver kan allvarliga efterbelastningsökningar uppstå som kan leda till skadlig hjärtmuskelskada39,40.
Reperfusion bör utföras försiktigt med vätskor, vasopressorer och inotroper redo att användas. Under reperfusion uppstår dramatiska förändringar som kan leda till allvarlig hypotoni, hjärtrytmier och cirkulationssvikt41. Försiktig observation av hemodynamiskt beteende, snabb initiering av interventioner, liksom användning av en strukturerad och mild prestanda under denna kritiska fas kan dock förhindra förlust av djur. Dessutom inducerar användningen av stigande intervaller av aorta tvärklämning, följt av tidsperioder för att förbättra regenerering, som används i protokollet, ischemiska förkonditioneringseffekter som förbättrar hemodynamisk stabilitet under reperfusion42,43.
Modellen ger möjlighet att övervaka ryggmärgsmikrocirkulationen utöver makrocirkulationsutvärdering. På grund av förlusten av hemodynamisk koherens som ofta ses vid högriskkirurgi och kritiskt sjuka patienter är direkt utvärdering av ryggmärgsmikrocirkulation nödvändig13,30. Sublingual mikrocirkulation används ofta för att ersätta direkt mikrocirkulationsutvärdering i intresseorganet44. Dissociation mellan sublingual mikrocirkulation och vitala organ har dock visats, betonar värdet av direkt mikrocirkulationsutvärdering i ryggmärgen, som används i den experimentella modellen45. Slutligen har modellen fördelen av realtidsövervakning av ryggmärgsblodflödet i jämförelse med fluorescerande mikrosfärutvärdering, som begränsas av intermittent användning ochobduktionsanalys 46. Effekten av realtidsbedömning kan bäst ses när man tittar på exempelinspelningar under ischemi samt reperfusionsinduktion, som visar snabba förändringar i ryggmärgsmikroperfusion. Det bör dock övervägas att laser-Doppler sond insättning i ryggmärgen kan leda till små, men betydande, skador på ryggmärgen.
Eftersom ryggmärgens integritet möjligen kan påverka de hemodynamiska parametrarna, kan detta vara en nackdel med metoden. Användningen av laser-Doppler-tekniker för att bedöma ryggmärgsmikroperfusion har dock tidigare använts47,48,49,50. Dessutom, även om vi inte observerade hemodynamic förändringar efter sond insättning, kunde vi inte utesluta hemodynamic effekter induceras av denna metod. Det bör noteras att hemodynamiska förändringar också kan framkallas genom användning av mikrosfärinjektioner, vilket dock skulle vara av mindre betydelse hos stora djur51. Dessutom kan sensorisk eller motorisk funktion påverkas av sondinsättning och därför bör användning av sensorisk eller motorisk framkallad potentiell bedömning utföras med försiktighet i kombination med laser-Doppler utvärdering.
I detta avseende kan mikrosfärinjektionstekniken vara fördelaktig. Dessutom bör teknikerna inte användas för kroniska prövningar. Detta gäller dock även för mikrosfärinjektioner, som är begränsade till akuta prövningar eftersom de är beroende av vävnadsanalys efter döden. De flesta studier med laser-Doppler-tekniker utfördes på små djur47,48,49,50 Här beskriver vi en teknik för användning hos grisar, som en stor djurmodell, vilket kan underlätta översättning till kliniska studier. Den paramedian-introducerande tekniken övervinner problemet med stora spinous processer hos grisar, vilket komplicerar korrekt placering av ryggmärgssonder. Dessutom har tekniken fördelen att laminectomy eller avlägsnande av duravävnad inte behövs, vilket förhindrar en konstant förlust av sprit. Eftersom cerebrospinalvätskans tryck har en enorm inverkan på ryggmärgsperfusion32, har modellen fördelen att mäta och optimera cerebrospinalvätskans tryck förutom ryggmärgsmikroperfusion och kommer att ta itu med effekten av cerebrospinalvätskans tryck på ryggmärgsmikroperfusion i framtida projekt.
Protokollet har vissa begränsningar som bör nämnas. Absoluta värden av ryggmärgsflöde skiljer sig avsevärt mellan djur på grund av skillnader i exakt sondposition och närhet till större ryggmärgskärl. Därför bör baslinjejusteringar utföras vid jämförelse av värden. Intra-individuella skillnader mellan mätpunkter är dock mycket konsekventa så länge noggrann försiktighet iakttas för att undvika rörelser av nålsonden under protokollet. Dessutom utformades denna studie inte som en jämförelsestudie mellan Laser-Doppler och fluorescerande mikrosfärmetoder. Med tanke på antalet djur utförde vi inte en korrelationsanalys mellan dessa två metoder.
Även om båda metoderna visade ett jämförbart beteende med betydande minskningar under ischemi och återhämtning efter reperfusion för båda, bör en jämförelse av metoderna behandlas med hjälp av korrekt utformade studier i framtiden. Ändå möjliggjorde användningen av mikrosfärer dessutom utvärdering av olika beteenden för övre och nedre ryggmärgen microperfusion. Dessutom visade histopatologiska analysen endast måttlig ryggmärgsnekros jämfört med andra modeller av ryggmärgs ischemi37. Att förlänga varaktigheten av ischemi samt utelämna förkonditioneringsåtgärder kan leda till allvarligare förändringar som kan önskas av vissa forskare. Även om vi utvärderade endast milda histopatologiska förändringar, kan detta vara annorlunda med en längre varaktighet av ischemi. I detta avseende kan en längre period efter ischemi/reperfusion före protokollets upphörande också ha lett till allvarligare histopatologiska förändringar. Protokollet aktiverade dock hemodynamic stabilitet en timme efter reperfusion utan behov av ytterligare eller ens kontinuerlig inotrope eller vasopressor ansökan.
För utvärdering av olika hemodynamiska interventioner ger denna modell optimala förutsättningar. Även om vi använde vätskeoptimering som ett exempel på hemodynamic intervention, kan andra metoder utvärderas med denna metod. Medan detta protokoll ger mikrocirculatory utvärdering i en modell av ischemi/reperfusion, begränsar varaktigheten av ischemi utvärderingen av terapeutiska metoder under ischemi före reperfusion. Under ischemi inträffade dessutom en variation i hemodynamiska förändringar (t.ex. hypertoni, hypotoni, takykardi, bradykardi, liksom hjärtrytmier). Manuell inflödesocklusion påverkar ytterligare hemodynamiska variabler under denna fas. Därför rekommenderas protokollet inte för utvärdering av terapeutiska metoder under ischemi före reperfusion. Andra experimentella inställningar, såsom användning av embolization eller ligatur tekniker, kan dock kombineras med ryggmärg laser/Doppler nål sond utvärdering, som beskrivs i detta protokoll.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Constantin J.C. Trepte har fått ett hederspris för föreläsningar av Maquet. Alla andra författare deklarerar inga intressekonflikter. Studien stöddes av European Society of Anestesiology Young Investigator Start-Up Grant 2018.
Acknowledgments
Författarna vill tacka Lena Brix, V.M.D, Institute of Animal Research, Hannover Medical School, samt Fru Jutta Dammann, Facility of Research Animal Care, University Medical Center Hamburg-Eppendorf, Tyskland, för att ha tillhandahållit pre- och perioperativ djurvård och deras tekniska hjälp med djurhantering. Författarna vill vidare tacka Dr. Daniel Manzoni, Institutionen för kärlkirurgi, Hôpital Kirchberg, Luxemburg, för hans tekniska hjälp.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CardioMed Flowmeter | Medistim AS, Oslo, Norway | CM4000 | Flowmeter for Flow-Probe Femoral Artery |
| CardioMed Flow-Probe, 5mm | Medistim AS, Oslo, Norway | PS100051 | Flow-Probe Femoral Artery |
| COnfidence probe, | Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA | MA16PAU | Flow-Probe Aorta |
| 16 mm liners | |||
| DIVA Sevoflurane Vapor | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Vapor | |
| Hotline Level 1 Fluid Warmer | Smiths Medical Germany GmbH, Grasbrunn, Germany | HL-90-DE-230 | Fluid Warmer |
| Infinity Delta | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Basic Monitoring Hardware | |
| Infinity Hemo | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Basic Pressure Monitoring and Pulmonary Thermodilution Hardware | |
| LabChart Pro | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | v8.1.16 | Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Software |
| LiquoGuard 7 | Möller Medical GmbH, Fulda, Germany | Cerebrospinal Fluid Drainage System | |
| Millar Micro-Tip Pressure Catheter (5F, Single, Curved, 120cm, PU/WD) | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | SPR-350 | Pressure-Tip Catheter Aorta |
| moor VMS LDF | moor Instruments, Devon, UK | Designated Laser-Doppler Hardware | |
| moor VMS Research Software | moor Instruments, Devon, UK | Designated Laser-Doppler Software | |
| Perivascular Flow Module | Transonic Systems Inc., Ithaca, NY, USA | TS 420 | Flow-Module for Flow-Probe Aorta |
| PiCCO 2, Science Version | Getinge AB, Göteborg, Sweden | v. 6.0 | Blood Pressure and Transcardiopulmonary Monitoring Hard- and Software |
| PiCCO 5 Fr. 20cm | Getinge AB, Göteborg, Sweden | Thermistor-tipped Arterial Line | |
| PowerLab | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | PL 3516 | Synchronic Laser-Doppler, Blood Pressure, ECG and Blood-Flow Aquisition Hardware |
| QuadBridgeAmp | ADInstruments Ltd., Oxford, UK | FE 224 | Four Channel Bridge Amplifier for Laser-Doppler and Invasive Blood Pressure Aquisition |
| Silverline | Spiegelberg, Hamburg, Germany | ELD33.010.02 | Cerebrospinal Fluid Drainage |
| SPSS statistical software package | IBM SPSS Statistics Inc., Armonk, New York, USA | v. 27 | Statistical Software |
| Twinwarm Warming System | Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany | 12TW921DE | Warming System |
| Universal II Warming Blanket | Moeck & Moeck GmbH, Hamburg, Germany | 906 | Warming Blanket |
| VP 3 Probe, 8mm length (individually manufactured) | moor Instruments, Devon, UK | Laser-Doppler Probe | |
| Zeus | Dräger Medical, Lübeck, Germany | Anesthesia Machine |
References
- Etz, C. D., et al. Contemporary spinal cord protection during thoracic and thoracoabdominal aortic surgery and endovascular aortic repair: a position paper of the vascular domain of the European Association for Cardio-Thoracic Surgerydagger. The European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 47 (6), 943-957 (2015).
- Schraag, S.
- Cambria, R. P., et al. Thoracoabdominal aneurysm repair: results with 337 operations performed over a 15-year interval. Annals of Surgery. 236 (4), 471-479 (2002).
- Becker, D. A., McGarvey, M. L., Rojvirat, C., Bavaria, J. E., Messe, S. R. Predictors of outcome in patients with spinal cord ischemia after open aortic repair. Neurocritical Care. 18 (1), 70-74 (2013).
- McGarvey, M. L., et al. The treatment of spinal cord ischemia following thoracic endovascular aortic repair. Neurocritical Care. 6 (1), 35-39 (2007).
- Fukui, S., et al. Development of collaterals to the spinal cord after endovascular stent graft repair of thoracic aneurysms. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 52 (6), 801-807 (2016).
- Augoustides, J. G., Stone, M. E., Drenger, B. Novel approaches to spinal cord protection during thoracoabdominal aortic interventions. Current Opinion in Anesthesiology. 27 (1), 98-105 (2014).
- Bicknell, C. D., Riga, C. V., Wolfe, J. H. Prevention of paraplegia during thoracoabdominal aortic aneurysm repair. European Journal of Vascular and Endovascular Surgery. 37 (6), 654-660 (2009).
- Feezor, R. J., Lee, W. A. Strategies for detection and prevention of spinal cord ischemia during TEVAR. Seminars in Vascular Surgery. 22 (3), 187-192 (2009).
- Heidemann, F., et al. Incidence, predictors, and outcomes of spinal cord ischemia in elective complex endovascular aortic repair: An analysis of health insurance claims. Journal of Vascular Surgery. , (2020).
- Rizvi, A. Z., Sullivan, T. M. Incidence, prevention, and management in spinal cord protection during TEVAR. Journal of Vascular Surgery. 52 (4), Suppl 86-90 (2010).
- Wortmann, M., Bockler, D., Geisbusch, P. Perioperative cerebrospinal fluid drainage for the prevention of spinal ischemia after endovascular aortic repair. Gefasschirurgie. 22, Suppl 2 35-40 (2017).
- Saugel, B., Trepte, C. J., Heckel, K., Wagner, J. Y., Reuter, D. A. Hemodynamic management of septic shock: is it time for "individualized goal-directed hemodynamic therapy" and for specifically targeting the microcirculation. Shock. 43 (6), 522-529 (2015).
- Moore, J. P., Dyson, A., Singer, M., Fraser, J. Microcirculatory dysfunction and resuscitation: why, when, and how. British Journal of Anaesthesia. 115 (3), 366-375 (2015).
- De Backer, D., Creteur, J., Preiser, J. C., Dubois, M. J., Vincent, J. L. Microvascular blood flow is altered in patients with sepsis. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 166 (1), 98-104 (2002).
- De Backer, D., Creteur, J., Dubois, M. J., Sakr, Y., Vincent, J. L. Microvascular alterations in patients with acute severe heart failure and cardiogenic shock. American Heart Journal. 147 (1), 91-99 (2004).
- Sakr, Y., Dubois, M. J., De Backer, D., Creteur, J., Vincent, J. L. Persistent microcirculatory alterations are associated with organ failure and death in patients with septic shock. Critical Care Medicine. 32 (9), 1825-1831 (2004).
- Trzeciak, S., et al. Early microcirculatory perfusion derangements in patients with severe sepsis and septic shock: relationship to hemodynamics, oxygen transport, and survival. Annals of Emergency Medicine. 49 (1), 88-98 (2007).
- Donati, A., et al.
- Hamamoto, Y., Ogata, T., Morino, T., Hino, M., Yamamoto, H. Real-time direct measurement of spinal cord blood flow at the site of compression: relationship between blood flow recovery and motor deficiency in spinal cord injury. Spine. 32 (18), Phila Pa 1976 1955-1962 (2007).
- Soubeyrand, M., et al. Real-time and spatial quantification using contrast-enhanced ultrasonography of spinal cord perfusion during experimental spinal cord injury. Spine. 37 (22), Phila Pa 1976 1376-1382 (2012).
- Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133, Pt 4 1026-1042 (2010).
- Muradov, J. M., Ewan, E. E., Hagg, T. Dorsal column sensory axons degenerate due to impaired microvascular perfusion after spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 249, 59-73 (2013).
- Guillen, J., ,
- Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research. Osteoarthritis Cartilage. 20, 256-260 (2012).
- Ospina-Tascon, G., et al. Effects of fluids on microvascular perfusion in patients with severe sepsis. Intensive Care Medicine. 36 (6), 949-955 (2010).
- Pottecher, J., et al. Both passive leg raising and intravascular volume expansion improve sublingual microcirculatory perfusion in severe sepsis and septic shock patients. Intensive Care Medicine. 36 (11), 1867-1874 (2010).
- De Backer, D., Ortiz, J. A., Salgado, D. Coupling microcirculation to systemic hemodynamics. Current Opinion in Critical Care. 16 (3), 250-254 (2010).
- van Genderen, M. E., et al. Microvascular perfusion as a target for fluid resuscitation in experimental circulatory shock. Critical care medicine. 42 (2), 96-105 (2014).
- Ince, C. Hemodynamic coherence and the rationale for monitoring the microcirculation. Critical care. 19, Suppl 3 8 (2015).
- Kise, Y., et al. Directly measuring spinal cord blood flow and spinal cord perfusion pressure via the collateral network: correlations with changes in systemic blood pressure. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 149 (1), 360-366 (2015).
- Haunschild, J., et al. Detrimental effects of cerebrospinal fluid pressure elevation on spinal cord perfusion: first-time direct detection in a large animal model. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 58 (2), 286-293 (2020).
- Wipper, S., et al. Impact of hybrid thoracoabdominal aortic repair on visceral and spinal cord perfusion: The new and improved SPIDER-graft. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 158 (3), 692-701 (2019).
- Kluttig, R., et al. Invasive hemodynamic monitoring of aortic and pulmonary artery hemodynamics in a large animal model of ARDS. Journal of Visualized Experiments. (141), e57405 (2018).
- Detter, C., et al. Fluorescent cardiac imaging: a novel intraoperative method for quantitative assessment of myocardial perfusion during graded coronary artery stenosis. Circulation. 116 (9), 1007-1014 (2007).
- Wipper, S., et al. Distinction of non-ischemia inducing versus ischemia inducing coronary stenosis by fluorescent cardiac imaging. International Journal of Cardiovascular Imaging. 32 (2), 363-371 (2016).
- Etz, C. D., et al. Spinal cord blood flow and ischemic injury after experimental sacrifice of thoracic and abdominal segmental arteries. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 33 (6), 1030-1038 (2008).
- Saugel, B., Scheeren, T. W. L., Teboul, J. L. Ultrasound-guided central venous catheter placement: a structured review and recommendations for clinical practice. Critical care. 21 (1), 225 (2017).
- Marty, B., et al. Partial inflow occlusion facilitates accurate deployment of thoracic aortic endografts. Journal of Endovascular Therapy. 11 (2), 175-179 (2004).
- Matyal, R., et al. Monitoring the variation in myocardial function with the Doppler-derived myocardial performance index during aortic cross-clamping. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 26 (2), 204-208 (2012).
- Miller, R. D. Miller'sanesthesia. 8th Edition. , Elsevier. Philadelphia. (2015).
- Martikos, G., et al. Remote ischemic preconditioning decreases the magnitude of hepatic ischemia-reperfusion injury on a swine model of supraceliac aortic cross-clamping. Annals of Vascular Surgery. 48, 241-250 (2018).
- Lazaris, A. M., et al. Protective effect of remote ischemic preconditioning in renal ischemia/reperfusion injury, in a model of thoracoabdominal aorta approach. Journal of Surgical Research. 154 (2), 267-273 (2009).
- Ince, C., et al. Second consensus on the assessment of sublingual microcirculation in critically ill patients: results from a task force of the European Society of Intensive Care Medicine. Intensive Care Medicine. 44 (3), 281-299 (2018).
- Edul, V. S., et al. Dissociation between sublingual and gut microcirculation in the response to a fluid challenge in postoperative patients with abdominal sepsis. Annals of intensive care. 4, 39 (2014).
- Schierling, W., et al. Sonographic real-time imaging of tissue perfusion in a porcine haemorrhagic shock model. Ultrasound in Medicine and Biology. 45 (10), 2797-2804 (2019).
- Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
- Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
- Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. Journal of Spinal Cord Medicine. 40 (2), 222-229 (2017).
- Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
- Glenny, R. W., Bernard, S. L., Lamm, W. J. Hemodynamic effects of 15-microm-diameter microspheres on the rat pulmonary circulation. Journal of Applied Physiology. 89 (1985), 499-504 (2000).
