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Artigo de método

Impressão 3D de Microcarriers de hidrogel in vitro alternando jatos de força viscosa-inercial

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DOI:

10.3791/62252

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21 de abril de 2021

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1Biomanufacturing Center, Dept. of Mechanical Engineering, Tsinghua University, 2Biomanufacturing and Rapid Forming Technology Key Laboratory of Beijing, 3Department of Mechanical Engineering, Drexel University

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Apresentada aqui é uma técnica de impressão 3D leve impulsionada por forças viscosas-inerciais alternadas para permitir a construção de microcarriers de hidrogel. Bicos caseiros oferecem flexibilidade, permitindo fácil substituição para diferentes materiais e diâmetros. Microcarriers de ligação celular com diâmetro de 50-500 μm podem ser obtidos e coletados para posterior cultivo.

Resumo

Microcarriers são contas com um diâmetro de 60-250 μm e uma grande área de superfície específica, que são comumente usadas como portadores para culturas celulares de grande escala. A tecnologia da cultura microcarrier tornou-se uma das principais técnicas em pesquisa citológica e é comumente usada no campo da expansão celular em larga escala. Microcarriers também têm mostrado desempenhar um papel cada vez mais importante na construção de engenharia de tecidos in vitro e na triagem clínica de medicamentos. Os métodos atuais para preparar microcarriers incluem chips microfluidos e impressão de jato de tinta, que muitas vezes dependem de design complexo de canais de fluxo, uma interface de duas fases incompatível e uma forma de bocal fixo. Esses métodos enfrentam os desafios do processamento complexo do bico, mudanças inconvenientes no bocal e forças excessivas de extrusão quando aplicados a vários bioink. Neste estudo, foi aplicada uma técnica de impressão 3D, chamada de jato de força viscosa-inercial alternada, para permitir a construção de microcarriers de hidrogel com diâmetro de 100-300 μm. As células foram posteriormente semeadas em microcarriers para formar módulos de engenharia de tecidos. Em comparação com os métodos existentes, este método oferece um diâmetro de ponta de bocal gratuito, comutação flexível do bocal, livre controle dos parâmetros de impressão e condições de impressão suaves para uma ampla gama de materiais bioativos.

Introdução

Microcarriers são contas com um diâmetro de 60-250 μm e uma grande área de superfície específica e são comumente usadas para cultura em larga escala de células1,2. Sua superfície externa fornece locais de crescimento abundantes para as células, e o interior fornece uma estrutura de suporte para a proliferação espacial. A estrutura esférica também proporciona comodidade no monitoramento e controle de parâmetros, incluindo pH, O2 e concentração de nutrientes e metabólitos. Quando usados em combinação com bioreatores de tanques agitados, os microcarriers podem alcançar densidades celulares mais altas em um volume relativamente pequeno em comparação com as culturas convencionais, fornecendo assim uma maneira econômica de alcançar culturas em larga escala3. A tecnologia da cultura microcarrier tornou-se uma das principais técnicas da pesquisa citológica, e muito progresso tem sido feito no campo da expansão em larga escala de células-tronco, hepatócitos, condrócitos, fibroblastos e outras estruturas4. Também foram encontrados veículos ideais de entrega de drogas e unidades de baixo para cima, assumindo, portanto, um papel cada vez mais importante na triagem clínica de medicamentos e reparação de tecido in vitro5.

Para atender aos requisitos de propriedade mecânica em diferentes cenários, vários tipos de materiais hidrogel foram desenvolvidos para uso na construção de microcarriers6,7,8,9,10,11. Os hidrogéis de ácido alginato e hialurônico (HA) são dois dos materiais microcarrier mais utilizados devido à sua boa biocompatibilidade e crosslinkability12,13. O alginato pode ser facilmente cruzado por cloreto de cálcio, e suas propriedades mecânicas podem ser moduladas alterando o tempo de ligação cruzada. A HA conjugada com tyramina é cruzada pelo acoplamento oxidativo de moieties de tiranaina catalisadas por peróxido de hidrogênio e peroxidase de rabanete14. O colágeno, devido à sua estrutura espiral única e rede de fibras cruzadas, é frequentemente usado como um adjuvante para se misturar nos microcarriers para promover ainda mais o apego celular15,16.

Os métodos atuais de preparação de microcarriers incluem chips microfluidos, impressão a jato de tinta e eletrospray17,18,19,20,21,22,23. Os chips microfluidos têm sido comprovadamente rápidos e eficientes na produção de microcarriers de tamanho uniforme24. No entanto, essa tecnologia conta com um complexo processo de design e fabricação de canais de fluxo25. Forças de alta temperatura ou extrusão excessiva durante a impressão de jato de tinta, bem como campos elétricos intensos na abordagem eletrospray, podem afetar negativamente as propriedades do material, especialmente sua atividade biológica19. Além disso, quando aplicados a diversos biomateriais e diâmetros, os bicos personalizados utilizados nesses métodos resultam em complexidade de processamento limitada, alto custo e baixa flexibilidade.

Para fornecer um método conveniente para a preparação de microcarrier, uma técnica de impressão 3D chamada alternando forças viscosas-inerciais (AVIFJ) foi aplicada para construir microcarriers de hidrogel. A técnica utiliza forças motrizes descendentes e pressão estática gerada durante a vibração vertical para superar a tensão superficial da ponta do bocal e, assim, formar gotículas. Em vez de forças severas e condições térmicas, pequenos deslocamentos rápidos atuam diretamente no bocal durante a impressão, causando um pequeno efeito sobre as propriedades físico-químicas do bioink e apresentando grande atração por materiais bioativos. Utilizando o método AVIFJ, microcarriers de múltiplos biomateriais com diâmetros de 100-300 μm foram formados com sucesso. Além disso, as microcarriers foram comprovadamente mais adequadas para ligar bem as células e proporcionar um ambiente de crescimento adequado para as células aderidas.

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Protocolo

1. Cultura celular

  1. Suplemente o meio essencial mínimo modificado de alta glicose Dulbecco (H-DMEM) com 10% de soro bovino fetal (FBS), 1% solução de aminoácido não essencial (NEAA), 1% penicilina G e estreptomicina, e 1% suplemento de glutamina como mídia cultural para células A549.
  2. Cultura A549 células em uma incubadora de CO2 a 37 °C e com 5% de CO2
  3. Células dissociadas para subcultura usando trippsina a aproximadamente 80% de confluência.
    1. Use 3 mL de trippsina para tratar as células no frasco de cultura T75 a 37 °C por 3 min, e depois adicione 6 mL de meio de cultura para parar a trippsinização.
    2. Pipeta o meio de cultura para colher células vagamente aderidas.
    3. Centrifugar a 72,5 x g por 3 min. Remova o supernatante e resuspend com 3 mL de meio fresco.
    4. Transfira 1 mL de suspensão celular para um novo frasco de cultura T75 contendo 10 mL de meio fresco. Mude o meio de cultura a cada 2 dias.

2. Preparação de bicos

  1. Carregue micropipettos de vidro no puxador seguindo as instruções do fabricante. O diâmetro externo, o diâmetro interno e o comprimento do tubo microa jato são de 1,5 mm, 1,1 mm e 100 mm, respectivamente.
  2. Defina os parâmetros de puxar para o puxador. Especificamente, os valores de CALOR, PULL, VELOCITY, TIME e PRESSURE são definidos como 560, 255, 255, 150 e 500 por padrão, respectivamente. Retire o bocal sob esses parâmetros.
    ATENÇÃO: O bocal obtido após a retirada é muito afiado, e a operação descuidada pode causar ferimentos.
  3. Corte o bocal resultante (etapa 2.2) no diâmetro designado por um dispositivo microdesquente seguindo as instruções do fabricante para obter um diâmetro de ponta específico. Especificamente, localize o diâmetro especificado do bocal no fio de platina aquecido. Aqueça o fio até 60 °C por cerca de 5 s e puxe o bocal para fora.
  4. Mergulhe a cabecestida do bocal em um agente hidrofóbico por 30 minutos, seguido por três ciclos de lavagem com água esterilizada.
  5. Antes de imprimir, esterilize o bocal em álcool por 5 minutos e enxágue-o com água esterilizada três vezes para remover o álcool residual.

3. Preparação de bioink de hidrogel

  1. Dissolver NaCl (0,45 g) em 50 mL de água estéril para obter uma solução NaCl de 0,9% (w/v). Vibre a solução para promover a dissolução. Depois de completamente dissolvido, filtre a solução através de uma membrana de filtro de tereftalato de polietileno de 0,45 μm.
  2. Pese pó de alginato de sódio de baixa viscosidade (1 g) e dissolva-o em 25 mL de solução NaCl (passo 3.1) a uma alta temperatura de 60-80 °C durante a noite para obter uma solução de estoque de alginato de sódio de 4% (w/v). A solução de estoque pode ser armazenada a 4 °C por 1 mês.
  3. Esterilize a solução de caldo de alginato de sódio (passo 3.2) aquecendo-a três vezes em um forno (70 °C) por 30 min.
  4. Diluir o volume adequado da solução de estoque de alginato de sódio (etapa 3,3) em solução NaCl de 0,9% (etapa 3.1) em concentrações de 2%, 1,5% e 0,5% (w/v).
    NOTA: Além do aquecimento no forno, outros processos de preparação da solução de alginato de sódio devem ser realizados no capô.
  5. Dissolva 1 g de gelatina em pó em 25 mL de solução NaCl (passo 3.1) a uma alta temperatura de 60-80 °C durante a noite para obter uma solução de caldo de gelatina de 4% (w/v). A solução de estoque pode ser armazenada a 4 °C por 1 mês.
  6. Esterilize a solução de caldo de gelatina (passo 3.5) aquecendo-a três vezes em um forno (70 °C) por 30 min.
  7. Diluir o volume adequado da solução de caldo gelatina (etapa 3.6) em solução NaCl de 0,9% (etapa 3.1) a uma concentração de 1,5% (w/v).
    NOTA: Além do aquecimento no forno, outros processos de preparação da solução de gelatina devem ser realizados no capô.
  8. Para promover a ligação celular nos microcarriers, prepare a solução de alginato-colágeno misturando a solução de alginato de sódio de 2% (w/v) e a solução de colágeno Tipo I da cauda de rato (4 mg/mL) a uma razão de 3:1. Ajuste a solução para pH 7.2 com solução NaOH de 0,1 M e use imediatamente após a preparação.
  9. Dissolva a solução de flocculente HA flocculente modificada por tirasina em solução salina tampão de fosfato (PBS) a 60-80 °C durante a noite para obter uma solução PBS de ácido hialurônico modificada por tiranosina de 0,8% w/w. A solução de estoque pode ser armazenada a 4 °C por 1 mês.
  10. Esterilize a solução HA PBS modificada por tirasina, aquecendo-a três vezes em um forno (70 °C) por 30 min.
  11. Dissolver pó de peroxidase de rabanete (unidade de atividade de enzimas/mg) em solução PBS para obter 8 unidade de atividade enzimática/mg solução de peroxidase de rabanete peroxidase pbs.
  12. Solução de peróxido de hidrogênio diluído (30%, w/w) por água DI a 4 mM.
  13. Prepare a solução modificada de peroxidase ha-rabanete misturando solução PBS de ácido hialurônico modificado por tiranosina e solução pbs de peroxidase de rabanete a uma proporção de 1:1.
    NOTA: Além do aquecimento no forno, outros processos de preparação da solução de peroxidase de rabanete HA devem ser realizados no capô.

4. Formação de microdroplets com base no AVIFJ

  1. Use um sistema de impressão celular criado em casa como relatado anteriormente (Figura 1A)26. A saída de sinal elétrico pelo gerador de forma de onda é primeiro amplificada e, em seguida, impulsiona a cerâmica piezoelétrica para gerar deformação controlável. O bocal fixado na cerâmica piezoelétrica produz vibrações controláveis.
  2. Esterilize o sistema de impressão limpando com 75% (v/v) álcool e exposição ultravioleta (UV) durante a noite.
  3. Carregue 5 mL de bioink (passo 3.1) em uma seringa estéril descartável. Instale a seringa na bomba de seringa.
  4. Conecte a seringa (passo 4.3) e o bocal (passo 2.5) com uma mangueira de silicone de 1 mm de diâmetro interno.
  5. Fixar o bocal (passo 4.4) a ser usado para imprimir, ajustando o aperto do parafuso de fixação. Mantenha a ponta do bocal longe do substrato durante a instalação para evitar danos e contaminação.
    ATENÇÃO: Se o bocal estiver quebrado durante a instalação, use luvas mais grossas e limpe cuidadosamente fragmentos e resíduos de vidro.
  6. Empurre rapidamente a bomba de seringa e carregue o bioink (passo 4.3) para o bocal (passo 4.5). Defina a vazão em 30 μL/min. Limpe o excesso de material na ponta.
  7. Defina os parâmetros do gerador de sinal. Importação de forma de onda auto-projetada contendo 500.000 pontos de amostragem. Defina a taxa de amostragem e a tensão de pico para pico (Vpp) como 5 milhões de amostras/s e 10 V, respectivamente.
  8. Limpe slides ou pratos de Petri com água deionizada. Coloque-os sob o bocal como substrato de impressão.
  9. Predefinir o caminho de movimento e ativar o modo de vibração como drop-on-demand.
  10. Imprima as gotículas seguindo os padrões pré-projetados.

5. Formação de microcarriers com base na AVIFJ

  1. Repetir passos 4.1-4.4, exceto alterar a solução de alginato bioink para 2% (w/v) solução de alginate-colágeno (passo 3.8) ou solução modificada de peroxidase ha-rabanete (passo 3.13).
  2. Dissolva 3 g de cloreto de cálcio em 100 mL de água estéril para obter 3% (w/v) solução de cloreto de cálcio. Depois de completamente dissolvido, filtre a solução através de uma membrana de filtro de tereftalato de polietileno de 0,45 μm.
  3. Adicione 5 mL de solução de ligação cruzada (solução de cloreto de cálcio ou solução de peróxido de hidrogênio) em uma placa de Petri. Coloque a placa de Petri sob o bico para trabalhar como um substrato.
  4. Após a impressão, cruze as microcarriers por 3 minutos.
  5. Colete a suspensão de microcarrier em um tubo de centrífuga e enriqueça microcarriers por centrifugação a 29 x g por 3 min. Resuspenja os microcarriers em mídia cultural em aproximadamente 600 microcarriers/mL.

6. Células inoculantes na superfície dos microcarriers

  1. Colorisse as células A549 com CMFDA Verde Rastreador de Células para facilitar a observação das células. Especificamente, remova a mídia de cultura, adicione 5 mL de meio livre de soro contendo corante rastreador de células de 10 μM e incuba células por 30 minutos em uma incubadora. Em seguida, substitua a solução de corante por meio fresco.
  2. Resuspende a suspensão celular A549 na densidade de 1,6 x 106 células/mL.
  3. Adicione 1 mL de suspensão de microcarrier de colágeno alginato (etapa 5.3) e 1 mL de suspensão celular A549 (etapa 6.1) em uma placa de cultura de 6 poços de baixa adesão.
  4. Coloque a placa sobre um agitador a 30 rpm em uma incubadora a 37 °C e 5% de CO2.
  5. Tire a placa do agitador e espere 30 minutos para deixar as microcarriers se acalmarem. Metade muda o meio de cultura a cada 2 dias.

7. Análise da formação de microdroplets/microcarriers

  1. Observe e meça o bocal (passo 2.2), as placas de Petri (passo 4.10 e passo 5.4), e células com microcarriers (passo 6.5) sob um microscópio de campo brilhante ou microscópio confocal. Especificamente, a ampliação objetiva é 4x, 10x ou 20x e a ampliação da ocular é de 10x.
  2. Meça o diâmetro dos microcarriers pelo software ImageJ. De acordo com a barra de escala que vem com o microscópio ao fotografar na imagem, defina o tamanho real da escala em ImageJ, e desenhe 10 linhas do raio ou do eixo semi-maior das microcarriers. ImageJ pode obter o tamanho médio e o desvio padrão desses segmentos de linha.

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Resultados

Foram fabricados cabeçoteiros de variadas taxas de convergência e diâmetros para a impressão de múltiplos tipos de materiais. Os bicos obtidos com o aumento da força de puxar são mostrados na Figura 1B. Os bicos foram divididos em três áreas: reservatório (III), contração (II) e cabeçote de impressão (I). O reservatório era a parte não processada do bocal, na qual o líquido forneceu pressão estática e entrada de bioink para impressão. A área de contração foi a principal parte para a geração ...

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Discussão

O protocolo descrito aqui fornece instruções para a preparação de multi-tipos de microcarriers de hidrogel e subsequentes semeadura de células. Em comparação com os métodos microfluídicos de impressão de chips e jatos de tinta, a abordagem AVIFJ para a construção de microcarriers oferece maior flexibilidade e biocompatibilidade. Um bocal independente permite que uma ampla gama de bicos leves, incluindo micropipettos de vidro, sejam usados nestes sistemas de impressão. O processamento altamente controlável permite que par...

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Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pela Fundação de Ciência Natural de Pequim (3212007), Tsinghua University Initiative Scientific Research Program (20197050024), Tsinghua University Spring Breeze Fund (20201080760), National Natural Science Foundation of China (51805294), National Key Research and Development Program of China (2018YFA0703004) e o Projeto 111 (B17026).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Células A549ATCCCCL-185Linha celular de câncer de pulmão de células humanas não pequenas
Microscópio de campo brilhanteOlympusDP70
NikonTI-FL
Soro bovino fetal, FBSBI04-001-1ACS
GelatinaSIGMAG1890
Micropipetas de vidrosutter instrumentob150-110-10
GlutaMAXGIBCO35050-061
H-DMEMGIBCO11960-044Meio de águia modificado de Dulbecco
Pó de peroxidase de rábanoSIGMAP6782
Agente hidrofóbico3MPN7026Siga as instruções do fabricante e use após a diluição
Dispositivo de micro-forjanarishigeMF-900
Aminoácidos não essenciais, NEAAGIBCO11140-050aminoácidos não essenciais
Penicilina G e estreptomicinaGIBCO15140-122
Placa de PetriSIGMAP5731-500EA
Extratorinstrumento de sutterP-1000
Alginato de sódioSIGMAA0682
TripsinaGIBCO25200-056
Solução de colágeno tipo I de cauda de ratoSIGMAC3867
Microscópio confocal

Referências

  1. Chen, A. K., Reuveny, S., Oh, S. K. W. Application of human mesenchymal and pluripotent stem cell microcarrier cultures in cellular therapy: Achievements and future direction. Biotechnol Advances. 31, 1032-1046 (2013).
  2. Li, B., et al. Past, present, and future of microcarrier-based tissue engineering. Journal of Orthopaedic Translation. 3, 51-57 (2015).
  3. Badenes, S. M., Fernandes, T. G., Rodrigues, C. A. V., Diogo, M. M., Cabral, J. M. S. Microcarrier-based platforms for in vitro expansion and differentiation of human pluripotent stem cells in bioreactor culture systems. Journal of Biotechnol. 234, 71-82 (2016).
  4. de Soure, A. M., Fernandes-Platzgummer, A., Da Silva, C. L., Cabral, J. M. S. Scalable microcarrier-based manufacturing of mesenchymal stem/stromal cells. Journal of Biotechnol. 236, 88-109 (2016).
  5. Naqvi, S. M., et al. Living cell factories - electrosprayed microcapsules and microcarriers for minimally invasive delivery. Advanced Materials. 28, 5662-5671 (2016).
  6. Sarkar, S., et al. Chitosan: A promising therapeutic agent and effective drug delivery system in managing diabetes mellitus. Carbohydrate Polymers. 247, (2020).
  7. Sulaiman, S. B., Idrus, R. B. H., Hwei, N. M. Gelatin microsphere for cartilage tissue engineering: current and future strategies. Polymers. 12, (2020).
  8. Huang, L., Abdalla, A. M. E., Xiao, L., Yang, G. Biopolymer-based microcarriers for three-dimensional cell culture and engineered tissue formation. International Journal of Molecular Sciences. 21, (2020).
  9. Isiklan, N., Tokmak, S. Development of thermo/pH-responsive chitosan coated pectin-graft-poly(N, N-diethyl acrylamide) microcarriers. Carbohydrate Polymers. 218, 112-125 (2019).
  10. Lau, T. T., Wang, C., Wang, D. A. Cell delivery with genipin crosslinked gelatin microspheres in hydrogel/microcarrier composite. Composites Science & Technology. 70, 1909-1914 (2010).
  11. Lau, T. T. Hydrogel-microcarrier composite systems for cell delivery in tissue engineering. Acta Biomaterialia. 10, 1646-1662 (2014).
  12. Kwon, Y. J., Peng, C. A. Calcium-alginate gel bead cross-linked with gelatin as microcarrier for anchorage-dependent cell culture. Biotechniques. 33, 218(2002).
  13. Leach, J. B., Bivens, K. A., Patrick, C. W., Schmidt, C. E. Photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels: natural, biodegradable tissue engineering scaffolds. Biotechnology & Bioengineering. 82, 578-589 (2003).
  14. Kurisawa, M., Chung, J. E., Yang, Y. Y., Gao, S. J., Uyama, H. Injectable biodegradable hydrogels composed of hyaluronic acid-tyramine conjugates for drug delivery and tissue engineering. Chemical Communications. 34, 4312-4314 (2005).
  15. Yao, R., Alkhawtani, A. Y. F., Chen, R., Luan, J., Xu, M. Rapid and efficient in vivo angiogenesis directed by electro-assisted bioprinting of alginate/collagen microspheres with human umbilical vein endothelial cell coating layer. International Journal of Bioprinting. 5, 194(2019).
  16. Mahou, R., Vlahos, A. E., Shulman, A., Sefton, M. V. Interpenetrating alginate-collagen polymer network microspheres for modular tissue engineering. Acs Biomaterials Science & Engineering. 4 (11), 3704-3712 (2017).
  17. Aftab, A., et al. Microfluidic platform for encapsulation of plant extract in chitosan microcarriers embedding silver nanoparticles for breast cancer cells. Applied Nanoscience. 10, 2281-2293 (2020).
  18. Park, W., et al. Microfluidic-printed microcarrier for in vitro expansion of adherent stem cells in 3D culture platform. Macromolecular Bioscience. 19, (2019).
  19. Chui, C., et al. Electrosprayed genipin cross-linked alginate-chitosan microcarriers for ex vivo expansion of mesenchymal stem cells. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 107, 122-133 (2019).
  20. Min, N. G., Ku, M., Yang, J., Kim, S. Microfluidic production of uniform microcarriers with multicompartments through phase separation in emulsion drops. Chemistry of Materials. 28 (5), 1430-1438 (2016).
  21. Park, W., Jang, S., Kim, T. W., Bae, J., Lee, E. A. Microfluidic-printed microcarrier for in vitro expansion of adherent stem cells in 3D culture platform. Macromolecular Bioscience. 19, (2019).
  22. Xu, T., Kincaid, H., Atala, A., Yoo, J. J. High-Throughput Production of Single-Cell Microparticles Using an Inkjet Printing Technology. Journal of Manufacturing Science & Engineering. 130, 137-139 (2008).
  23. Rao, W., et al. Enhanced enrichment of prostate cancer stem-like cells with miniaturized 3D culture in liquid core-hydrogel shell microcapsules. Biomaterials. 27 (27), 7762-7773 (2014).
  24. Choi, C. H., Weitz, D. A., Lee, C. S. One step formation of controllable complex emulsions: From functional particles to simultaneous encapsulation of hydrophilic and hydrophobic agents into desired position. Advanced Materials. 25, 2536-2541 (2013).
  25. Choi, A., Seo, K. D., Kim, D. W., Kim, B. C., Dong, S. K. Recent advances in engineering microparticles and their nascent utilization in biomedical delivery and diagnostic applications. Lab On A Chip. 17 (4), 591-613 (2017).
  26. Liu, T., Pang, Y., Zhou, Z., Yao, R., Sun, W. An integrated cell printing system for the construction of heterogeneous tissue models. Acta Biomaterialia. 95, 245-257 (2019).
  27. Hassan, K., et al. Functional inks and extrusion-based 3D printing of 2D materials: a review of current research and applications. NANOSCALE. 12, 19007-19042 (2020).
  28. Vithani, K., et al. An overview of 3D printing technologies for soft materials and potential opportunities for lipid-based drug delivery systems. Pharmaceutical Research. 36, (2019).

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