Projeto e Desenvolvimento de um Modelo para Estudar o Efeito do Oxigênio Suplementar no Microbioma da Fibrose Cística

Summary

O objetivo deste protocolo é desenvolver um sistema modelo para o efeito da hiperoxia nas comunidades microbianas da fibrose cística. O meio de escarro artificial emula a composição da escarro, e as condições de cultura hiperóxica modelam os efeitos do oxigênio suplementar nas comunidades microbianas pulmonares.

Abstract

Acredita-se que as comunidades microbianas das vias aéreas desempenham um papel importante na progressão da fibrose cística (CF) e outras doenças pulmonares crônicas. Micróbios têm sido tradicionalmente classificados com base em sua capacidade de usar ou tolerar oxigênio. O oxigênio suplementar é uma terapia médica comum administrada a pessoas com fibrose cística (pwCF); no entanto, estudos existentes sobre oxigênio e microbioma das vias aéreas têm se concentrado em como a hipóxia (baixo oxigênio) em vez de hiperoxia (alto oxigênio) afeta as comunidades microbianas pulmonares aeróbicas e facultativas predominantemente aeróbicas e facultativas. Para resolver essa lacuna de conhecimento crítico, este protocolo foi desenvolvido utilizando um meio de escarro artificial que imita a composição da escarro da pwCF. O uso da esterilização do filtro, que produz um meio transparente, permite que métodos ópticos acompanhem o crescimento de micróbios unicelulares em culturas de suspensão. Para criar condições hiperóxiicas, esse sistema modelo aproveita técnicas de cultivo anaeróbicas estabelecidas para estudar condições hiperóxiis; em vez de remover oxigênio, o oxigênio é adicionado às culturas por meio de uma mistura diária de garrafas de soro com uma mistura de oxigênio comprimido e ar. A sputum de 50 pwCF passou por uma sparging diária por um período de 72h para verificar a capacidade deste modelo de manter condições diferenciais de oxigênio. O sequenciamento metagenômico da espingarda foi realizado em amostras de escarro cultivadas e não cultivadas de 11 pwCF para verificar a capacidade deste meio de suportar o crescimento de micróbios commensais e patogênicos comumente encontrados em escarro de fibrose cística. As curvas de crescimento foram obtidas a partir de 112 isolados obtidos da PwCF para verificar a capacidade deste meio de escarro artificial para apoiar o crescimento de patógenos comuns de fibrose cística. Descobrimos que este modelo pode cultivar uma grande variedade de patógenos e commensais na escória CF, recupera uma comunidade altamente semelhante à escória não cultivada sob condições normóxias, e cria diferentes fenótipos de cultura em condições variadas de oxigênio. Essa nova abordagem pode levar a uma melhor compreensão dos efeitos imprevistos induzidos pelo uso de oxigênio em pwCF em comunidades microbianas das vias aéreas e patógenos respiratórios comuns.

Introduction

A fibrose cística (CF) é uma doença genética caracterizada pela incapacidade de limpar muco espesso dos pulmões, levando a infecções repetidas e declínio da função pulmonar progressiva que muitas vezes resulta na necessidade de transplante de pulmão ou morte. O microbioma das vias aéreas de pessoas com fibrose cística (pwCF) parece acompanhar a atividade da doença¹, com redução da diversidade microbiana associada a desfechos adversos a longo prazo^2,3. Em estudos clínicos da PWCF, a oxigenoterapia suplementar tem sido associada a uma doença mais avançada^4,5, embora tradicionalmente, o uso de oxigenoterapia tenha sido visto como simplesmente um marcador para a gravidade da doença⁶. Estudos recentes de um estudo clínico de pacientes com insuficiência respiratória mostraram que níveis mais altos de oxigênio do paciente estão paradoxalmente associados a um aumento de infecções bacterianas graves e maior mortalidade^7,sugerindo que o oxigênio suplementar pode contribuir para a patogênese da doença. O efeito do oxigênio suplementar no microbioma pulmonar da fibrose cística e nas comunidades microbianas pulmonares e aéreas associadas não tem sido bem estudado.

Estudos mecanicistas muitas vezes não podem ser realizados diretamente em seres humanos devido a dificuldades logísticas e potenciais questões éticas associadas a intervenções de benefício ou dano médico desconhecido. Abordagens translacionais que integram bioespégios humanos em sistemas de modelos podem oferecer importantes insights biológicos nesses casos. Embora a capacidade de usar ou tolerar oxigênio tenha sido tradicionalmente um componente importante da classificação microbiana, pouco se sabe sobre como a introdução terapêutica de oxigênio suplementar ao meio ambiente pode perturbar as comunidades microbianas das vias aéreas. Para lançar luz sobre os efeitos desconhecidos do oxigênio suplementar nos microbiomas das vias aéreas da PWCF, precisávamos enfrentar dois grandes desafios; primeiro, a criação de um meio de cultura que se aproxima fisiologicamente da composição do escarro CF; segundo, a criação de um sistema modelo que permita a manutenção de concentrações elevadas de oxigênio na cultura por longos períodos de tempo.

Asm (Artificial sputum media, mídia artificial) são amplamente utilizados para emular escarro pulmonar ex vivo^8,9,10, mas não há um consenso claro sobre uma receita específica. Este protocolo descreve uma receita média de escarro artificial e estratégia de preparação cuidadosamente projetada para se aproximar fisiologicamente da pwCF. A Tabela 1 descreve os valores da receita escolhida com base na literatura publicada. Componentes químicos básicos e pH foram combinados com valores identificados por estudos de espiato de CF humano^11,12,13. Foram adicionados nutrientes fisiológicos de baixa concentração utilizando-se gema de ovo, que foi incluída em 0,25% do volume final^10,bem como misturas de vitamina e metal trace^14,15. A mucina, o componente-chave da escarro^16,foi incluída em 1% c/v¹⁴. Embora mais trabalhosa, a esterilização do filtro foi escolhida sobre a prática mais convencional de esterilização térmica para reduzir problemas potenciais da desnaturação induzida pelo calor dos componentes essenciais da mídia¹⁰. Um benefício adicional da esterilização do filtro é que ele gera mídia transparente (a esterilização de calor pode criar mídia turva devido à precipitação e coagulação de sais e proteínas), permitindo que essa mídia artificial de escarro seja usada para acompanhar o crescimento microbiano com base no aumento da turbidez.

Este sistema modelo para a cultura hiperóxica é baseado em técnicas de cultivo anaeróbica onde o oxigênio é adicionado em vez de removido, criando um modelo para o efeito do uso de oxigênio suplementar para pwCF. A Figura 1 e o protocolo de sparging de oxigênio associados descrevem os componentes de um sistema de sparging de oxigênio, que pode ser obtido a baixo custo de fornecedores gerais de laboratórios e hospitais. Este sistema permite a mistura de oxigênio comprimido e ar para concentrações fixas que variam de 21%a 100% de oxigênio. A integração de um sensor de oxigênio permite a verificação da concentração da mistura de gás de saída, bem como verificar a composição do gás de saída de garrafas de soro previamente espaçadas para verificar se as condições de oxigênio foram mantidas dentro da faixa desejada.

Este protocolo descreve procedimentos para criar um meio de escarro artificial, a construção e o uso de um sistema de sparging de oxigênio, e a aplicação de ambos para cultura de escarro CF em condições diferenciais de oxigênio.

Protocol

Este estudo recebeu aprovação do Conselho de Revisão Institucional de Parceiros (Protocolo nº 2018P002934). O critério de inclusão incluiu pacientes adultos com fibrose cística que forneceram consentimento por escrito informado para o estudo. Não houve critério de exclusão. De acordo com as diretrizes do protocolo, todas as amostras de escarro foram coletadas de pacientes com fibrose cística durante uma visita ambulatorial agendada com seu provedor clínico.

1. Preparação média artificial de escarro

NOTA: As quantidades listadas aqui são para a produção de 1 L de meio de escarro artificial final, e assumem os reagentes específicos listados na Tabela de Materiais. Os números devem ser ajustados para outros volumes ou para o uso de reagentes diferentes para garantir o mesmo produto final. Consulte a Tabela 1 para concentrações de alvos.

1. Mistura química de escarro artificial (ASCM)
   NOTA: O ASCM representa 25% do volume médio final. É estante estável e pode ser preparado a granel ou com antecedência. Se estiver sendo preparado para uso posterior, autoclave a mistura química e armazene-a com segurança à temperatura ambiente.
   1. Misture as soluções de estoque químico constituinte.
      1. Prepare 1 M NaCl stock: Adicione 58,44 g de NaCl por litro de água estéril.
      2. Prepare 1 M KCl estoque: Adicione 74,55 g de KCl por litro de água estéril.
      3. Prepare 1 M MgSO₄ estoque: Adicione 246,47 g de MgSO₄·7H₂O por litro de água estéril, ou 120,37 g de MgSO4 anidro por litro de água estéril.
      4. Prepare 1 M de glicose: Adicione 180,16 g de glicose por litro de água estéril.
   2. Autoclave esterilizar as soluções de estoque químico, bem como uma garrafa vazia de 250 mL. Realize as etapas de autoclavagem a valores pelo menos padrão de 121 °C e 15 PSI por 30 min.
   3. Adicione 80,59 mL de água estéril à garrafa vazia de 250 mL.
   4. Adicione 152,30 mL de 1 M NaCl à mistura.
   5. Adicione 15,8 mL de 1 M KCl de estoque à mistura.
   6. Adicione 610 μL de 1 M MgSO₄ à mistura.
   7. Adicione 700 μL de 1 M de glicose à mistura.
2. Mistura de mucina de escarro artificial (ASMM)
   NOTA: A ASMM representa 50% do volume médio final. Certifique-se de que ele está preparado no mesmo dia do lote médio final.
   1. Adicione 450 mL de água estéril a uma garrafa 1 L vazia.
   2. Adicione 50 mL de Salina Tamponada de Fosfato de 10x (PBS) à garrafa.
   3. Adicione uma barra de mexiça magnética descartável à garrafa.
   4. Autoclave a garrafa contendo PBS e a barra de mexida.
   5. Meça 10 g de mucina em pó e adicione-o ao PBS.
   6. Agite a garrafa vigorosamente para misturar preliminarmente.
   7. Coloque a garrafa em uma placa quente com um agitador magnético. Defina o calor para o alvo médio-alto de 50 °C e a velocidade de agitação a 1100 rpm. Aumente a velocidade gradualmente para que a barra não voe para fora do ímã.
      1. Deixe aquecer e mexa por 15 minutos.
      2. Pegue a garrafa com luvas resistentes ao calor. Observe para verificar se o pó de mucina se instala fora da solução.
      3. Se o pó de mucina não estiver totalmente dissolvido, devolva a garrafa ao aquecedor/agitador por intervalos de 5 minutos até que esteja completamente dissolvida.
   8. Deixe a mistura de mucina esfriar à temperatura ambiente.
3. Mistura biológica de escarro artificial (ASBM)
   NOTA: ASBM é 25% do volume médio final. Prepare-o no mesmo dia do lote médio final, e ao contrário das outras misturas, não exponha seus componentes a nenhum calor.
   1. Descongele o estoque de vitaminas de 100x em uma geladeira de 4 °C ou no gelo.
      NOTA: Pré-porção do estoque de vitaminas em alíquotas de 10 mL para minimizar o número de ciclos de congelamento/degelo.
   2. Adicione 124,24 mL de água estéril à garrafa vazia autoclaved de 250 mL.
   3. Adicione 25,76 mL de 50x de estoque essencial de aminoácidos à mistura.
   4. Adicione 80,14 mL de 100x de aminoácidos não essenciais à mistura.
   5. Adicione 10 mL de (descongelado) 100x de vitaminas à mistura.
   6. Adicione 1 mL de 1000x de material de metais de traço à mistura.
   7. Adicione 8,33 mL de 30% de emulsão de gema de ovo à mistura.
   8. Adicione 400 μL de 10 g/L de ferritina à mistura.
   9. Misture bem a solução através de agitação manual.
4. Meio de escarro artificial (ASM)
   1. Adicione 250 mL de ASCM à garrafa de 1 L contendo ASMM.
   2. Adicione 250 mL de ASBM à garrafa média.
   3. Titula o meio com tampão MOPS básico (1 M) para atingir um pH de 6,3 em um papel pH de faixa estreita. Antes da titulação, a mistura média será muito ácida.
   4. Leve à geladeira o meio de escarro artificial resultante a 4 °C até estar pronto para filtragem.
   5. Para iniciar o processo de filtragem, transfira 200 mL de meio de escarro artificial não filtrado para um sistema de filtragem de vácuo com um filtro de tamanho de poros de 0,22 μm.
   6. Conecte o sistema de filtragem à bomba de vácuo, ligue a bomba de vácuo, coloque-a em 70 mbar e, em seguida, coloque a câmara em um agitador orbital tremendo a 90 rpm em uma sala fria a 4 °C.
      1. Cubra com um adicional de 150 mL do meio como uma quantidade considerável é filtrada. Leva de 1 a 2 dias para filtrar 1 L de meio completamente.
      2. Repita com câmaras adicionais até que toda a mídia seja filtrada.
         NOTA: Tente não filtrar mais de 350 mL do meio através do mesmo filtro de 0,22 μm, pois a mucina irá conectar o filtro ao longo do tempo.
   7. Leve à geladeira meio de escarro artificial filtrado a 4 °C até estar pronto para uso. Use o ASM dentro de um mês de preparação para obter melhores resultados.

2. Sparging de oxigênio

1. Configuração da estação de sparging
   NOTA: Este protocolo só deve ser feito na íntegra uma vez, após esse ponto a configuração pode ser mantida através de uma simples manutenção, conforme necessário. Consulte a Figura 1 para obter um esquema visual do sistema de espanamento de oxigênio.
   1. Obtenha e proteja adequadamente os tanques de ar comprimido e oxigênio.
      ATENÇÃO: A alta pressão torna os tanques extremamente perigosos quando mal tratados. Certifique-se de que os tanques estão completamente selados e protegidos, não há vazamentos quando o tanque está fechado, e que todo o pessoal de manuseio é totalmente treinado em seu uso.
   2. Conecte um regulador de ar ao tanque de ar comprimido com uma chave inglesa. Para uma leitura de fluxo ideal no regulador, conecte o regulador o mais próximo possível de uma posição vertical.
   3. Conecte um regulador de oxigênio ao tanque de oxigênio comprimido, prendendo o mais próximo possível a uma posição vertical. Dependendo do tanque de oxigênio, pode-se precisar inverter a direção para apertar.
   4. Conecte a tubulação dos reguladores a um conector Y para combinar o fluxo de gás dos dois tanques.
   5. Conecte a saída do conector Y à válvula central de junção T.
   6. Conecte um lado da válvula central de junção T a um medidor de pressão de gás.
   7. Conecte o outro lado do medidor de pressão do gás a um filtro de seringa estéril de 25 mm de diâmetro com um tamanho de poro de 0,22 μm.
   8. Conecte um segundo filtro de seringa de 25 mm de diâmetro a uma seringa sem um êmbolo para ser usado como liberação de gás durante a escore.
   9. Conecte o lado final da válvula central de junção T a uma segunda válvula de junção T para o monitor de oxigênio.
   10. Conecte um filtro de seringa de 25 mm de diâmetro a um lado desta segunda válvula de junção T, juntamente com tubos para fixar agulhas de 18 G.
   11. Conecte o lado final da segunda válvula de junção T ao aparelho de monitoramento de oxigênio.
   12. Conecte um tubo de corte ao outro lado do aparelho de monitoramento de oxigênio para ser usado como liberação de gás durante o monitoramento.
       ATENÇÃO: Ao testar/usar o sistema de sparging de oxigênio, tome cuidado com a posição das junções T e certifique-se de que ele corresponde ao caminho pretendido através do sistema. Se não o fizer, o acúmulo de pressão dentro do sistema fará com que os componentes falhem e se desfaçam.
   13. Para a manutenção do sistema e para mantê-lo funcionando com o desempenho ideal, as seguintes práticas são benéficas.
       1. Reforçar as conexões com quantidades liberais de fita Teflon para melhorar muito seu selo e reduzir a chance de componentes se afastarem da pressão interna.
       2. Mantenha a taxa de fluxo combinada abaixo de 10 L/min para mitigar a pressão máxima e evitar falhas.
       3. Se houver suspeita de vazamento, use uma solução de detergente, como detectores de vazamentos líquidos disponíveis comercialmente para identificar sua localização facilmente, pois ele irá borbulhar acima de qualquer vazamento de gás. Patch vaza usando uma fita de Politetrafluoroetileno (por exemplo, Teflon).
       4. Substitua os filtros de seringa de 25 mm de diâmetro no sistema de sparging de oxigênio quinzenalmente, mas isso varia com a frequência de uso. Com o tempo, partículas capturadas no filtro reduzem a vazão do gás e causam acúmulos de pressão.
       5. Calibrar o monitor de oxigênio para 21% de oxigênio comprimido de ar antes de realizar medições.
       6. Após a conclusão do uso do sistema, desligue os tanques e sangre o excesso de gás dos reguladores até que o fluxo pare completamente.
2. Cultura de garrafas de soro sparging
   1. Rotule garrafas de soro autoclaved de 500 mL com identificadores de amostras, data/hora da inoculação e porcentagem de oxigênio alvo.
   2. Em um capô biológico, adicione 24 mL do meio de escarro artificial a cada garrafa de soro que está sendo configurada.
   3. Adicione 1 mL da escarro do paciente homogeneizada com uma agulha de 18 G (diluída com soro estéril, se necessário, para obter volume suficiente de amostra para cada condição de cultura) a cada garrafa de soro.
   4. Usando pinças estéreis, coloque as rolhas de borracha autoclaved na parte superior de cada garrafa de soro.
   5. Pressione as rolhas de borracha, tome cuidado para não tocar na parte inferior da rolha com as mãos.
   6. Retire as garrafas do capô, aplique e amasse as vedações de alumínio. Remova a peça central das vedações.
   7. Limpe o topo das garrafas com um lenço de álcool e passe-as através de uma chama de bico bunsen.
   8. Fixar uma agulha estéril de 18 G a uma seringa sem êmbolos com um filtro. Insira esta liberação de gás na garrafa primeiro.
   9. Fixar uma agulha estéril de 18 G na saída de gás do sistema e inserir a agulha de saída de gás no frasco também.
   10. Encaminhe as junções T dos tanques através do monitor de oxigênio. Verifique se a concentração de oxigênio alvo está fluindo através do sistema. Alvo aproximadamente 5 L/min de fluxo de gás.
   11. Redirecione as junções T dos tanques até a saída de gás. O gás começa a fluir através da garrafa de soro.
       ATENÇÃO: Preste muita atenção ao medidor de pressão durante a espansagem de oxigênio. Se a pressão aumentar inesperadamente, desligue o sistema imediatamente.
   12. Passe o oxigênio pela garrafa de soro por 1 min. A 5 L/min, isso permite 10 trocas de ar e garante que a atmosfera interna atinja a pressão parcial desejada.
   13. Remova a liberação de gás agulha de 18 G.
   14. Deixe a pressão na garrafa de soro para construir para +1 atmosfera (2 atmosferas ao nível do mar) e, em seguida, remova imediatamente a agulha de saída de gás.
       NOTA: A manutenção da pressão auxilia a retenção de condições hiperóxias ao longo do tempo.
   15. Coloque a garrafa de soro em um agitador de incubadora de 37 °C a 150 RPM. Incubar as amostras para três intervalos de 24h. Em cada intervalo de 24h, pegue uma alíquota para análise a jusante, ressurrea as amostras e devolva-as à incubação por um tempo total de incubação de 72 h.
3. Medição de oxigênio de saída
   1. Calibrar o medidor de oxigênio para 21% de ar comprimido e, em seguida, desligue o tanque.
   2. Encaminhe a entrada da garrafa de soro através do monitor de oxigênio e afixe uma agulha estéril até o fim.
   3. Insira a agulha através da rolha de borracha na garrafa de soro.
   4. Aguarde que a leitura do fluxo se estabilize. Uma baixa taxa de fluxo fora das garrafas de soro significa que isso pode levar até 2 minutos. Relatar a diferença de pico do ar do quarto (número mais distante de 21%).
   5. Se realizar múltiplas leituras, lave o sistema com ar comprimido entre as leituras.

Results

Esses protocolos foram aplicados a 50 amostras de escarro esperados da PWCF apresentando cuidados de rotina para uma clínica de fibrose cística ambulatorial no Massachusetts General Hospital em Boston, Massachusetts. A escarro de cada paciente foi cultivada abaixo de 21%, 50% e 100% de oxigênio usando o meio de escarro artificial, com alíquotas de 0,5 mL tiradas de cada cultura às 24h, 48h e 72h de tempo de cultura para testes. As culturas foram fotografadas quando foram feitas extrações para acompanhar as mudanças visua...

Discussion

Neste estudo, desenvolveu-se um modelo in vitro para estudar o efeito da hiperoxia nas comunidades microbianas pulmonares. Este modelo, baseado na escarro artificial média e diária de garrafas de soro, mantém concentrações elevadas de oxigênio e suporta o crescimento de micróbios identificados em escarro da pwCF.

Há várias etapas críticas dessa abordagem. Primeiro é a escolha de usar a esterilização do filtro em vez da esterilização térmica do meio de escarro artificial. A esterilizaç...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
BME Vitamins (100x) Solução	MilliporeSigma	B6891	Solução concentrada de vitaminas suplementares.
Crimpador,	DWK Life Sciences	224307	Crimpador para fixação de selos de alumínio em frascos de soro.
D-(+)-Glicose	MilliporeSigma	G7021	Glicose sólida em pó (isômero dextrógiro).
Bomba de diafragma ME 2 NT	VACUUBRAND	20730003	Bomba de vácuo para filtração a vácuo.
Emulsão de gema de ovo	HiMedia	FD045	Emulsão estéril de 30% de gema de ovo em solução salina.
Ferritina, catiizada a partir de baço de cavalo	MilliporeSigma	F7879	Solução de ferritina (proteína de armazenamento de ferro).
Queimador de Bunsen de segurança FIREBOY plus	Integra Biosciences	144000	Bico de Bunsen com interface de usuário e recursos de segurança.
Papel de pH Hydrion (1.0– 14.0)	Micro Essential Laboratory	94	para a faixa de 1,0 a 14,0.
Papel de pH Hydrion (4.0– 9.0)	Micro Essential Laboratory	55	para a faixa de 4,0 a 9,0.
Papel de pH Hydrion (6.0– 8.0)	Micro Essential Laboratory	345	para a faixa de 6,0 a 8,0.
Dispositivo de segurança hipodérmico Needle-Pro EDGE, agulhas	Smiths Medical	401815	18 G com tampas de segurança.
Manômetro em Linha	MilliporeSigma	20469	Manômetro de pressão de gás para monitorar a pressão da garrafa.
Innova 42 Incubated Shaker	Eppendorf	2231000756	Combinação incubadora/agitador orbital.
Seringa Luer-Lok com Agulha Acoplada	Becton Dickinson	309580	Seringa combinada de 3 mL e agulha de 18 G.
Sortimento de Válvulas	Luer World Precision Instruments	14011	Válvulas para tubulação de fluxo de gás.
Agitador Orbital LSE	ThermoFisher Scientific	6780-NP	Agitador orbital para agitar o meio durante a filtração.
Sulfato de magnésio heptahidratado	MilliporeSigma	M2773	Sal de epsom sólido (sulfato de magnésio heptahidratado).
Regulador de Estágio Único de Ar Médico com Medidor de Vazão	Western Enterprises	M1-346-15FM	Regulador de vazão de ar com medidor de 15 L/min.
Solução de Aminoácidos MEM (50x)	MilliporeSigma	M5550	Solução concentrada de aminoácidos essenciais.
MEM Solução de Aminoácidos Não Essenciais (100x)	MilliporeSigma	M7145	Solução concentrada de aminoácidos não essenciais.
Filtro Millex-GP, 0.22 µ m	MilliporeSigma	SLMP25SS	0,22 µ M Filtro de seringa estéril de membrana de polietersulfona.
Milli-Q Academic	MilliporeSigma	ZMQS60E01	sistema de filtragem de água estéril Milli-Q.
Monitor de Oxigênio MiniOX 3000	MSA	814365	Monitor de porcentagem de oxigênio de fluxo de gás.
Tampão MOPS (1 M, pH 9,0)	Boston BioProducts	BBM-90	Tampão MOPS para ajustar o pH do meio.
Mucina do estômago suíno	MilliporeSigma	M2378	Mucina (proteína formadora de gel glicosilada) em pó.
Kit de montagem farpado de polipropileno natural	Aparelhos de Harvard	72-1413	Conectores para tubulação de fluxo de gás.
Kit de Preparação de Biblioteca de DNA Nextera XT	Illumina	FC-131-1096	Preparação de biblioteca para identificação durante o sequenciamento.
Sistema de sequenciamento NovaSeq 6000	Illumina	770-2016-025-N	Plataforma de sequenciamento shotgun para gerar leituras de amostra.
Regulador de Oxigênio de Estágio Único com Medidor de Vazão	Western Enterprises	M1-540-15FM	Regulador de vazão de oxigênio com medidor de 15 L/min.
Tubulação de oxigênio com 2 conectores padrão	SunMed	2001-01	Tubulação para conectar componentes do sistema de gás.
Solução salina tamponada com fosfato, 10x, pH 7,4	Molecular Biologicals International	MRGF-6235	Solução salina concentrada tamponada com fosfato.
PC 420 Placa Quente/Agitador	Marshall Scientific	CO-PC420	Combinação de placa quente/agitador.
Cloreto de potássio	MilliporeSigma	P9541	Sal sólido de cloreto de potássio.
Barras de agitação descartáveis de PTFE	ThermoFisher Scientific	14-513-95	Barras de agitação magnéticas descartáveis.
Fita de Teflon de vedação de rosca PTFE	VWR	470042-938	Fita de teflon para reforçar as conexões do sistema de gás.
Cartucho de purificação Q-Gard 2 Cartucho de purificação	MilliporeSigma	QGARD00D2	para o sistema Milli-Q.
Frascos de armazenamento de mídia reutilizáveis	ThermoFisher Scientific	06-423A	Frascos para misturar e armazenar meios de cultura.
Rolha de Borracha, 30 mm, Bromobutil Cinza	DWK Life Sciences	224100-331	Rolhas de borracha para frascos de soro.
Frasco de Soro com Graduações Moldados, 500 mL	DWK Life Sciences	223952	Frascos de soro de vidro para cultura selada.
Conjunto de extensão de furo pequeno	Braun Medical	471960	Extensão de tubulação com conectores luer lock.
Cloreto de sódio	MilliporeSigma	S3014	Sal sólido de cloreto de sódio.
Controle de Pico I (Alta Carga Microbiana)	ZymoBIOMICS	D6320	Micróbios de pico (I. halotolerans e A. halotolerans) para cálculos de carga microbiana absoluta
Sistema de Filtração a Vácuo Estéril de Liberação Rápida	MilliporeSigma	S2GPU02RE	250 mL 0.22 µ câmara de filtração a vácuo m.
Toalhetes descartáveis germicidas Super Sani-Cloth	Professional Disposables International	H04082	Toalhetes germicidas descartáveis para esterilização.
Mistura de Metais Traços, 1000x	ThermoFisher Scientific	NC0112668	Solução concentrada de metais traços fisiológicos.
Vedação de Alumínio Sem Revestimento, 30 mm	DWK Life Sciences	224187-01	Vedações de alumínio cravadas por cima de rolhas de borracha.
Airgas	AI USP200	categoria médica de USP	para a entrada ao sistema de aspersão.
Tanque de oxigênio de grau médico USP		Airgas OX USP200	Tanque de oxigênio comprimido para entrada no sistema de aspersão.