É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Purificação dos canais potenciais do receptor transitório Endogenous Drosophila

1.9K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/63260

⸱

28 de dezembro de 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Shenzhen Key Laboratory for Neuronal Structural Biology, Biomedical Research Institute, Shenzhen Peking University-The Hong Kong University of Science and Technology Medical Center

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Com base no mecanismo de montagem do complexo proteico INAD, neste protocolo, foi desenvolvida uma purificação de afinidade modificada mais estratégia de concorrência para purificar o canal endogenso Drosophila TRP.

Resumo

A fototransdução de drosophila é uma das vias de sinalização mais rápidas conhecidas por proteína G. Para garantir a especificidade e eficiência dessa cascata, o canal de cáção de cálcio (Ca2+)permeável, o potencial de receptor transitório (TRP), liga-se firmemente à proteína do andaime, inativação-não-pós-potencial D (INAD), e forma um grande complexo proteico de sinalização com proteína específica dos olhos quinase C (ePKC) e phospholipase Cβ/No receptor potencial A (PLC/NORPA). No entanto, as propriedades bioquímicas do canal Drosophila TRP permanecem incertas. Com base no mecanismo de montagem do complexo proteico INAD, foi desenvolvida uma purificação de afinidade modificada mais estratégia de concorrência para purificar o canal endorfário. Primeiro, o fragmento de histidina purificada (His)-tagged NORPA 863-1095 foi vinculado a ni-contas e usado como isca para puxar para baixo o complexo proteico inad endógeno de Dphila cabeça homogeneiza. Em seguida, o fragmento TRP 1261-1275 com a marca excessiva purificada foi adicionado às contas ni para competir com o canal TRP. Finalmente, o canal TRP no supernante foi separado do peptídeo TRP 1261-1275 excessivo por cromatografia de exclusão de tamanho. Este método permite estudar o mecanismo de gating do canal Drosophila TRP a partir de ângulos bioquímicos e estruturais. As propriedades de eletrofisiologia dos canais TRP de Drosophila purificados também podem ser medidas no futuro.

Introdução

Fototransdução é um processo onde fótons absorvidos são convertidos em códigos elétricos de neurônios. Ele retransmite exclusivamente opsinas e a seguinte cascata de sinalização acoplada à proteína G em ambos os vertebrados e invertebrados. Em Drosophila, usando seus cinco domínios PDZ, a inativação de proteína de andaime-não-pós-potencial D (INAD) organiza um complexo de sinalização supramolecular, que consiste em um canal de receptores transitórios (TRP), phospholipase Cβ/No receptor potencial A (PLCβ/NORPA) e proteína específica dos olhos quinase C (ePKC)1. A formação deste complexo de sinalização supramolecular garante a localização subcelular correta, alta eficiência e especificidade das máquinas de fototransdução de Drosophila. Neste complexo, canais TRP sensíveis à luz atuam como efeitos a jusante da NORPA e mediam o fluxo de cálcio e a despolarização dos fotorreceptores. Estudos anteriores mostraram que a abertura do canal Drosophila TRP é mediada por prótons, interrupção do ambiente lipídedo local ou força mecânica 2,3,4. O canal Drosophila TRP também interage com a calmodulina5 e é modulado pelo cálcio pelo feedback positivo e negativo 6,7,8.

Até agora, estudos de eletrofisiologia sobre o mecanismo de gating dos canais Drosophila TRP e TRP-like (TRPL) foram baseados em patches de membrana excisada, gravações de células inteiras de fotorreceptores drosophila dissociados e canais hetero-expressos em células S2, SF9 ou HEK 2,9,10,11,12,13, mas não em canais purificados. As informações estruturais do canal TRP Drosophila de comprimento completo também permanecem incertas. Para estudar as propriedades eletrofisiológicas da proteína purificada em um ambiente de membrana reconstituída e obter informações estruturais do canal TRP Drosophila de comprimento completo, obter canais de TRP purificados é o primeiro passo necessário, semelhante às metodologias utilizadas nos estudos do canal TRP mamífera 14,15,16,17.

Recentemente, com base no mecanismo de montagem do complexo proteico INAD 18,19,20, uma estratégia de purificação de afinidade mais competição foi desenvolvida pela primeira vez para purificar o canal TRP a partir de homogeneizados da cabeça de Drosophila por contas streptavidin 5. Considerando a baixa capacidade e o custo caro das contas streptavidin, um protocolo de purificação melhorado é introduzido aqui que usa proteína isca sua marcada e contas ni-beads de baixo custo correspondentes com capacidade muito maior. O método proposto ajudará a estudar o mecanismo de gating do canal TRP a partir de ângulos estruturais e a medir as propriedades eletrofisiológicas do canal TRP com proteínas purificadas.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

1. Purificação de fragmentos TRP com etiqueta GST e norpa com sua marca

  1. Purificar fragmento TRP 1261-1275 com marca GST
    1. Transforme as células pGEX 4T-1 TRP 1261-1275 plasmid10 em células Escherichia coli (E. coli) BL21 (DE3) usando o método de transformação de choque térmico CaCl2 21. Inocular uma única colônia em 10 mL de Luria Bertani (LB) média e crescer durante a noite a 37 °C. Em seguida, amplie os 10 mL de cultura de semeadura em 1 L de meio LB a 37 °C.
    2. Após a densidade óptica (OD600) das células atingir 0,5, resfriar as células a 16 °C e adicionar 0,1 mM isopropílico β-D-1-thiogalactopyranoside (IPTG; concentração final) para induzir a superexpressão da proteína alvo e incubar a 16 °C para 18 h.
    3. Após a superexpressão, pelota 1 L de células cultivadas por centrifugação a 3.993 × g por 20 min e resuspend em 40 mL de tampão salino tampão tampão de fosfato (PBS).
    4. Carregue as células resuspended em um homogeneizador de alta pressão pré-resfriado a 4 °C. Aumente lentamente a pressão do homogeneizador para 800 bar. Abra a torneira de entrada e deixe as células resuspendedas passarem circularmente por uma válvula com fendas muito estreitas.
      NOTA: As células são homogeneizadas pelas forças de alto corte causadas por uma grande queda de pressão e cavitação.
    5. Carregue 5 mL de contas de glutationa em uma coluna de fluxo gravitacional e lave as contas com 50 mL de tampão PBS para um total de três vezes.
    6. Centrifugar o lise celular do homogeneizador de alta pressão a 48.384 x g. Adicione o sobrenante do liseato celular centrifugado (40 mL) às contas de glutationa equilibradas na coluna de fluxo de gravidade e incubar por 30 min a 4 °C. Resuspend as contas de glutationa a cada 10 minutos.
    7. Após 30 minutos de incubação, abra a torneira da saída da coluna para separar as contas e a fração de fluxo. Descarte a fração de fluxo. Enxágüe as contas restantes de glutationa duas vezes com 50 mL de tampão PBS.
    8. Adicione 15 mL de tampão de eluição às contas de glutationa e incubar por 30 min. Resuspend as contas a cada 10 minutos.
    9. Após 30 minutos de incubação, elute o fragmento TRP 1261-1275 marcado pelo GST em um tubo cônico de 50 mL e carga em uma coluna de exclusão de tamanho (grau de preparação), que é equilibrado usando 50 mM Tris (pH 7,5, 100 mM NaCl, 1 mM EDTA, 1 mM DTT) tampão.
    10. Mantenha a taxa de fluxo de elução da coluna de exclusão de tamanho para 3 mL/min. Coletar as proteínas elucidas à taxa de 5 mL/tubo.
    11. Identifique o pico da proteína alvo na coluna de exclusão de tamanho analisando os sinais de absorção UV a 280 nm e verifique pela análise do gel SDS-PAGE (parâmetros de eletroforese: 150 V para o gel de empilhamento; 200 V para o gel de resolução). Manche o gel com R250 azul Coomassie.
    12. Concentre o fragmento de TRP 1261-1275 com etiqueta GST purificada da coluna de exclusão de tamanho para 1 mL usando uma coluna de rotação de ultrafiltração de 15 mL centrifuada a 3.000 x g a 4 °C em uma centrífuga refrigerada de mesa.
    13. Determine a concentração de proteína concentrada usando a Lei Beer-Lambert. Meça a absorção UV do fragmento TRP 1261-1275 marcado pelo GST a 280 nm usando um espectotômetro.
    14. Obtenha o coeficiente de extinção em 280 nm importando as sequências proteicas para o programa Protparam (https://web.expasy.org/protparam/). Tipicamente, 1 cultura L de TRP com marca GST 1261-1275 produz 1 mL de 600 μM de proteína (6 x 10-7 mol). Consulte a Tabela 1 para os materiais necessários.
  2. Purificação do fragmento NORPA 863-1095 com sua marca
    1. Transforme as células pETM.3C NORPA 863-1095 plasmid20 em células E. coli BL21 (DE3) usando o método de transformação de choque térmico CaCl2 21. Inocular uma única colônia em 10 mL de meio LB e crescer durante a noite a 37 °C. Em seguida, amplie a cultura de semeadura de 10 mL em 1 L de meio LB a 37 °C.
    2. Após o OD600 das células atingir 0,5, esfrie as células a 16 °C e adicione 0,1 mM IPTG (concentração final) para induzir a superexpressão da proteína alvo e incubar a 16 °C por 18 h.
    3. Após a superexpressão, pelota 1 L de células cultivadas por centrifugação a 3.993 x g por 20 min e resuspend em 40 mL de tampão de ligação. Em seguida,lise as células resuspended em um homogeneizador de alta pressão a 4 °C como descrito na etapa 1.1.4.
    4. Carregue 5 mL de ni-contas em uma coluna de fluxo de gravidade e lave três vezes com 50 mL de tampão de ligação.
    5. Centrifugar o lise celular do homogeneizador de alta pressão a 48.384 x g. Adicione o sobrenante da célula centrifugada lysate às contas ni equilibradas na coluna de fluxo de gravidade e incubar por 30 min a 4 °C. Resuspend as contas Ni a cada 10 minutos.
    6. Após 30 minutos de incubação, abra a torneira da saída da coluna para separar as contas e a fração de fluxo. Descarte a fração de fluxo e lave as contas ni restantes duas vezes com 50 mL de tampão de lavagem.
    7. Adicione 15 mL de tampão de eluição às contas ni e incubar por 30 minutos. Resuspend as contas Ni a cada 10 minutos.
    8. Após 30 minutos de incubação, colete o fragmento NORPA 863-1095 com etiqueta de Seu elucido em um tubo cônico de 50 mL e carregue em uma coluna de exclusão de tamanho (grau de preparação), que é equilibrada usando 50 mM Tris (pH 7,5, 100 mM NaCl, 1 mM EDTA, 1 mM DTT).
    9. Mantenha a taxa de fluxo de elução da coluna de exclusão de tamanho para 3 mL/min. Coletar a proteína elucida à taxa de 5 mL/tubo.
    10. Identifique o pico da proteína alvo na coluna de exclusão de tamanho analisando os sinais de absorção UV a 280 nm e verifique pela análise do gel SDS-PAGE (parâmetros de eletroforese: 150 V para o gel de empilhamento; 200 V para o gel de resolução). Manche o gel usando R250 azul Coomassie.
    11. Concentre o fragmento NORPA 863-1095 com sua marca purificada da coluna de exclusão de tamanho para 1 mL usando uma coluna de rotação de ultrafiltração de 15 mL centrifugada a 3.000 x g a 4 °C em uma centrífuga refrigerada de mesa.
    12. Determine a concentração de proteína concentrada usando a Lei Beer-Lambert. Meça a absorção UV do fragmento NORPA 863-1095 com marcação UV a 280 nm usando um espectrômetro.
    13. Obtenha o coeficiente de extinção em 280 nm importando as sequências proteicas para o programa Protparam (https://web.expasy.org/protparam/). Tipicamente, 1 L cultura de seu fragmento NORPA 863-1095 produz 1 mL de 600 μM de proteína (6 x 10-7 mol). Consulte a Tabela 2 para os materiais necessários.

2. Preparação de cabeças de Drosophila

  1. Coletar moscas adultas em tubos de centrifugação cônica de 50 mL utilizando o método de anestesia DE CO2 2 22,23; congele imediatamente o nitrogênio líquido por 10 minutos e armazene em um congelador de -80°C.
  2. Depois de coletar um número suficiente de moscas, agite vigorosamente os tubos cônicos congelados de 50 mL à mão para separar as pernas, cabeças, asas e corpos das moscas. Transfira a mistura para três peneiras de aço inoxidável pré-resfriadas (tamanho de malha 20/30/40, respectivamente) e agite as peneiras.
  3. Em seguida, uma vez que as cabeças não podem passar pela peneira de 40 malhas, use um pincel para varrer as cabeças de mosca da peneira de 40 malhas, transfira-as para tubos cônicos de 50 mL e armazene-as a −80 °C.
  4. Colete continuamente as moscas e suas cabeças e armazene-as em um congelador de -80 °C até atingir a quantidade necessária para experimentação (0,5 g). Normalmente, para coletar 0,5 g de cabeças, são necessários 35 mL de moscas em um tubo cônico de 50 mL. Consulte a Tabela 3 para obter os materiais necessários.

3. Purificação do canal Drosophila TRP

  1. Pesar um total de 0,5 g de cabeças e homogeneizar completamente em nitrogênio líquido usando um pilão de argamassa pré-resfriado. Dissolva as cabeças homogeneizadas em 10x v/w tampão de lise (5 mL), incubar em um agitador a 4 °C por 20 min e, em seguida, centrífuga a 20.817 x g por 20 min a 4 °C.
  2. Colete o supernante spin-down ("20817 g S", Figura 4) e centrifuse-o ainda mais a 100.000 x g por 60 min a 4 °C. Use o supernatante spin-down ("100.000 g S", Figura 4) para o seguinte ensaio de recuo.
  3. Adicione 1 mL de ni-contas na coluna de fluxo de gravidade e lave as contas com 10 mL de H2O destilado duplo (ddH2O) a 4 °C para um total de três vezes. Equilibre as contas com 10 volumes de coluna de tampão de lise três vezes a 4 °C.
  4. Adicione 500 μL de 600 μM purificado Sua proteína NORPA 863-1095 (3 x 10-7 mol) na coluna Ni e incubar por 30 min a 4 °C. Resuspend as contas a cada 10 minutos.
  5. Abra a torneira de saída da coluna para separar as contas e a fração de fluxo. Pegue a fração de fluxo para análise SDS-PAGE (NORPA F, Figura 4). Nesta seção, as proteínas iscas são imobilizadas nas contas ni.
  6. Lave as contas ni com 10 volumes de coluna de tampão de lise (10 mL) a 4 °C e mantenha a fração de lavagem para análise SDS-PAGE (Wash 1, Figura 4A). Repita as etapas acima e mantenha a amostra para análise SDS-PAGE (Wash 2, Figura 4A). Nesta seção, as proteínas de isca excessivas nas contas-de-ni são removidas.
  7. Adicione o supernatante da cabeça de Drosophila homogeneizado após centrifugação de 100.000 x g na coluna Ni a 4 °C, onde o fragmento NORPA 863-1095 marcado foi imobilizado.
  8. Incubar o supernante com as contas ni a 4 °C por 30 min. Resuspend as contas a cada 10 minutos. Em seguida, abra a torneira de saída da coluna para separar as contas e a fração de fluxo.
  9. Colete o supernatante para análise SDS-PAGE (Dro head lysis F, Figure 4A). Nesta seção, os complexos proteicos INAD (INAD/TRP/ePKC) na cabeça homogeneizados são capturados pelos fragmentos norpa 863-1095 imobilizados nas contas-de-ni.
  10. Lave as contas ni com 10 volumes de coluna de tampão de lise (10 mL) a 4 °C e mantenha o sobrenatante da precipitação gravitacional para análise SDS-PAGE (Wash 3, Figure 4A). Repita as etapas acima e colete o supernatante para análise SDS-PAGE (Wash 4, Figura 4A). Nesta seção, as proteínas não ligadas nas contas ni são removidas.
  11. Adicione 500 μL de 600 μM de proteína TRP 1261-1275 com etiqueta GST (3 x 10-7 mol) nas contas ni e incubar por 20 min a 4 °C. Resuspend as contas a cada 10 minutos.
  12. Colete a fração elucida da coluna de gravidade (TRP E1, Figura 4B), que contém o canal erógeno Drosophila TRP. Repita as etapas acima e colete a fração de eluição (TRP E2, Figura 4B). Nesta etapa, utilizando os fragmentos TRP 1261-1275 marcados pelo GST como concorrente, os canais TRP são elucidos dos complexos proteicos INAD capturados (INAD/TRP/ePKC) nas contas Ni.
  13. Lave as contas ni com 10 volumes de coluna de tampão de ligação (10 mL; Tabela 1) a 4 °C e coletar a fração de lavagem para análise SDS-PAGE (Wash 5, Figura 4B).
  14. Adicione 500 μL de tampão de eluição (Tabela 1) nas contas ni e incubar por 20 min a 4 °C. Recolher a fração de elução da coluna de fluxo gravitacional (NORPA E1, Figura 4B). Repita as etapas acima e colete a fração de eluição (NORPA E2, Figura 4B).
  15. Utilizando o tampão de elução, elute o fragmento NORPA 863-1095 marcado por Sua marca acompanhado dos complexos proteicos INAD/ePKC. Em seguida, resuspende as contas Ni em 500 μL de buffer de ligação.
  16. Leve as ni-contas resuspended para executar o SDS-PAGE (manchado por R250 azul Coomassie) para analisar a eficiência da elução e avaliar se o buffer elute funciona (contas, Figura 4B). Consulte a Tabela 4 para obter os materiais necessários.

4. Purificação da coluna de exclusão de tamanho do canal Drosophila TRP

  1. Instale uma coluna de exclusão de tamanho (grau analítico) no sistema de purificação de proteínas. Equilibre a coluna com o tampão da coluna (50 mM Tris-HCl pH 7.5, 150 mM NaCl, 2 mM DTT, 0,75 mM DDM), que é filtrado por um filtro de 0,45 μm.
  2. Concentre a fração TRP E1 e E2 a partir da etapa 3.14 usando uma coluna de rotação de ultrafiltração de 4 mL, centrifugada a 3.000 x g a 4 °C em uma centrífuga refrigerada.
  3. Enxágüe o laço amostral com o tampão da coluna e carregue a amostra no laço amostral. Injete a amostra na coluna de exclusão de tamanho e elute as proteínas com uma taxa de fluxo adequada (0,5 mL/min).
  4. Identifique o pico da proteína alvo por absorção a 280 nm e execute um gel SDS-PAGE para detectar o canal 1RP endógeno e endógeno purificado (Figura 5). Consulte a Tabela 5 para obter os materiais necessários.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Neste artigo, demonstra-se um método de purificação de proteínas para purificar o canal Drosophila TRP endógeno (Figura 1).

Em primeiro lugar, a expressão e purificação da proteína recombinante são aplicadas para obter a isca e proteínas concorrentes. Em seguida, um fragmento TRP 1261-1275 marcado pelo GST é expresso em células E. coli BL21 (DE3) em média LB e purificado usando contas de glutationa e uma coluna de exclusão de tamanho (

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

INAD, que contém cinco domínios PDZ, é o principal organizador das máquinas de fototransdução Drosophila. Estudos anteriores mostraram que o INAD PDZ3 se liga à cauda terminal C do canal TRP com especificidade requintada (KD = 0,3 μM)18. Inad PDZ45 tandem interage com o fragmento NORPA 863-1095 com uma afinidade de ligação extremamente alta (KD = 30 nM). Esses achados fornecem uma base bioquímica sólida para projetar a purificação de afinidade mais a estratégia de co...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciência Natural da China (No. 31870746), Shenzhen Basic Research Grants (JCYJ2020200109140414636) e Fundação de Ciência Natural da Província de Guangdong, China (nº 2021A1515010796) a W. L. Agradecemos a LetPub (www.letpub.com) por sua assistência linguística durante a elaboração deste manuscrito.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Cepas bacterianas
BL21(DE3) Células competentesNovagen69450Superexpressão de
proteínasModelos experimentais
D.melanogaster: W1118 cepaBloomington Drosophila Stock CenterBDSC:3605Drosophila < / em> preparação de cabeça
Material< / forte >
20/30/40 malha peneiras de aço inoxidávelJiufeng empresa de malha de metalGB / T6003.1Drosophila < / em> preparação de cabeça
30% Acrilamida-N, N ′ -Metilenobisacrilamida (29: 1)LableadA3291SDS-PAGE preparação de gel
Persulfato de amônioInvitrogenHC2005SDS-PAGE
Inibidor de protease de coquetelRoche05892953001Inibidor de protease
Coomassie azul brilhante R-250Sangon BiotechA100472-0025Coloração em gel SDS-PAGE
DL-Ditiotreitol (DTT)Sangon BiotechA620058-0100Preparação
de tampão de coluna de exclusão de tamanhoSal dissódico do ácido etilenodiaminotetracético (EDTA)Sangon BiotechA500838-0500Preparação do tampão da coluna de exclusão de tamanho
GlicinaSangon BiotechA610235-0005Preparação do tampão SDS-PAGE
Glutationa Sepharose 4 grânulos de fluxo rápidoCytiva17513202Cromatografia de afinidade
ImidazolSangon BiotechA500529-0001Tampão de eluição preparação para coluna de Ni
Isopropil-beta-D-tiogalactopiranosídeo (IPTG)Sangon BiotechA600168-0025Indução de superexpressão de proteína
LB Caldo em póSangon BiotechA507002-0250E.coli. cultura de células
L-glutationa reduzida (GSH)Sigma-aldrichG4251-100GPreparação de tampão de eluição para grânulos de glutationa
Ni-Sepharose excel grânulos Cytiva17371202Cromatografia de afinidade
N-Dodecil beta-D-maltosídeo (DDM)Sangon BiotechA610424-001Detergente para purificação de proteínas
N,N,N',N'-Tetrametiletilenodiamina (TEMED)Sigma-aldrichT9281-100MLSDS-PAGE preparação de gel
PBSSangon BiotechE607008-0500Tampão de homogeneização para célula E.coli.
PMSFLableadP0754-25GInibidor de protease
Marcador de proteína pré-fabricadaThermo Scientific26619/26616Escada de proteína prestada
Coluna de exclusão de tamanho (grau de preparação)Cytiva28989336HiLoad 26/60 Coluna Superdex 200 PG
Coluna de exclusão de tamanho (grau analítico)Cytiva29091596Superose 6 Aumento 10/300 GL coluna
Cloreto de sódioSangon BiotechA501218-0001Preparação do tampão de purificação de proteínas
Dodecil sulfato de sódio (SDS)Sangon BiotechA500228-0001SDS-PAGE preparação de gel/tampão
Base Tris Sigma-aldrichT1503-10KGPreparação do tampão de purificação de proteínas
Ultrafiltração spin colunaMilliporeUFC901096/801096Concentração
proteínasEquipment
Balança AnalíticaDENVERAPX-60Metage de Drosophila head
Centrífuga refrigerada de alta velocidade de mesa para tubos de centrifugação cônicos de 15mL e 50mLEppendorf5810RConcentração de proteínas
Centrífuga refrigerada de alta velocidade de mesa Tubos de centrifugação de 1,5mLEppendorf5417RCentrifugação de lisado de cabeça Drosophila após homogeneização
Coluna de fluxo de gravidade vazia (Diâmetro Interno=1,0cm)Bio-Rad738-0015Purificação de proteínas TRP
Coluna de fluxo de gravidade vazia (Diâmetro Interno=2,5cm)Bio-Rad738-0017Purificação de iscas e proteínas concorrentes de E.coli.
Gel Sistema de DocumentaçãoBio-RadUniversal Hood II Gel Doc XR SistemaSDS-PAGE
Centrífuga refrigerada de alta velocidadeBeckman coulterAvanti J-26 XPCentrifugação de células E.coli. celular/lisado celular
Homogeneizador de alta pressãoUNION-BIOTECHUH-05Homogeneização de células E.coli.
Tanque de nitrogênio líquidoTaylor-WhartonCX-100Drosophila head preparação
Sistema de purificação de proteínas CytivaAKTA purificadordeproteínas
Refrigerador (-80° C)Thermo900GPem>Drosophila head preparação
EspectrofotômetroMAPADAUV-1200OD600 medição de células E.coli.
EspectrofotômetroThermo ScientificNanoDrop 2000cDeterminação da concentração de proteína
UltracentrífugaBeckman coulterOptima XPN-100 UltracentrífugaUltracentrifugação
Preparação de gel de <

Referências

  1. Tsunoda, S., et al. A multivalent PDZ-domain protein assembles signalling complexes in a G-protein-coupled cascade. Nature. 388 (6639), 243-249 (1997).
  2. Huang, J., et al. Activation of TRP channels by protons and phosphoinositide depletion in Drosophila photoreceptors. Current Biology: CB. 20 (3), 189-197 (2010).
  3. Chyb, S., Raghu, P., Hardie, R. C. Polyunsaturated fatty acids activate the Drosophila light-sensitive channels TRP and TRPL. Nature. 397 (6716), 255-259 (1999).
  4. Hardie, R. C., Franze, K. Photomechanical responses in Drosophila photoreceptors. Science. 338 (6104), 260-263 (2012).
  5. Chen, W., et al. Calmodulin binds to Drosophila TRP with an unexpected mode. Structure. 29 (4), 330-344 (2021).
  6. Hardie, R. C. Effects of intracellular Ca2+ chelation on the light response in Drosophila photoreceptors. Journal of Comparative Physiology. A, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 177 (6), 707-721 (1995).
  7. Scott, K., Sun, Y., Beckingham, K., Zuker, C. S. Calmodulin regulation of Drosophila light-activated channels and receptor function mediates termination of the light response in vivo. Cell. 91 (3), 375-383 (1997).
  8. Hardie, R. C., Minke, B. Phosphoinositide-mediated phototransduction in Drosophila photoreceptors: the role of Ca2+ and trp. Cell Calcium. 18 (4), 256-274 (1995).
  9. Delgado, R., et al. Light-induced opening of the TRP channel in isolated membrane patches excised from photosensitive microvilli from Drosophila photoreceptors. Neuroscience. 396, 66-72 (2019).
  10. Lev, S., Katz, B., Minke, B. The activity of the TRP-like channel depends on its expression system. Channels (Austin). 6 (2), 86-93 (2012).
  11. Hardie, R. C., Raghu, P. Activation of heterologously expressed Drosophila TRPL channels: Ca2+ is not required and InsP3 is not sufficient. Cell Calcium. 24 (3), 153-163 (1998).
  12. Gutorov, R., et al. Modulation of transient receptor potential C channel activity by cholesterol. Frontiers in Pharmacology. 10, 1487(2019).
  13. Yagodin, S., et al. Thapsigargin and receptor-mediated activation of Drosophila TRPL channels stably expressed in a Drosophila S2 cell line. Cell Calcium. 23 (4), 219-228 (1998).
  14. Guo, W., Chen, L. Recent progress in structural studies on canonical TRP ion channels. Cell Calcium. 83, 102075(2019).
  15. Li, X., Fine, M. TRP channel: The structural era. Cell Calcium. 87, 102191(2020).
  16. Liao, M., Cao, E., Julius, D., Cheng, Y. Structure of the TRPV1 ion channel determined by electron cryo-microscopy. Nature. 504 (7478), 107-112 (2013).
  17. Cao, E., Liao, M., Cheng, Y., Julius, D. TRPV1 structures in distinct conformations reveal activation mechanisms. Nature. 504 (7478), 113-118 (2013).
  18. Liu, W., et al. The INAD scaffold is a dynamic, redox-regulated modulator of signaling in the Drosophila eye. Cell. 145 (7), 1088-1101 (2011).
  19. Ye, F., Liu, W., Shang, Y., Zhang, M. An exquisitely specific PDZ/target recognition revealed by the structure of INAD PDZ3 in complex with TRP channel. Structure. 24 (3), 383-391 (2016).
  20. Ye, F., et al. An unexpected INAD PDZ tandem-mediated plcβ binding in Drosophila photo receptors. eLife. 7, (2018).
  21. Rahimzadeh, M., Sadeghizadeh, M., Najafi, F., Arab, S., Mobasheri, H. Impact of heat shock step on bacterial transformation efficiency. Molecular Biology Research Communications. 5 (4), 257-261 (2016).
  22. Ashburner, M., Golic, K. G., Hawley, S. Drosophila: A laboratory handbook. Second Edition. 80 (2), The Quarterly Review of Biology. (2005).
  23. Nicolas, G., Sillans, D. Immediate and latent effects of carbon dioxide on insects. Annual Review of Entomology. 34 (1), 97-116 (1989).
  24. Arachea, B. T., et al. Detergent selection for enhanced extraction of membrane proteins. Protein Expression and Purification. 86 (1), 12-20 (2012).
  25. Hellmich, U. A., Gaudet, R. Structural biology of TRP channels. Handbook of Experimental Pharmacology. 223, 963-990 (2014).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Canais TRP de DrosophilaPurificação de Complexos ProteicosPurificação por AfinidadeCromatografia de Exclusão MolecularEsferas de NíquelEsferas de GlutationaComplexo Proteico INADVia de FototransduçãoTécnicas de Cryo-EM
Purificação dos canais potenciais do receptor transitório Endogenous Drosophila
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.