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Artigo de método

Inativação de Patógenos via Fotólise de Luz Visível de Riboflavina-5′-Fosfato

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DOI:

10.3791/63531

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6 de abril de 2022

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1Department of Biotechnology, Ming Chuan University, 2Department of Tourism and Leisure, Hsing Wu University, 3Department of Science Education and Application, National Taichung University of Education, 4Department of Soil and Environmental Sciences, National Chung Hsing University

Neste artigo

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para inativar bactérias patogênicas com espécies reativas de oxigênio produzidas durante a fotólise do mononucleotídeo de flavina (FMN) sob irradiação de luz azul e violeta de baixa intensidade. A fotólise FMN demonstra ser um método simples e seguro para processos sanitários.

Resumo

Riboflavina-5'-fosfato (ou mononucleotídeo de flavina; FMN) é sensível à luz visível. Vários compostos, incluindo espécies reativas de oxigênio (ROS), podem ser gerados a partir da fotólise FMN após irradiação com luz visível. As EROs geradas a partir da fotólise da FMN são prejudiciais aos microrganismos, incluindo bactérias patogênicas como Staphylococcus aureus (S. aureus). Este artigo apresenta um protocolo para a desativação de S. aureus, como exemplo, via reações fotoquímicas envolvendo FMN sob irradiação de luz visível. O ânion radical superóxido () gerado durante a fotólise da FMN é avaliado através da redução do tetrazólio azul nitro (figure-abstract-1NBT). A viabilidade microbiana de S. aureus que é atribuída a espécies reativas figure-abstract-2 foi utilizada para determinar a efetividade do processo. A taxa de inativação bacteriana é proporcional à concentração de FMN. A luz violeta é mais eficiente na inativação de S. aureus do que a irradiação de luz azul, enquanto a luz vermelha ou verde não impulsiona a fotólise FMN. O presente artigo demonstra a fotólise da NMF como um método simples e seguro para processos sanitários.

Introdução

A riboflavina-5′-fosfato (FMN) é formada por fosforilação na posição 5′ da riboflavina 5′ da cadeia lateral do ribitil e é necessária por todas as flavoproteínas para numerosos processos celulares para gerar energia. Também desempenha o papel de vitamina para algumas funções no corpo humano1. A FMN é aproximadamente 200 vezes mais solúvel em água do que a riboflavina2.

A inativação fotodinâmica antibacteriana (aPDI) de bactérias é uma forma eficiente de controlar a resistência às bactérias 3,4, pois não depende do modo de resistência bacteriana. Clinicamente, a aPDI é utilizada no tratamento de infecções de tecidos moles, a fim de diminuir a infecção da pele nosocomial devido a bactérias multirresistentes 5,6,7,8,9. O aPDI também produz morte celular através da geração de espécies reativas de oxigênio (ROS). EROs, como radicais superóxidos (), oxigênio singlete, radicais hidroxila (figure-introduction-1•OH) e radicais peroxila, são radicais livres ou moléculas que contêm oxigênio reativo 10,11,12 e são normalmente reativas 13. Semelhante ao dano ao DNA causado pelas EROs, a peroxidação da membrana e a destruição das células endoteliais também são reações bioquímicas adversas que são atribuídas às ERO nas células12.

O uso de aPDI para bactérias patogênicas envolve uma fonte de luz visível ou UV para inativar microrganismos na presença de compostos químicos, como cloreto de metiltionina 14, conjugado PEI-c e6 15, porfirina16, dióxido de titânio17, azul de toluidina O 18 e nanopartículas de óxido de zinco 19. O azul de toluidina O e o azul de metileno são corantes fenotiazinium e o azul de metileno tem propriedades tóxicas. As nanopartículas de óxido de zinco e a irradiação UV estão ligadas a efeitos adversos à saúde e ao meio ambiente. Como tal, a exploração de um fotossensibilizador confiável, seguro e simples via fotólise sob irradiação visível merece um estudo mais aprofundado.

O micronutriente, riboflavina ou FMN, não é tóxico e é de fato usado para fabricação de alimentos ou alimentação20. Tanto a NMF quanto a riboflavina são altamente sensíveis à irradiação luminosa2. Sob irradiação UV 1,2,21,22,23 e luz azul 10,24, estes dois compostos atingem um estado excitado. A riboflavina ativada ou FMN que é produzida pela fotólise é promovida ao seu estado tripleto e as EROs são geradas simultaneamente 2,25. Kumar et al. relataram que a riboflavina ativada pela luz UV causa seletivamente aumento da lesão da porção guanina do DNA em microrganismos patogênicos26. Sob irradiação por luz UV, a riboflavina fotodinamicamente ativada é demonstrada para promover a geração de 8-OH-dG, que é um biomarcador para estresse oxidativo, no DNA de fita dupla27. Relata-se que S. aureus e E. coli são desativados por ERO durante a fotólise de riboflavina ou FMN 10,24,28. Um estudo prévio dos autores mostrou que as reações fotolíticas envolvendo riboflavina e FMN reduzem o violeta cristal, um corante triarilmetano e um agente antibacteriano que gera figure-introduction-2, e eliminam a maior parte da capacidade antimicrobiana do violeta cristal28. Quando o dinucleotídeo de flavina adenina ou FMN é irradiado por luz azul, as EROs resultantes produzem apoptose em células HeLa para seu envenenamento in vitro29. Utilizando tratamento fotoquímico na presença de riboflavina, Cui et al. inativaram linfócitos inibindo sua proliferação e produção de citocinas30.

A fotólise da riboflavina é utilizada para a inativação do patógeno sanguíneo por UV 10,24, mas os componentes sanguíneos podem ser prejudicados sob irradiação de luz UV30. Também é relatado que as plaquetas expostas aos raios UV melhoram progressivamente o desempenho dos marcadores de ativação P-selectina e LIMP-CD63 em suas membranas. A citotoxicidade dos raios UV e da irradiação de alta intensidade precisa ser investigada e um fotossensibilizador que seja descomplicado e seguro durante uma fotorreação FMN envolvendo luz visível seria de grande utilidade.

A luz de comprimentos de onda mais curtos tem mais energia e é muito mais provável que cause danos graves às células. No entanto, na presença de um fotossensibilizador adequado, a irradiação com luz violeta de baixa intensidade pode inibir microrganismos patogênicos. A fotossensibilização e a geração de FMN quando irradiadas com luz violeta são, portanto, importantes para estudar, a fim de determinar a via pela qual as EROs da fotólise da FMN aumentam a inativação de figure-introduction-3 bactérias.

O controle antimicrobiano é um problema comum e o desenvolvimento de novos antibióticos frequentemente leva décadas. Após a irradiação com luz violeta, a fotoinativação que é intermediada pelo FMN pode aniquilar bactérias patogênicas ambientais. Este estudo apresenta um protocolo antimicrobiano eficaz in vitro utilizando luz violeta para conduzir a fotólise da FMN e, assim, gerar figure-introduction-4 para aPDI. A viabilidade microbiana de S. aureus é usada para determinar a viabilidade da aPDI induzida por FMN.

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Protocolo

1. Configuração do sistema de fotólise

  1. Montar seis diodos emissores de luz (LED) (DC 12 V) no interior de um copo plástico opaco (8 cm x 7 cm), como mostra a Figura 1 , para estabelecer um sistema de fotólise31.
  2. Adicionar reagentes (ver abaixo) aos tubos de ensaio de vidro (13 mm de diâmetro e 100 mm de altura) e fixar os tubos na parte superior do copo, como mostra a figura 1. Colocar a instalação experimental numa sala com uma temperatura constante de 25 ± 3 °C.
  3. Monitorar e registrar a temperatura das unidades de teste ao longo das reações fotolíticas por um termômetro infravermelho.
    NOTA: A Figura 2 mostra os espectros de emissão para as luzes azul, verde, vermelha e violeta, conforme registrado usando um espectrômetro óptico UV-Vis calibrado. Os comprimentos de onda correspondentes ao máximo de absorvância para as luzes LED azul, verde, vermelha e violeta utilizadas no estudo são 465, 529, 632 e 405 nm, respectivamente. Os chips LED podem aquecer o aparelho durante experimentos de irradiação. Todo o sistema fotorreativo em cada experimento foi, portanto, colocado em uma sala onde a temperatura foi mantida constante a 25 ± 3 °C.

2. O efeito do comprimento de onda da luz na fotólise da FMN (Figura 3)

  1. Preparar uma solução de FMN 0,1 mM em tampão fosfato de potássio (PB) de 100 mM (pH 7,8). Expor amostras de FMN (3 mL cada) à luz azul, verde, vermelha ou violeta a uma intensidade de 10 W/m2 por 5 min. Manter 3 ml de solução de FMN no escuro como controlo.
  2. Registar a absorvância de amostras de FMN irradiadas na gama de 250-750 nm utilizando um espectrofotómetro UV/visível.

3. Método de redução do tetrazólio azul nitro (NBT) para detecção figure-protocol-1 (Figura 4).

NOTA: O método de redução de NBT aqui utilizado foi ligeiramente modificado a partir do ensaio para fotorreação de riboflavina. O método de redução do NBT é utilizado para avaliar o nível de geração da figure-protocol-2 fotólise da FMN. O FMN fotoquimicamente excitado é primeiro reduzido pela L-metionina em uma semiquinona, que então doa um elétron ao oxigênio, dando origem a figure-protocol-331. O as-generated figure-protocol-4 reduz o NBT a formazan, que tem uma absorvância característica a 560 nm32.

  1. Adicionar 109,3 mg de L-metionina a 73,3 mL de PB (100 mM; pH 7,8). Vórtice a solução para dissolver a L-metionina.
  2. Após a L-metionina estar totalmente dissolvida, adicionar 10 mg de NBT em pó e 1,53 ml de 0,117 mM FMN à solução. Para cada 1 mL da solução de reação (ou seja, uma mistura de FMN, L-metionina e NBT) aplicada, as concentrações finais de FMN, metionina e NBT são 2,4 x 10-6 M, 1,0 x 10-2 M e 1,6 x 10-4 M, respectivamente.
  3. Expor a solução de reação (1 mL) à irradiação de luz LED azul ou violeta a 10 W/m2 por 1-5 min.
  4. Detectar a espécie (a partir da absorbância a figure-protocol-5 560 nm) produzida pela reação fotoquímica, que reduz o NBT e produz formazan.

4. Viabilidade de S. aureus após fotólise de FMN (Figura 5)

  1. Transmitir uma colônia de S. aureus (BCRC 10451) de uma placa cultivada em 10 mL de caldo de lisogenia tomado em um tubo de ensaio com tampa de rosca de 15 mL. Cultura em agitador a 37 °C durante 16 h.
  2. Transfira 0,5 mL da cultura para um tubo de centrífuga de 1,5 mL. Adicionar água esterilizada no tubo de centrífuga para diluir a cultura a uma densidade óptica de 0,5 a 600 nm (OD600) (~6 x 107 UFC/mL).
  3. Transferir 0,5 mL da cultura para um tubo de centrífuga de 1,5 mL, centrifugar a 14.000 x g por 10 min e decantar o sobrenadante para obter um pellet celular.
  4. Adicionar 1 mL de solução tamponada com FMN (30, 60 e 120 μM de FMN em PB) aos pellets celulares obtidos como na etapa 4.3 e vórtice. Para controle irradiado, adicione 1 mL de PB sozinho.
  5. Transferir 1 mL de cada uma das soluções viáveis de células bacterianas contendo 30 μM FMN e PB isoladamente para tubos de vidro e irradiá-las com luz violeta a 10 W/m2 por 30 min.
  6. Transfira 1 mL de cada uma das soluções viáveis de células bacterianas contendo 30, 60 e 120 μM FMN e PB isoladamente para tubos de vidro e irradie-as com luz azul a 20 W/m2 por 120 min. Coloque outro tubo de vidro com 1 mL de solução de células bacterianas viáveis contendo 120 μM de FMN e irradie-o com luz azul a 20 W/m2 por 60 min.
  7. Configure os tubos de ensaio conforme descrito nas etapas 4.5 e 4.6 e cubra-os com folhas grossas de alumínio. Esses tubos servem como controles escuros.
  8. Mantenha a câmara de irradiação (bem como os controles escuros) em uma câmara fria a 9 ± 1 °C durante o período de irradiação de 30-120 minutos.
    NOTA: O calor liberado pelas luzes LED não pode ser ignorado, pois os chips LED colocados dentro do copo podem aquecer o sistema de fotorreação durante os experimentos de irradiação. Os experimentos foram, portanto, conduzidos em câmara fria mantida a 9 ± 1 °C.
  9. Após irradiação, transfira 0,2 mL de cada uma das soluções de reação para uma placa de ágar Luria (LA). Espalhe as bactérias sobre a placa por uma haste de vidro em forma de L e incube durante a noite a 37 °C.
  10. Calcular a contagem de placas viáveis e as taxas de inativação de S. aureus após o crescimento noturno.
    NOTA: A taxa de inativação de S. aureus é calculada como a porcentagem de redução, que é igual a [1 -I / D] ×100%, onde I e D denotam, respectivamente, o número de UFCs na amostra irradiada e o controle escuro. A redução percentual é definida como um valor negativo da taxa de inativação.

5. Detecção de figure-protocol-6 em S. aureus (Figura 6)

  1. Prepare as amostras de S. aureus conforme descrito na etapa 4.
  2. Diluir a densidade bacteriana das amostras com água esterilizada para uma densidade óptica de 0,5 a 600 nm (OD600, ~6 x 106 UFC/mL). Transfira 0,5 mL da cultura para um tubo de centrífuga de 1,5 mL. Centrifugar a 14.000 x g durante 10 min e decantar o sobrenadante para obter um pellet celular.
  3. Adicione 0,1093 g de L-metionina, 0,1 g de NBT e 25 mL de FMN (400, 240 ou 120 μM) a 75 mL de PB. Para cada 1 mL do reagente aplicado, as concentrações finais de FMN, metionina e NBT são 100 (60 ou 30) x 10-6 M, 7,3 x 10-3 M e 1,2 x 10-3 M, respectivamente.
  4. Adicionar 1 ml de cada solução reagente (isto é, com concentrações variáveis de FMN) aos pellets celulares obtidos como na etapa 5.2. Irradiar as soluções por luz violeta a 10 W/m2 durante 10 min.
  5. Centrifugar a mistura a 14.000 x g durante 10 min e decantar o sobrenadante. Ressuscite o pellet em 1 mL de dimetilsulfóxido (DMSO) para extrair o NBT reduzido. Detectar as espécies produzidas figure-protocol-7 a partir da absorbância a 560 nm.

6. Análise estatística

  1. Expresse os dados como média ± desvio padrão (DP) de três testes independentes.
  2. Aplicar um teste t homocedástico de duas amostras para avaliar se duas medidas são diferentes. Valores de p < 0,05 são considerados estatisticamente significativos.

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Resultados

Efeito do comprimento de onda da luz no FMN
Os espectros de absorbância de 0,1 mM FMN que são irradiados usando LEDs azuis, verdes, vermelhos e violetas são mostrados na Figura 3. Existem dois picos para FMN (372 nm e 444 nm) para o controle escuro. A luz verde e vermelha não tem efeito porque as mudanças nos espectros são insignificantes. Por outro lado, a respectiva absorvância da FMN a 444 nm é reduzida em cerca de 19% e 34%, respectivamente, após irradiação de luz azu...

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Discussão

Um fotossensibilizador aumenta a reação fotoquímica de compostos químicos para gerar EROs. Microrganismos patogênicos podem ser inativados por irradiação de luz na presença de fotossensibilizadores. Este estudo determina a aPDI de S. aureus devido a EROs geradas pela irradiação de luz violeta de um fotossensibilizador exógeno, o FMN.

Como mostrado na Figura 3, para FMN, a absorbância a 444 nm é reduzida significativamente após 5 min de irradiação usando l...

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Divulgações

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

Os autores são gratos ao Dr. Tak-Wah Wong e ao Sr. Zong-Jhe Hsieh por seu apoio com experimentos.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Luzes LED azuis, verdes e vermelhasVita LED Technologies Co., Tainan, TaiwanDC 12 V 5050
Dimethyl SulfoxideSigma-Aldrich, St. Louis, MO190186
Termômetro infravermelhoRaytek Co. Santa Cruz, CAMT4
LB brothDifco Co., NJ
L-MetioninaSigma-Aldrich, St. Louis, MO1.05707
NBTBio Basic, Inc. Markham, Ontário, Canadá
Fonte de alimentaçãoChina tech Co., New Taipei City, TaiwanYP30-3-2
Riboflavina 5′-fosfatoSigma-Aldrich, St. Louis, MOR7774
RNaseNew England BioLabs, Inc. Ipswich, MA
Medidor de energia solarTenmars Electronics Co., Taipei, TaiwanTM-207
Pesquisa e Coleta de Biorecursos (BCRC)Staphylococcus aureus subsp. aureus10451
Espectrômetro óptico UV-VisOcean Optics, Dunedin, FLUSB4000
Espectrofotômetro UV-VisHitachi High-Tech Science Corporation, Tóquio, JapãoU-2900
Violet LEDLong-hui Electronic Co., LTD, Dongguan, China
Centro de de, Hsinchu, Taiwan

Referências

  1. Jian, H. L., Cheng, C. W., Chen, L. Y., Liang, J. Y. The photochemistry of riboflavin. MC-Transaction on Biotechnology. 3, 1-11 (2011).
  2. Lin, Y., Eitenmiller, R. R., Landen, W. O. Riboflavin. Vitamin analysis for the health and food sciences. , CRC Press. 329-360 (2008).
  3. Xie, L. J., Wang, R. L., Wang, D., Liu, L., Cheng, L. Visible-light-mediated oxidative demethylation of N(6)-methyl adenines. Chemical Communications. 53 (77), 10734-10737 (2017).
  4. Tim, M. Strategies to optimize photosensitizers for photodynamic inactivation of bacteria. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 150, 2-10 (2015).
  5. Maisch, T., et al. Photodynamic inactivation of multi-resistant bacteria (PIB) - a new approach to treat superficial infections in the 21st century. Journal of the German Society of Dermatology. 9 (5), 360-366 (2011).
  6. Hamblin, M. R. Antimicrobial photodynamic inactivation: a bright new technique to kill resistant microbes. Current Opinion in Microbiology. 33, 67-73 (2016).
  7. Del Rosso, J. Q. Oral Doxycycline in the management of acne vulgaris: Current perspectives on clinical use and recent findings with a new double-scored small tablet formulation. The Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 8 (5), 19-26 (2015).
  8. Wong, T. W., et al. Photodynamic inactivation of methicillin-resistant Staphylococcus aureus by indocyanine green and near infrared light. Dematologica Sinica. 36 (1), 8-15 (2018).
  9. Yuann, J. M. P., et al. Effects of free radicals from doxycycline hyclate and minocycline hydrochloride under blue light irradiation on the deactivation of Staphylococcus aureus, including a methicillin-resistant strain. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 226, 112370(2022).
  10. Liang, J. Y., Cheng, C. W., Yu, C. H., Chen, L. Y. Investigations of blue light-induced reactive oxygen species from flavin mononucleotide on inactivation of E. coli. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 143, 82-88 (2015).
  11. Yang, M. J., et al. Effects of blue-light-induced free radical formation from catechin hydrate on the inactivation of Acinetobacter baumannii, Including a carbapenem-resistant strain. Molecules. 23 (7), 1631(2018).
  12. Yuann, J. M. P., et al. A study of catechin photostability using photolytic processing. Processes. 9 (2), 293(2021).
  13. Yuann, J. M. P., Wang, J. S., Jian, H. L., Lin, C. C., Liang, J. Y. Effects of Clinacanthus nutans (Burm. f) Lindau leaf extracts on protection of plasmid DNA from riboflavin photoreaction. MC-Transaction on Biotechnology. 4 (1), 45-59 (2012).
  14. Rineh, A., et al. Attaching NorA efflux pump inhibitors to methylene blue enhances antimicrobial photodynamic inactivation of Escherichia coli and Acinetobacter baumannii in vitro and in vivo. Bioorganic and Medicinal Chemistry Letters. 28 (16), 2736-2740 (2018).
  15. Dai, T., et al. Photodynamic therapy for Acinetobacter baumannii burn infections in mice. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 53 (9), 3929-3934 (2009).
  16. Nitzan, Y., Ashkenazi, H. Photoinactivation of Acinetobacter baumannii and Escherichia coli B by a cationic hydrophilic porphyrin at various light wavelengths. Current Microbiology. 42 (6), 408-414 (2001).
  17. Tseng, C. C., et al. Altered susceptibility to the bactericidal effect of photocatalytic oxidation by TiO2 is related to colistin resistance development in Acinetobacter baumannii. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (19), 8549-8561 (2016).
  18. Boluki, E., et al. Antimicrobial activity of photodynamic therapy in combination with colistin against a pan-drug resistant Acinetobacter baumannii isolated from burn patient. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 18, 1-5 (2017).
  19. Yang, M. Y., et al. Blue light irradiation triggers the antimicrobial potential of ZnO nanoparticles on drug-resistant Acinetobacter baumannii. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 180, 235-242 (2018).
  20. Code of Federal Regulations. , Available from: https://www.gpo.gov/fdsys/pkg/CFR-2009-title21-vol6/pdf/CFR-2009-title21-vol6-sec582-5695.pdf (2022).
  21. Lu, C. Y., et al. Generation and photosensitization properties of the oxidized radical of riboflavin: a laser flash photolysis study. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 52 (1-3), 111-116 (1999).
  22. Sato, K., et al. The primary cytotoxicity in ultraviolet-a-irradiated riboflavin solution is derived from hydrogen peroxide. The Journal of Investigative Dermatology. 105 (4), 608-612 (1995).
  23. Tripathi, A. K., et al. Attenuated neuroprotective effect of riboflavin under UV-B irradiation via miR-203/c-Jun signaling pathway in vivo and in vitro. Journal of Biomedical Science. 21 (1), 39(2014).
  24. Liang, J. Y., et al. Blue light induced free radicals from riboflavin on E. coli DNA damage. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 119, 60-64 (2013).
  25. Ottaway, P. B. The Technology of Vitamins in Food. , Chapman and Hall. London. Ch. 5 233-244 (1993).
  26. Kumar, V., et al. Riboflavin and UV-light based pathogen reduction: extent and consequence of DNA damage at the molecular level. Photochemistry and Photobiology. 80 (1), 15-21 (2004).
  27. Ito, K., Inoue, S., Yamamoto, K., Kawanishi, S. 8-Hydroxydeoxyguanosine formation at the 5'site of 5'-GG-3'sequences in double-stranded DNA by UV radiation with riboflavin. Journal of Biological Chemistry. 268 (18), 13221-13227 (1993).
  28. Liang, J. Y., Yuann, J. M. P., Hsie, Z. J., Huang, S. T., Chen, C. C. Blue light induced free radicals from riboflavin in degradation of crystal violet by microbial viability evaluation. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 174, 355-363 (2017).
  29. Yang, M. Y., Chang, C. J., Chen, L. Y. Blue light induced reactive oxygen species from flavin mononucleotide and flavin adenine dinucleotide on lethality of HeLa cells. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 173, 325-332 (2017).
  30. Cui, Z., Huang, Y., Mo, Q., Wang, X., Qian, K. Inactivation of lymphocytes in blood products using riboflavin photochemical treatment with visible light. Photochemistry and Photobiology. 84 (5), 1195-1200 (2008).
  31. Wong, T. W., Cheng, C. W., Hsieh, Z. J., Liang, J. Y. Effects of blue or violet light on the inactivation of Staphylococcus aureus by riboflavin-5′-phosphate photolysis. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 173, 672-680 (2017).
  32. Russell, L. F., Vanderslice, J. T. Comprehensive review of vitamin B2 analytical methodology. Journal of Micronutrient Analysis. 8, 257-310 (1990).
  33. Cheng, C. W., Chen, L. Y., Chou, C. W., Liang, J. Y. Investigations of riboflavin photolysis via coloured light in the nitro blue tetrazolium assay for superoxide dismutase activity. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 148, 262-267 (2015).
  34. Huang, S. T., et al. Effects of 462 nm light-emitting diode on the inactivation of Escherichia coli and a multidrug-resistant by tetracycline photoreaction. Journal of Clinical Medicine. 7 (9), 278(2018).
  35. Barua, M. G., Escalada, J. P., Bregliani, M., Pajares, A., Criado, S. Antioxidant capacity of (+)-catechin visible-light photoirradiated in the presence of vitamin B2. Redox Report: Communications in Free Radical Research. 22 (6), 282-289 (2017).
  36. Castillo, C., Criado, S., Díaz, M., García, N. A. Riboflavin as a sensitiser in the photodegradation of tetracyclines. Kinetics, mechanism and microbiological implications. Dyes and Pigments. 72 (2), 178-184 (2007).
  37. Huvaere, K., Sinnaeve, B., Van Bocxlaer, J., Skibsted, L. H. Flavonoid deactivation of excited state flavins: reaction monitoring by mass spectrometry. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 60 (36), 9261-9272 (2012).
  38. Massad, W. A., Bertolotti, S., Garcia, N. A. Kinetics and mechanism of the vitamin B2-sensitized photooxidation of isoproterenol. Photochemistry and Photobiology. 79 (5), 428-433 (2004).
  39. Maclean, M., MacGregor, S. J., Anderson, J. G., Woolsey, G. High-intensity narrow-spectrum light inactivation and wavelength sensitivity of Staphylococcus aureus. FEMS Microbiology Letters. 285 (2), 227-232 (2008).
  40. Huang, S. T., et al. The influence of the degradation of tetracycline by free radicals from riboflavin-5'-phosphate photolysis on microbial viability. Microorganisms. 7 (11), 500(2019).
  41. Maisch, T., et al. Fast and effective photodynamic inactivation of multiresistant bacteria by cationic riboflavin derivatives. PLoS One. 9 (12), 111792(2014).
  42. Grijzenhout, M., et al. Ultraviolet-B irradiation of platelets induces a dose-dependent increase in the expression of platelet activation markers with storage. British Journal of Haematology. 83 (4), 627-632 (1993).

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