Artigo de método

Análise por Citometria de Fluxo de Biomarcadores para Detecção de Defeitos Funcionais do Espermatozoide Humano

DOI:

10.3791/63790

⸱

21 de abril de 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Toxicology, College of Preventive Medicine, Army Medical University (Third Military Medical University), 2Department of Chemical Defense Medicine, College of Military Preventive Medicine, Army Medical University (Third Military Medical University)

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O presente protocolo fornece uma solução prática que permite a medição de apoptose, potencial de membrana mitocondrial e danos ao DNA em espermatozoides humanos com um único citômetro.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A análise convencional de parâmetros seminais é amplamente utilizada para avaliar a fertilidade masculina. No entanto, estudos descobriram que ~15% das pacientes inférteis não apresentam anormalidades nos parâmetros do sêmen convencional. Tecnologias adicionais são necessárias para explicar a infertilidade idiopática e detectar defeitos sutis do esperma. Atualmente, biomarcadores da função espermática, incluindo apoptose espermática, potencial de membrana mitocondrial (MMP) e danos ao DNA, revelam a fisiologia espermática em nível molecular e são capazes de predizer a fertilidade masculina.

Com técnicas de citometria de fluxo (FCM), cada um desses marcadores pode ser medido de forma rápida, precisa e precisa em amostras de sêmen humano, mas os custos de tempo aumentam substancialmente e os resultados podem ser obstruídos se todos os biomarcadores precisarem ser testados com um único citômetro. Neste protocolo, após a coleta e incubação imediata a 37 °C para liquefação, amostras de sêmen foram posteriormente analisadas para apoptose espermática usando a coloração de isotiocianato de fluoresceína Anexina V (FITC)/iodeto de propídio (PI). A MMP foi marcada com sonda de 5,5′,6,6′-tetracloro-1,1′,3,3′-tetraetil-benzimidazolilcarbocianina iodeto (JC-1), e os danos ao DNA foram avaliados usando o ensaio de estrutura da cromatina espermática (SCSA) com coloração de laranja de acridina (AO). Assim, a análise por citometria de fluxo de marcadores de função espermática pode ser uma ferramenta prática e confiável para o diagnóstico de infertilidade e avaliação da função espermática tanto na bancada quanto no leito.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A infertilidade tornou-se um problema de saúde pública, sendo que a infertilidade masculina contribui com 40%-50% de todos os casos 1,2. Embora a análise convencional da qualidade do sêmen desempenhe um papel importante na determinação do potencial de fertilidade masculina, aproximadamente 15% das pacientes com infertilidade apresentam parâmetros espermáticos normais, como contagem de espermatozoides, motilidade e morfologia3. Além disso, os exames de rotina do esperma têm pouca repetibilidade, fornecem informações limitadas sobre a função espermática e não podem fornecer uma avaliação precisa da fertilidade masculina ou refletir os defeitos sutis dos espermatozoides. Várias técnicas foram desenvolvidas para testar a função espermática, como o ensaio de hemizona (HZA), o ensaio de penetração espermática, o teste de inchaço hipo-osmótico, o teste de anticorpos antiespermatozoides, mas esses métodos são demorados e vulneráveis a influências subjetivas dos operadores. Portanto, é necessário desenvolver métodos rápidos e precisos para análise da função espermática.

A FCM é uma tecnologia de análise rápida e unicelular desenvolvida na década de 1970, que tem sido amplamente utilizada em vários campos da biologia celular e da medicina. A MCF é uma ferramenta robusta para a avaliação da função espermática que analisa espermatozoides marcados com sonda de fluorescência específica4. Os espermatozoides passam através de lasers de canal único ou multicanal, e a luz espalhada e a fluorescência emitida são produzidas por um feixe de laser. A luz espalhada inclui luz espalhada direta (FSC) e luz espalhada lateral (SSC), que reflete o tamanho da célula testada e a granularidade ou estrutura interna da célula. Esses sinais são coletados, exibidos e analisados pelo sistema computacional e, consequentemente, uma série de características dos espermatozoides são medidas de forma rápida e precisa. Portanto, o FCM é uma técnica rápida, objetiva, multidimensional e de alto rendimento que tem ganhado cada vez mais atenção no campo da análise espermática. A aplicação do FCM pode compensar deficiências nos métodos tradicionais e fornece uma nova abordagem para a detecção da estrutura e função interna dos espermatozoides.

A apoptose espermática está intimamente relacionada à fertilidade masculina5. A detecção de apoptose espermática é um índice importante para avaliar a função espermática em nível molecular. O FCM é amplamente reconhecido como um método confiável e sensível para detectar a apoptose espermática usando a coloração Annexin V-FITC/PI. O princípio básico é que a fosfatidilserina (PS) é transferida da camada interna da membrana celular para sua camada externa no estágio inicial da apoptose. A anexina V é uma proteína fosfolipídica Ca2+ dependente (geralmente marcada por FITC) que tem alta afinidade pelo SP, detectando, assim, o SF exposto à superfície externa da membrana celular6. Necrose e apoptose podem ser distinguidas em combinação com coloração de Pl. Portanto, o método de dupla coloração da anexina V-FITC/PI é amplamente utilizado, pois é rápido, simples e fácil de detectar diferentes espermatozoides apoptóticos.

Um espermatozoide maduro de mamíferos contém aproximadamente 72-80 mitocôndrias7, sugerindo uma razão biológica para a retenção de espermatozoides mitocôndrias8. Descobriu-se que as mitocôndrias espermáticas desempenham papéis importantes na manutenção da motilidade e fertilidade espermáticas9. A coloração JC-1, que pode ser usada como indicador de MMP em uma variedade de tipos celulares, é um dos fluorocromos mais populares para avaliação da atividade mitocondrial espermática10. JC-1 é um corante catiônico que se acumula potencial-dependente nas mitocôndrias. O JC-1 tem uma emissão máxima de fluorescência em 525 nm (verde) e forma agregados J 11 quando se liga a membranas com alto potencial (ΔΨm, 80-100 mV), resultando em um deslocamento na emissão de fluorescência para ~590 nm (laranja-vermelho). Consequentemente, a despolarização mitocondrial espermática é indicada por uma diminuição na razão de intensidade de fluorescência vermelho/verde, e FCM pode ser usado para detectar os níveis de MMP em amostras de sêmen humano.

A metodologia SCSA foi inventada por Evenson et al.12, sendo considerada um teste preciso e repetível com dados únicos de dois parâmetros (fluorescência vermelha vs verde) em uma escala de 1.024 × 1.024canais13. Em espermatozoides danificados, o DNA e as proteínas alteradas nos núcleos dos espermatozoides são marcados por AO, e as quebras da fita de DNA são medidas por fluorescência vermelha, enquanto fitas duplas intactas emitem fluorescência verde no FCM14. Atualmente, muitos métodos têm sido desenvolvidos para estimar a integridade do DNA espermático. No entanto, ao contrário da SCSA, esses ensaios são frequentemente trabalhosos e não têm a capacidade de um diagnóstico de infertilidade masculina. Os resultados do teste SCSA correlacionam-se significativamente com gravidez e aborto espontâneo do DNA humano, fornecem evidências convincentes de que a SCSA pode ser útil na análise de sêmen humano e pode servir como uma ferramenta valiosa para os clínicos de infertilidade15.

A integridade da cromatina, a MMP e a apoptose refletem diferentes aspectos da função espermática e, portanto, a combinação desses biomarcadores pode fornecer uma visão mais abrangente sobre o status do espermatozoide. O FCM pode ser usado para medições separadas de integridade da cromatina, MMP ou apoptose em amostras de sêmen humano. Embora o custo da FCM e o custo dos corantes tenham limitado a ampla aplicação dessas técnicas em laboratórios clínicos de saúde reprodutiva, seu valor para estimativa da fecundidade está sendo aceito.

No entanto, como cada um dos experimentos requer pré-tratamento de amostras de espermatozoides, e todas as amostras pré-tratadas precisam ser testadas o mais rápido possível, a medição simultânea de todos os três biomarcadores para uma amostra com um único FCM pode levar a um longo tempo de espera para alguns dos experimentos e obstruir a confiabilidade dos resultados. Isso ocorre porque os espermatozoides recebem danos adicionais durante o processo de espera, se o protocolo não for organizado adequadamente levando todos os três experimentos inteiramente em consideração. Este trabalho apresenta um protocolo que realiza a mensuração fluente de todos os três biomarcadores em uma única citometria sem comprometer substancialmente a qualidade do experimento induzida por tempos de espera prolongados.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

NOTA: O fluxo de trabalho para a detecção de biomarcadores para danos à função espermática por citometria de fluxo inclui (1) preparação celular, (2) coloração com reagentes fluorescentes e (3) análise por citometria de fluxo e interpretação de dados (Figura 1). O protocolo segue as diretrizes dos Comitês de Ética da Universidade de Medicina do Exército (1.0/2013.4-12).

1. Preparação celular

  1. Obter amostras de sêmen humano por masturbação em frascos de espécimes clínicos plásticos, preferencialmente após 3-5 dias de abstinência.
  2. Incubar imediatamente as amostras de sémen numa estufa a 37 °C e liquefazer completamente as amostras (até 1 h).

2. Espermatozoides contados usando análise de espermatozoides auxiliada por computador (CASA)

  1. Misture bem as amostras de sêmen liquefeito.
  2. Adicionar 10 μL de sémen numa câmara de contagem de espermatozoides (ver Tabela de Materiais).
  3. Digitalize as lâminas no Analisador de Classes de Esperma (consulte a Tabela de Materiais) e conte pelo menos seis áreas e 400 espermatozoides para estimar a concentração de espermatozoides.
    NOTA: As amostras de sêmen devem ser frescas, não congeladas, para análise de apoptose espermática e MMP.

3. Coloração de espermatozoides

  1. Detecção de apoptose espermática pela coloração Annexin V-FITC/PI
    1. Adicionar 1 × 106 espermatozoides a um tubo de centrífuga de 1,5 mL.
    2. Lavar as células com 500 μL de solução salina tamponada com fosfato (PBS) gelada.
    3. Centrifugar a suspensão de espermatozoides a 300 × g por 7 min e descartar o sobrenadante.
    4. Ressuspender os espermatozoides em 200 μL de 1x Binding Buffer.
    5. Adicionar 2 μL de FITC Annexin V e 2 μL de PI (ver Tabela de Materiais).
    6. Vorbitar suavemente as células, incubar durante 15 minutos à temperatura ambiente (25 °C) no escuro e colocá-las no citómetro de fluxo imediatamente para análise.
  2. Análise do potencial de membrana mitocondrial utilizando sonda JC-1
    1. Adicionar 2 × 106 espermatozoides a um tubo de centrífuga de 1,5 ml e centrifugar a 600 × g durante 5 minutos.
    2. Ressuspender a suspensão de espermatozoides em 1 mL de solução de trabalho JC-1 (consulte a Tabela de Materiais).
    3. Vórtice suavemente as células e incube durante 20 minutos a 37 °C no escuro.
    4. Centrifugar a suspensão a 600 × g durante 5 min e eliminar o sobrenadante.
    5. Lavar o pellet duas vezes com 1 mL de PBS a uma velocidade de 600 × g por 5 min cada.
    6. Ressuspender os espermatozoides tingidos em 1 mL de PBS em tubos de citômetro de fluxo e colocá-los no citômetro de fluxo imediatamente para análise.
    7. Utilizar cianeto de carbonila m-clorofenil hidrazona (CCCP) como controlo positivo. Ressuspender os espermatozoides (conforme descrito anteriormente na etapa 3.2.1) em 1 ml de solução de trabalho CCCP (ver Tabela de Materiais), e agitar suavemente as células e incubar durante 20 minutos à temperatura ambiente. Centrifugar a suspensão a 600 × g por 5 min e descartar o sobrenadante. Repita as etapas 3.2.2-3.2.6.
  3. Ensaio de estrutura da cromatina espermática
    1. Colocar uma alíquota de sémen cru liquefeito (0,25 ml) num criotubo e congelar imediatamente as amostras de sémen em azoto líquido (-196 °C) até estarem prontas para a SCSA.
    2. Descongelar as amostras de sémen em banho-maria a 37 °C e diluí-las com tampão TNE (ver Tabela de Materiais) até uma concentração de 1-2 × 106 células/ml.
    3. Adicionar 200 μL da amostra diluída a um tubo de ensaio com citómetro de fluxo e misturá-la com 400 μL de solução ácida (ver quadro de materiais) durante 30 s.
    4. Manchar as amostras com 1,2 mL de solução corante AO (ver Tabela de Materiais) e colocar no citômetro de fluxo imediatamente para análise.
    5. Use uma amostra de referência como padrão interno para configuração e calibração de citômetros de fluxo. Diluir a amostra de referência com tampão TNE a 4 °C para uma concentração de 1-2 × 106 células/ml. Repita as etapas 3.3.1-3.3.4.
      NOTAS: Todas as soluções e tampões são armazenados a 4 °C. (1) O sémen não deve ser diluído antes da congelação rápida. As amostras de sémen bruto devem ser descongeladas e diluídas com tampão TNE no momento das medições por citometria de fluxo. (2) Para clínicas de infertilidade, ~0,25 mL de sêmen cru deve ser congelado em um freezer ultrafrio ou em um tanque LN2. Essas alíquotas congeladas podem então ser enviadas para um laboratório de diagnóstico SCSA em gelo seco ou em um carregador seco LN2. (3) Uma amostra de ejaculado humano que demonstra heterogeneidade da integridade do DNA (por exemplo, 15% de índice de fragmentação do DNA [DFI]) foi usada como referência padrão interno.

4. Configuração do citômetro de fluxo

NOTA: Antes de iniciar o citômetro de fluxo, a verificação do sistema do instrumento deve ser realizada para verificar o desempenho analítico. Execute as amostras depois que todas as verificações tiverem sido concluídas e aprovadas.

  1. Abra o software do citômetro de fluxo e inicie o citômetro.
  2. Coletar dados de amostra.
    1. Primeiro, carregue uma amostra de controle no citômetro de fluxo e clique em EXECUTAR para iniciar a coleta de dados (ajuste as configurações, se necessário). Aguarde até que o instrumento comece a aspirar a amostra e forneça uma visualização em tempo real dos eventos detectados.
      NOTA: A amostra de controlo: um controlo negativo (espermatozoides não corados) para apoptose espermática; um controle positivo (células tratadas com CCCP) para MMP; uma amostra de referência para SCSA.
    2. Crie gráficos de pontos para exibir dados e selecione os parâmetros do eixo x/y (como FSC, SSC) e lineares para especificar que os dados sejam exibidos. Selecione e aplique uma porta poligonal para delinear a população de espermatozoides para análise, e para que o instrumento plote eventos detectados em tempo real.
    3. Analise os eventos espermáticos dentro da região.
      1. Para apoptose espermática, defina o FL1 como o eixo x e o FL2 como o eixo x. Para isolar as células vivas, apoptóticas ou necróticas, toque e arraste a porta do quadrante para subdefinir as populações de espermatozoides para quatro populações específicas.
      2. Para MMP, defina o FL1 como o eixo x e o FL2 como o eixo y. Crie uma porta poligonal para subdefinir as populações de espermatozoides em duas populações específicas.
      3. Para SCSA, defina o FL4 como eixo x (fluorescência vermelha, 125/1.024 canais de citometria de fluxo) e o FL1 como eixo y (fluorescência verde, 475/1.024 canais de citometria de fluxo). Desenhe as portas em um ângulo de 45° para excluir sinais de detritos celulares.
    4. Defina um limite de execução para indicar quando parar de coletar dados. Calcule um total de 10.000 espermatozoides para cada amostra para análises de apoptose espermática, MMP e SCSA.
    5. Defina a taxa fluídica (lenta, média e rápida, ou uma taxa fluídica personalizada), dependendo dos números de células.
      NOTAS: Para a análise SCSA, para determinar as concentrações de espermatozoides, descongele a amostra bruta congelada e execute-a no FCM. Se o caudal for de >250/s, diluir a amostra ao caudal correcto. Meça todas as amostras independentemente duas vezes e calcule os valores médios. Uma amostra de referência foi testada quando cada 10-15 amostras foram medidas para garantir a padronização e estabilidade do instrumento no dia-a-dia.
    6. Defina o limite para eliminar detritos e ruído de amostras de células. Aplique essas configurações a todas as amostras do experimento.
    7. Se necessário, defina a compensação de cor para corrigir o transbordamento de fluorescência.
    8. Volte suavemente a pipetar as amostras antes de carregá-las no citômetro de fluxo, nomeie a amostra e execute as amostras.
    9. Depois que todas as amostras tiverem sido executadas, salve os dados de amostra como arquivos FCS, dando-lhes um nome de arquivo para análise de software adicional. Salve o modelo de trabalho do experimento atual para recuperação em execuções futuras (opcional).

5. Análise dos dados

  1. Importe os dados para o software de análise de dados para o citômetro de fluxo (consulte a Tabela de Materiais).
  2. Clique duas vezes no primeiro exemplo no espaço de trabalho. Aguarde até que uma janela do Gráfico seja aberta, mostrando um gráfico de eventos ao longo dos parâmetros FSC versus SSC. Crie um portão que isole a população de espermatozoides incluída dentro do portão, produzindo uma população "filho" do conjunto pai de eventos.
  3. Clique duas vezes dentro da área fechada e abra uma nova janela do Gráfico contendo apenas os eventos de esperma. Defina os parâmetros dos eixos x e y para selecionar o canal fluorescente.
  4. Selecione a ferramenta Portão . Clique dentro do gráfico para fazer com que os portões apareçam, de modo que os portões criados isolem as diferentes populações de células.
  5. Clique com o botão direito do mouse (ou clique com a tecla Control pressionada) em qualquer uma das linhas realçadas e selecione Copiar análise para agrupar. Aplique a árvore de vedação a todas as amostras dentro do grupo.
  6. Salve e exporte a tabela de dados.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A Figura 2 mostra a medida da apoptose espermática pela coloração Annexin V-FITC/PI. O sinal FITC (fluorescência verde) foi medido no canal FL1, e o sinal PI (fluorescência vermelha) foi medido no canal FL2. Na análise bivariada da Anexina V/PI, os marcadores identificaram quatro populações distintas de espermatozoides. Os resultados foram expressos como as porcentagens de espermatozoides de Anexina V-/PI− (células viáveis ou vivas), Anexina V+/PI− espermatozoides (células apoptóticas precoces ou células apoptóticas), espermatozoides de Anexina V+/PI+ (células apoptóticas tardias) e espermatozoides de Anexina V−/PI+ (células necróticas)16,17 (Figura 2B). Um controle negativo (espermatozoides não corados) também foi utilizado para montar a compensação e os quadrantes (Figura 2A).

A Figura 3 mostra a dosagem de MMP utilizando a sonda JC-1 em espermatozoides humanos. A MMP % é apresentada como a razão de fluorescência laranja-vermelho/(verde + laranja-vermelho) pela análise do citograma. Uma amostra de sêmen de boa qualidade geralmente mostra alta fluorescência vermelho-alaranjada e baixa fluorescência verde (mitocôndrias ativas, quadrante superior esquerdo) (Figura 3A). Por outro lado, uma amostra de sêmen de baixa qualidade geralmente mostra baixa fluorescência vermelho-alaranjada e alta fluorescência verde (mitocôndrias inativas, quadrante inferior direito), possivelmente devido à ruptura mitocondrial (Figura 3B).

A Figura 4 mostra os dados da SCSA13,14. Esses citogramas típicos de SCSA foram obtidos de duas amostras individuais. A amostra A veio de um homem fértil e a amostra B de um homem infértil. A análise dos dados de citometria de fluxo foi realizada por meio do software FlowJo. Os citogramas mostram a fonte de cada componente dos dados SCSA. O eixo x (fluorescência vermelha com 1.024 gradações de fluorescência vermelha) indica DNA fragmentado; o eixo y (fluorescência verde com 1.024 gradações) indica a coloração do DNA nativo. A linha pontilhada em y = 750 representa o limite do esperma normal. Acima dessa linha de y = 750 estão espermatozoides com cromatina parcialmente não condensada, que foram determinados como espermatozoides imaturos.

figure-results-1
Figura 1: Fluxo de trabalho para detecção de biomarcadores para danos à função espermática por citometria de fluxo. Amostras de sêmen foram obtidas e pré-tratadas conforme descrito na etapa 1 do protocolo. (1) Preparação celular, (2) coloração com reagentes fluorescentes e (3) análise por citometria de fluxo e interpretação dos dados. Abreviações: MMP = potencial de membrana mitocondrial; SCSA = ensaio de estrutura da cromatina espermática; PBS = solução salina tamponada com fosfato; AO = laranja acridina. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-2
Figura 2: Resultados representativos da apoptose espermática usando a coloração Annexin V-FITC/PI. O quadrante inferior esquerdo contém espermatozoides de Anexina V-/PI− (células viáveis ou vivas), o quadrante inferior direito mostra espermatozoides de Anexina V+/PI− (células apoptóticas precoces ou células apoptóticas), o quadrante superior direito representa espermatozoides de Anexina V+/PI+ (células apoptóticas tardias) e o quadrante superior esquerdo contém espermatozoides de Anexina V−/PI+ (células necróticas). (A) Controle negativo (espermatozoides não corados); (B) uma amostra com apoptose espermática. Abreviaturas: FITC = isotiocianato de fluoresceína; IP = iodeto de propídio. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-3
Figura 3: Mensuração do potencial de membrana mitocondrial utilizando sonda JC-1 . (A) A subpopulação espermática com alta MMP. (B) A subpopulação espermática com baixa MMP. Defina FL1-A e FL2-A como o eixo x (fluorescência verde) e o eixo y (fluorescência laranja-vermelho), respectivamente. Abreviações: MMP = potencial de membrana mitocondrial. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

figure-results-4
Figura 4: Detecção de danos ao DNA em espermatozoides humanos usando ensaio de estrutura da cromatina espermática. (A) Uma amostra de sêmen com estrutura de cromatina normal. (B) Amostra de sêmen com alta proporção de espermatozoides com estrutura anormal da cromatina. O software FlowJo foi usado para fazer portas de computador ao redor das populações celulares identificadas como: 1) espermatozoides normais, 2) espermatozoides HDS, 3) espermatozoides DFI e 4) restos celulares, e porcentagens de espermatozoides HDS e DFI foram calculadas. Abreviação: SCSA = ensaio de estrutura da cromatina espermática; HDS = alta coloração do DNA; DFI = índice de fragmentação do DNA. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A integridade da cromatina, a MMP e a apoptose dos espermatozoides humanos têm se mostrado preditores valiosos de desfechos reprodutivos. O último manual laboratorial da OMS para o exame e processamento de sêmen humano (sexta edição) também destacou alguns desses indicadores (integridade da cromatina e apoptose) como exames estendidos além do exame básico de parâmetros de rotina, como a contagem de espermatozoides18. Publicações recentes também sugerem que esses indicadores podem ser marcadores mais sensíveis de resposta a exposições externas perigosas, indicando seu potencial para a identificação de danos reprodutivos em um estágio mais precoce19,20. A combinação desses indicadores com exames de rotina também pode proporcionar uma compreensão mais abrangente sobre o perfil de disfunção espermática e a complexidade dos danos reprodutivos masculinos na população.

Existem várias questões-chave que determinam substancialmente o sucesso da análise espermática com FCM. Primeiro, a dosagem de MMP e apoptose espermática requer exame imediato após a liquefeito do sêmen. Para minimizar o custo do tempo, dois técnicos podem se encarregar separadamente do pré-tratamento de MMP e da análise de apoptose de uma amostra. Como o pré-tratamento da apoptose é mais simples, ela seria transferida para a etapa de citometria de fluxo mais rapidamente do que a análise de MMP. Para a análise SCSA, as amostras de sêmen fresco devem ser criopreservadas imediatamente após a disponibilidade após a liquefação. As amostras de esperma podem então ser armazenadas em nitrogênio líquido por um período relativamente longo e não precisam de exame imediato.

Assim, o custo do tempo no local do experimento pode ser comprimido para 40 min, que é a duração da análise de MMP mais a etapa de citometria de fluxo da análise espermática. Em segundo lugar, a configuração do confinamento na plataforma de citometria de fluxo deve ser decidida para cada lote de amostras separadamente. As amostras de espermatozoides com subgrupos de células claras no gráfico de dispersão podem ser selecionadas como referência para desenhar a área de confinamento. Em terceiro lugar, como não há valores de referência clínica amplamente aceitos para os indicadores deste experimento, os resultados históricos podem ser usados como uma importante ferramenta para o controle de qualidade. Controles positivos e negativos também são encorajados a serem estabelecidos em cada lote de medições, especialmente para SCSA e MMP.

Os resultados representativos da análise espermática fornecidos aqui são derivados usando um Accuri C6. No entanto, a técnica poderia ser aplicada a outras plataformas comerciais com pequenas modificações. Normalmente, um total de 5 × 106 espermatozoides seriam necessários para atender ao requisito para a medição de todos os indicadores. Se a concentração espermática de uma amostra for muito menor do que o nível médio, a necessidade do volume de sêmen aumentaria.

Semelhante aos parâmetros espermográficos de rotina, também é notável variação intraindividual na integridade da cromatina, MMP e apoptose dos espermatozoides humanos21. Assim, múltiplos testes de amostras coletadas em momentos diferentes podem fornecer uma estimativa mais precisa do nível de dano à função espermática. Embora não haja um período recomendado de abstinência antes da coleta de espermatozoides para a análise por citometria de fluxo, 2-7 dias de abstinência ejaculatória, sugeridos para análise espermática de rotina pela OMS, podem ser adotados. Pode ajudar a melhorar a comparabilidade dos resultados entre laboratórios e entre diferentes amostras coletadas dos mesmos homens.

Uma grande limitação deste método é que dois dos três biomarcadores testados - a apoptose e o potencial de membrana mitocondrial - requerem amostras de sêmen fresco. Isso pode limitar sua aplicação a homens que podem fornecer amostras de sêmen para o laboratório. Para o teste de danos ao DNA (SCSA), amostras de referência devem ser preparadas antes do experimento para calibrar o citômetro de fluxo. Vale ressaltar que a aplicação do presente protocolo requer um instrumento de FCM no laboratório, o que ainda é um desafio considerável para muitos laboratórios clínicos, embora a cooperação com um serviço terceirizado possa ser uma opção alternativa em algumas regiões.

Além disso, o gasto com os corantes e outros reagentes também é um fator financeiro para os machos que podem precisar do exame. Por fim, o protocolo pode precisar de modificação se diferentes marcas ou versões do FCM forem usadas para examinar os biomarcadores. Em resumo, este trabalho apresenta uma abordagem prática para estimar três biomarcadores de danos aos espermatozoides humanos por uma única máquina de citometria de fluxo. Isso pode fornecer informações valiosas sobre a saúde reprodutiva masculina e complementar o exame de rotina de espermatozoides.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradecemos a todos os trabalhadores de campo pela ajuda e aos entrevistados pela colaboração.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
0,1 M tampão de ácido cítricoSigma-Aldrich Chemical Co., EUA251275-5GAdicione 21,01 g/L de ácido cítrico monohidratado (FW = 210,14; 0,10 M) a 1,0 L H2O. Armazene por vários meses a 4 °C.
0,2 M Tampão Na2PO4Sigma-Aldrich Chemical Co., EUAV900061-500GAdicionar 28,4 g de fosfato de sódio dibásico (FW = 141,96; 0,2 M) a 1,0 L H2O. Armazenar até vários meses a 4 °C.
10 mM CCCP solução estoqueSigma-Aldrich Chemical Co., EUAC2759 Adicionar20,46 mg de CCCP a 10,0 mL de DMSO, perfazendo até o final do CCCP em uma concentração de 10mM, alíquota e armazenar em &menos; 80 ° C.
10 µ M SoluçãoAdicione 10 mL de PBS a um tubo de centrífuga de polipropileno de 15 mL e adicione 10 μ L solução-mãe de CCCP, completando o comprimento final de CCCP numa concentração de 10 µM.
1 mM JC-1 solução estoqueSigma-Aldrich Chemical Co., EUAT4069JC-1 é comprado liofilizado. Adicione uma pequena quantidade de DMSO ao frasco e vortex por vários minutos até que todo o corante se dissolva. Transfira a solução para um tubo estanque e lave o frasco com o volume adequado de DMSO, perfazendo até o final de JC-1 na concentração de 1 mg / mL. alíquota e loja em − 20 °C.
37 &graus; C incubadoraThermo Scientific, EUA
5 µ M Solução de trabalhoAdicione 10 mL de PBS a um tubo de centrífuga de polipropileno de 15 mL e adicione 50 μ L de uma alíquota de estoque JC-1 descongelada. Agitar delicadamente para assegurar uma diluição homogénea. Esta solução deve ser armazenada no escuro e usada prontamente.
Citômetro de fluxo Accuri C6BD Pharmingen, San Diego, CA, Estados Unidos
Solução ácida, pH 1,2Combine 20,0 mL de HCl 2,0 N (0,08 N), 4,39 g de NaCl (0,15 M) e 0,5 mL de Triton X-100 (0,1%) em H2O para um volume final de 500 mL. Ajuste o pH para 1,2 com 5 mol/L HCl.
Solução estoque de laranja de acridina (AO), 1,0 mg / mLPolysciences, Inc, Warrington, Pa65-61-2Dissolva o AO purificado cromatograficamente em dd-H < sub> 2< / sub>O a 1,0 mg / mL.
Solução de coloração AO (solução de trabalho)Adicione 600 μ L de solução-mãe AO para cada 100 mL de tampão de coloração.
Capuz de segurança biológicaAirtech, EUA
Sistema de análise de esperma auxiliado por computador (CASA)Microptic, Barcelona, EspanhaAnalisador de classe de esperma 5.3.00
Câmara de contagem de espermatozóidesGoldcyto, Espanha
Equipamentos
FITC Kit de detecção de apoptose anexina V IBD Biosciences, San Jose, CA556547Incluído: (1) FITC Anexina V é engarrafado a 100 ng/µ L; (2) Iodeto de propídio (PI): A solução de coloração PI é composta por 50 µ g PI/mL em PBS (pH 7,4) e é 0,2 µ M estéril filtrado; (3) Tampão de ligação 10x: 0,1 M Hepes (pH 7,4), 1,4 M NaCl, 25 mM CaCl2. Para uma solução de trabalho 1x, dilua 1 parte do tampão de ligação 10x Annexin V para 9 partes de água destilada. Armazene a 4 ° C e protegido da exposição prolongada à luz. Não congele.
FlowJo  10Tree Star, Inc., San Carlos, CA, EUA
Centrífuga horizontalThermo Scientific, EUA
tanque de nitrogênio líquidoThermolyne, EUA
Materials
PBSBeyotime, Xangai, ChinaC0221AOs tampões PBS prontos para uso são adquiridos e armazenados em temperatura ambiente
Tampão de coloração, pH 6,0Combine 370 mL de tampão de ácido cítrico 0,10 M, 630 mL de tampão Na2PO4, 372 mg de EDTA (dissódico, FW = 372,24; 1 mM) e 8,77 g de NaC1 (0,15 M). Misture durante a noite em uma placa de agitação para garantir que o EDTA esteja totalmente em solução. pH a 6,0 com solução saturada de NaOH.
A amostra de referência para análiseA amostra de referência foi diluída com frio (4 ° C) Tampão TNE para uma concentração de trabalho de 1– 2 &vezes; 106 células/mL e usado para definir o verde em 475/1.024 canais de citometria de fluxo e definir o vermelho em 125/1.024 canais de citometria de fluxo.
Tampão TNE, 1x, pH 7,4 (solução de trabalho)Combine 60 mL de 10x TNE e 540 mL de H2O. Verifique o pH (7,4).
Tampão TNE, 10x, pH 7,4Perfemiker, Xangai, ChinaPM11733Os tampões prontos para uso são adquiridos e armazenados a 4 °C.
de trabalho CCCP JC-1 SCSA

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Agarwal, A., Mulgund, A., Hamada, A., Chyatte, M. R. A unique view on male infertility around the globe. Reproductive Biology and Endocrinology. 13 (1), 1-9 (2015).
  2. Nachtigall, R. D. International disparities in access to infertility services. Fertility and Sterility. 85 (4), 871-875 (2006).
  3. Agarwal, A., Allamaneni, S. S. R. Sperm DNA damage assessment: a test whose time has come. Fertility and Sterility. 84 (4), 850-853 (2005).
  4. Peña, F. J., Ortega Ferrusola, C., Martín Muñoz, P. New flow cytometry approaches in equine andrology. Theriogenology. 86 (1), 366-372 (2016).
  5. Oosterhuis, G. J., et al. Measuring apoptosis in human spermatozoa: a biological assay for semen quality. Fertility and Sterility. 74 (2), 245-250 (2000).
  6. Koopman, G., et al. Annexin V for flow cytometric detection of phosphatidylserine expression on B cells undergoing apoptosis. Blood. 84 (5), 1415-1420 (1994).
  7. Freitas, M. J., Vijayaraghavan, S., Fardilha, M. Signaling mechanisms in mammalian sperm motility. Biology of Reproduction. 96 (1), 2-12 (2017).
  8. Lehti, M. S., Sironen, A. Formation and function of sperm tail structures in association with sperm motility defects. Biology of Reproduction. 97 (4), 522-536 (2017).
  9. Durairajanayagam, D., Singh, D., Agarwal, A., Henkel, R. Causes and consequences of sperm mitochondrial dysfunction. Andrologia. 53 (1), 13666(2021).
  10. Agnihotri, S. K., et al. Mitochondrial membrane potential (MMP) regulates sperm motility. In Vitro Cellular and Developmental Biology. Animal. 52 (9), 953-960 (2016).
  11. Smiley, S. T., et al. Intracellular heterogeneity in mitochondrial membrane potentials revealed by a J-aggregate-forming lipophilic cation JC-1. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (9), 3671-3675 (1991).
  12. Evenson, D. P., Darzynkiewicz, Z., Melamed, M. R. Relation of mammalian sperm chromatin heterogeneity to fertility. Science. 210 (4474), 1131-1133 (1980).
  13. Evenson, D. P., Djira, G., Kasperson, K., Christianson, J. Relationships between the age of 25,445 men attending infertility clinics and sperm chromatin structure assay (SCSA®) defined sperm DNA and chromatin integrity. Fertility and Sterility. 114 (2), 311-320 (2020).
  14. Evenson, D. P. Sperm chromatin structure assay (SCSA®). Methods in Molecular Biology. 927, Clifton, N.J. 147-164 (2013).
  15. Agarwal, A., Said, T. M. Role of sperm chromatin abnormalities and DNA damage in male infertility. Human Reproduction Update. 9 (4), 331-345 (2003).
  16. Ricci, G. Apoptosis in human sperm: its correlation with semen quality and the presence of leukocytes. Human Reproduction. 17 (10), 2665-2672 (2002).
  17. Zhang, H. -B., et al. Early apoptotic changes in human spermatozoa and their relationships with conventional semen parameters and sperm DNA fragmentation. Asian Journal of Andrology. 10 (2), 227-235 (2008).
  18. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. , Available from: https://www.who.int/publications/i/item/9789240030787 (2022).
  19. Evenson, D. P., Wixon, R. Environmental toxicants cause sperm DNA fragmentation as detected by the Sperm Chromatin Structure Assay (SCSA). Toxicology and Applied Pharmacology. 207 (2), 532-537 (2005).
  20. Wang, Y. X., et al. Phthalate exposure in association with serum hormone levels, sperm DNA damage and spermatozoa apoptosis: A cross-sectional study in China. Environmental Research. 150, 557-565 (2016).
  21. Ni, W., et al. Diurnal variation in sperm DNA fragmentation: analysis of 11,382 semen samples from two populations and in vivo animal experiments. Chronobiology International. 36 (11), 1455-1463 (2019).

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Citometria de FluxoApoptose Esperm ticaPotencial de Membrana MitocondrialDano ao DNAEstrutura da Cromatina Esperm ticaColora o com Anexina VSonda JC 1Colora o com Laranja de AcridinaDiagn stico de Infertilidade Masculina

Artigos relacionados