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Artigo de método

Um modelo heterotópico de transplante de coração de rato usando corações de doadores de morte circulatória

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DOI:

10.3791/63844

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18 de maio de 2022

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1Division of Cardiothoracic Surgery, Department of Surgery, Virginia Commonwealth University, 2Pauley Heart Center, Virginia Commonwealth University Health System, 3Department of Surgery, McGuire Veterans Administration Medical Center, 4Department of Pharmacotherapy and Outcome Science, School of Pharmacy, Virginia Commonwealth University, 5Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Virginia Commonwealth University

Neste artigo

Resumo

Aqui, descrevemos a preparação e os detalhes técnicos do transplante cardíaco heterotópico murino utilizando um coração de doador circulatório em morte.

Resumo

O objetivo deste protocolo é estabelecer um modelo de transplante cardíaco heterotópico de ratos com doação após morte circulatória (DCD) de corações de doadores. Existem duas configurações para este protocolo: configuração do doador de coração e configuração do receptor. Na configuração do doador de coração, os ratos Sprague Dawley são anestesiados, intubados endotraquealmente e ventilados. A artéria carótida direita é canulada para fornecer heparina e o agente paralítico brometo de vecurônio. O processo DCD é iniciado pela interrupção da ventilação. Após 20 min, o coração é exposto e a aorta distal ao ramo braquiocefálico é pinçada. Aos 25 minutos após o término do ventilador, a solução gelada da Universidade de Wisconsin (UW) é perfundida através do cateter carotídeo para lavar o coração. O coração é obtido dividindo a aorta, a artéria pulmonar, as veias cavas e as veias pulmonares e armazenado em solução UW para implantação. Na configuração do receptor, o rato Lewis é anestesiado com isoflurano. A buprenorfina de liberação lenta é administrada por via subcutânea para facilitar uma recuperação pós-operatória suave. Através de uma incisão abdominal na linha média, a aorta infra-renal e a veia cava inferior são isoladas e pinçadas com uma pinça vascular atraumática. A aorta cardíaca e a artéria pulmonar do doador são suturadas à aorta abdominal e à veia cava do receptor, respectivamente, com um 8-0 Prolene. O grampo vascular é removido para reperfundir o coração. A parede abdominal é fechada e o rato é recuperado. Após um intervalo definido (24 h a 2 semanas), o rato receptor é anestesiado, o coração transplantado é exposto e um cateter de ponta de balão é inserido no ventrículo esquerdo através do ápice para registrar a pressão desenvolvida e dP / dt usando um sistema de aquisição de dados. O tecido cardíaco é coletado para histologia, imunologia ou análise molecular. Um modelo bem-sucedido de transplante cardíaco de rato com doador de DCD permitirá mais estudos sobre as abordagens cardioprotetoras para melhorar os resultados do transplante cardíaco de doadores com DCD.

Introdução

Um modelo animal pequeno de transplante cardíaco (HTx) é fundamental para a realização de pesquisas que estudam as condições fisiopatológicas que afetam o coração transplantado. A HTx heterotópica em modelo murino, como descrito por Oto e Lindsey, permitiu aos pesquisadores estudar as alterações fisiopatológicas observadas nas condições de isquemia e reperfusão1. Tradicionalmente, os corações de doadores para transplante são obtidos de doadores de coração batendo, também conhecidos como doadores de doação após morte encefálica (DBD); no entanto, houve um aumento desproporcional no número de pacientes que necessitam de HTx2. Mais recentemente, corações de doadores com morte circulatória, também conhecidos como doadores de doação após morte circulatória (DCD), têm sido usados para transplante em ambientes experimentais3. A principal distinção entre os corações doadores de DBD e DCD é que, neste último, os corações são submetidos a durações variáveis de isquemia, impedindo seu uso na prática rotineira de HTx.

A literatura descrita anteriormente sobre HTx heterotópica murina utilizou apenas condições de doadores de coração batendo 4,5,6. O transplante cardíaco heterotópico com DCD requer modificações sutis, sem as quais o coração transplantado não baterá7. Este protocolo tem como objetivo compartilhar com os leitores uma técnica refinada de DCD HTx em ratos. A isquemia miocárdica global é inata à doação de órgãos DCD. Um esquema experimental mimetizando isquemia miocárdica global foi estudado apenas no esquema ex vivo 5. Os resultados dos estudos ex vivo podem não se aplicar ao trabalho de HTx com DCD, uma vez que existem diferenças significativas entre os modelos de isquemia global in vivo (DCD) e ex vivo 5. Os resultados, ou a falta deles, das intervenções para mitigar a isquemia miocárdica de reperfusão em modelos ex vivo podem não ser reprodutíveis no modelo DCD HTx. Portanto, é essencial simular o DCD HTx humano em um modelo animal, cujos resultados podem ter um valor translacional mais alto. O modelo DCD HTx descrito aqui permitirá que o pesquisador simule de perto o DCD HTx clínico e forneça a oportunidade de mitigar a lesão de reperfusão por meio de intervenções no coração do doador e no receptor. Após a recuperação do rato receptor, a função do coração transplantado, a histopatologia e a imunologia podem ser estudadas em intervalos variados a partir do momento do transplante.

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Protocolo

Todos os experimentos com animais foram conduzidos de acordo com as diretrizes institucionais e o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, publicado pelo National Institutes of Health (NIH Publication No. 86-23, revisado em 2011)8. Os procedimentos a seguir foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Virginia Commonwealth University. Todos os procedimentos foram realizados seguindo as diretrizes da OSHA (administração de segurança e saúde ocupacional) e as técnicas estéreis recomendadas9. Os ratos Sprague Dawley foram alojados sob umidade controlada a uma temperatura de 23 °C e ciclos escuro/claro de 12 h.

1. Configuração do laboratório

NOTA: Atribua um espaço dedicado para realizar cirurgias de sobrevivência de roedores estéreis com um microscópio operacional. Manter a temperatura ambiente da sala de cirurgia tão quente; O uso de almofadas de aquecimento tanto para a cirurgia quanto para o processo de recuperação é essencial para manter a temperatura corporal do rato receptor.

  1. Mantenha suprimentos essenciais (Tabela de Materiais), incluindo seringas, soro fisiológico 0.9% (NaCl), agentes anestésicos (isoflurano, cetamina/xilazina), heparina, brometo de vecurônio, solução de preservação, um balde de gelo e agente analgésico (buprenorfina de liberação lenta) estocados e prontamente disponíveis.
  2. Coloque ordenadamente os instrumentos microcirúrgicos (Figura 1A, B) no campo cirúrgico. Mantenha um kit de esterilização flash prontamente disponível para limpar os instrumentos essenciais contaminados imediatamente.

2. Preparação in vivo de doadores DCD de ratos

  1. Anestesiar o rato para intubação traqueal e canulação carotídea. Sedar o rato Sprague Dawley (8-12 semanas de idade) em uma câmara de isoflurano a 3% e, em seguida, anestesiar-o com cetamina / xilazina (100/10 mg / kg, intramuscular).
  2. Para expor a traqueia e a artéria carótida direita, coloque um rato totalmente anestesiado em decúbito dorsal e limpe a frente do pescoço e do tórax com álcool e solução de povidona. Faça uma incisão em forma de V com o pico do V próximo à mandíbula do rato na linha média e cada membro do V apontando para o ombro correspondente. Separe a pele do tecido subcutâneo e vire a pele sobre o peito para expor os músculos da cinta do pescoço (Figura 2A).
    1. Intubar o rato separando os músculos da cinta da linha média (esternomastóideo e esterno-hióideo) com uma pinça para expor a traqueia (Figura 2B). Circunde a traqueia com uma seda 5-0 e abra-a dividindo parcialmente o tecido muscular entre os anéis traqueais.
    2. Insira um angiocath 14 G na traqueia e prenda-o com a seda 5-0 ( Figura 2C ). Conecte o angiocath a um ventilador (1 mL / kg a 90 respirações / min).
    3. Para a canulação da artéria carótida direita, identifique a artéria carótida comum (ela fica paralela e imediatamente no lado direito da traqueia), isole-a cuidadosamente em todo o comprimento do pescoço e amarre a extremidade distal (cranial) com uma seda 5-0.
    4. Anexe um hemostático à extremidade livre da amarração para tração para facilitar a canulação da artéria carótida.
    5. Mobilize o aspecto mais proximal da artéria carótida (em direção à base do pescoço) e prenda-o usando um hemostático vascular. Sob um microscópio cirúrgico, use uma tesoura de microíris para abrir a artéria carótida, dividindo-a parcialmente anteriormente na extremidade mais distal. Canule a artéria carótida com um angiocateter 22 G e prenda-a com um laço de seda 5-0 (Figura 2D).
    6. Conecte um adaptador de torneira de fluxo de três vias ao angiocath para facilitar a administração de medicamentos ou solução de cardioplegia na artéria carótida e conecte a um sensor de pressão para monitorar a frequência cardíaca e a pressão durante o processo DCD (Figura 2D). Um refluxo pulsátil de sangue deve ser observado quando o clampeamento vascular proximal é liberado.
    7. Uma vez fixado, conecte o cateter da artéria carótida ao sensor de pressão e administre heparina (1.000 U/Kg) e brometo de vecurônio (4 mg/kg).
    8. Início do processo DCD: Deixe o brometo de vecurônio circular por 1 min. Observe quaisquer sinais de sofrimento animal e aplique anestesia adicional, se necessário. Pare o ventilador (hipóxia/isquemia) para iniciar o processo de DCD. Observe a ausência de atividade respiratória.
      NOTA: O tempo isquêmico do DCD começa a partir do momento em que o suporte ventilatório é retirado. Em ratos, 25 min de isquemia foi identificado como o tempo máximo que resulta em lesão significativa, mas reversível7. Os traçados pressóricos demonstrarão que, a partir do momento da interrupção do suporte ventilatório em ~3,5 min, a pressão sistêmica cai para menos de 50 mmHg, pressão considerada insuficiente para perfundir efetivamente o coração (Figura 3).
  3. Aquisição de coração do doador: Aloque ~ 4-7 min para obter o coração e administrar cardioplegia fria. Para atingir o tempo alvo de isquemia de 25 min, inicie a captação do coração após 18-21 min após o término do suporte ventilatório.
    NOTA: Modifique a duração do tempo de aquisição com base na experiência da pessoa que executa a aquisição.
    1. Divida a parede abdominal ao longo da margem costal a partir do nível do xifóide e, em seguida, divida a caixa torácica paralela ao esterno de cada lado até as clavículas para realizar toracotomias anteriores bilaterais (Figura 4A). Use um microscópio cirúrgico sob baixa ampliação (5x) para facilitar esta etapa.
    2. Vire a parede torácica dividida articulada nas clavículas em direção à cabeça e prenda-a com um hemostático ( Figura 4B ).
    3. Circunde a veia cava inferior (VCI) com uma seda 5-0 e, em seguida, divida-a parcialmente com uma microtesoura perto da cúpula do fígado (Figura 4C). A VCI parcialmente aberta permite a saída da cardioplegia, pois distende o lado direito do coração.
    4. Dissecar o plano entre a aorta ascendente e a artéria pulmonar (AP) e, em seguida, isolar o tronco pulmonar via seio transverso com pinça curva de ponta romba até sua bifurcação. Divida cuidadosamente a artéria pulmonar perto de seu ponto de bifurcação com microtesoura (Figura 4C).
    5. Circunde o arco aórtico com dissecção romba. Isso permite o acesso de uma pequena pinça vascular em ângulo reto a ser colocada através do arco aórtico distal à origem da artéria inominada.
    6. Na marca de 25 minutos após o término do ventilador, pinçar o arco aórtico e administrar manualmente a cardioplegia (10 mL de solução da Universidade de Wisconsin a 4 °C, durante 2-3 min) através do cateter carotídeo (Figura 4D).
    7. Com microtesoura, divida a aorta ascendente distalmente antes do arco aórtico (Figura 4E).
    8. Amarre o IVC em direção ao coração com seda 5-0 e divida-o distalmente.
    9. Ligue as veias pulmonares e as veias cavas superiores (SVCs) juntamente com seda 5-0 (Figura 4F). Como esses laços contêm uma grande quantidade de tecido, um laço de mão é preferível a um laço de instrumento. Puxe suavemente o coração para baixo em direção ao abdômen com um cotonete para facilitar a ligadura da veia pulmonar sem agrupar os apêndices atriais na gravata.
    10. Divida as veias pulmonares com uma tesoura de microíris, colete o coração e coloque-o em solução salina normal gelada ( Figura 4G ).

3. Transplante cardíaco heterotópico DCD in vivo em ratos

  1. Sedar o receptor em uma câmara de isoflurano (indução a 3%), cortar o cabelo sobre o abdômen e limpar a região com povidona e álcool. Não anticoagule o receptor; Isso levará a sangramento excessivo das anastomoses e falha do enxerto.
  2. Coloque o rato em decúbito dorsal em uma almofada de aquecimento. Coloque uma sonda entre o rato e a almofada de aquecimento para monitorar a temperatura. Manter a temperatura corporal do rato a 38 °C. Coloque dois tubos de centrífuga pré-esterilizados de 50 mL cheios de solução salina quente ou esferas de vidro em ambos os lados do abdômen do rato para facilitar a manutenção do rato aquecido.
  3. Apesar das etapas mencionadas acima, se a temperatura corporal diminuir abaixo de 37,5 °C, aumente a temperatura ambiente (TR) e cubra todas as áreas expostas do corpo usando papel alumínio autoclavado para deixar apenas a área suficiente para realizar a cirurgia abdominal.
  4. Induza anestesia geral com isoflurano a 3% por meio de um cone nasal e diminua gradualmente para 2%.
  5. Abra o abdome ao longo da linha alba (Figura 5A) e exponha o espaço de trabalho colocando afastadores da parede abdominal (Figura 5B).
  6. Usando aplicadores de ponta de algodão estéreis, mova o cólon dilatado ou cheio e coloque-o em uma gaze úmida quente à esquerda do operador, irrigando periodicamente com solução salina morna (38 ° C) ( Figura 5C ). Mover o cólon para o lado fornece mais espaço para os corações DCD porque eles são muito rígidos e requerem espaço extra para acomodar no abdômen.
  7. Abra o retroperitônio na linha média com dissecção romba usando cotonetes. Exponha a aorta infrarrenal e a VCI.
  8. Usando uma pinça vascular multiangular pediátrica atraumática, isole 3-5 mm da aorta infra-renal e da VCI para anastomose (Figura 5D).
  9. Entre na aorta com uma agulha de 30 G montada em uma seringa de 1 cm3 cheia de solução salina normal misturada com 100 unidades de heparina. Lave com 0,2-0,3 mL da solução ( Figura 5E ). Enxugue o excesso de solução com os aplicadores de ponta de algodão estéreis, pois a heparina pode ser absorvida e causar sangramento nas linhas de sutura.
  10. Usando uma microtesoura, abra a aorta ao longo do eixo longo para corresponder ao tamanho da aorta doadora. A VCI não é aberta neste ponto e não tente criar um plano entre a VCI e a aorta; Isso levará ao sangramento.
  11. A orientação adequada do coração do doador durante a anastomose é fundamental (Figura 5F). Oriente o coração doador para anastomose de forma que a superfície anterior do ventrículo direito fique voltada para o teto, o ápice esteja apontando para a direita do operador e a aorta doadora esteja ligeiramente mais baixa que a artéria pulmonar. Essa orientação resulta em menor tensão na anastomose da artéria pulmonar.
    1. Anastomose aórtica: Use uma chave de agulha de ponta pontiaguda e pinças de precisão para anastomose microvascular. Realizar anastomoses com 8-0 sutura monofilamentar em agulha cônica de 4 mm carregada em porta-agulha de ponta de 0,3 mm com a trava da chave de agulha removida, para evitar trauma tecidual acidental ao travar e destravar.
    2. Coloque uma sutura de permanência na posição de 6 horas na anastomose aórtica. Isso é feito para fornecer uma linha de sutura simétrica e hemostática. Em seguida, inicie a anastomose na posição de 12 horas com de fora para dentro na aorta doadora e de dentro para fora na aorta receptora (Figura 6A, B). Mantenha apenas 5-7 cm de sutura de trabalho e trunque o restante.
    3. Mova-se no sentido anti-horário, viaje em curtas distâncias em direção à posição das 6 horas e, em seguida, complete a anastomose em forma de contra-relógio até a posição das 12 horas, virando o coração para a esquerda (Figura 6C).
    4. Verifique se há alguma linha de sutura solta antes de amarrar.
      NOTA: Uma anastomose segura deve ser simétrica e deve aproximar a íntima do doador e do receptor sem lacunas.
    5. Anastomose da artéria pulmonar: Libere a artéria pulmonar da aorta e oriente-a para anastomose à VCI sem torções. Prepare o volume de sangue do receptor para encher o coração do doador e evitar a hipotensão injetando 3-5 mL de solução salina normal subcutânea (nuca).
    6. Monitore o padrão respiratório do rato e diminua o isoflurano de 2,0% para 1,5% à medida que a anastomose da artéria pulmonar está quase concluída.
    7. Abrir a VCI cefálica em relação à anastomose aórtica com tesoura de microíris (Figura 6C). Use 0,2-0,3 mL de solução salina para lavar a VCI. Haverá um pequeno número de coágulos sanguíneos vistos; Lave-os com cuidado.
    8. Ao contrário da anastomose aórtica, inicie a anastomose pulmonar sem sutura de permanência; isso dificultará a exposição. Comece na posição de 12 horas com a agulha se movendo de fora para dentro na artéria pulmonar doadora e de dentro para fora na VCI receptora. Amarre a sutura e primeiro complete a anastomose da parede posterior no sentido horário.
    9. Uma vez na posição de 6 horas, continue a suturar no sentido horário até que a posição de 12 horas seja alcançada e, em seguida, amarre-a na extremidade curta da sutura da amarração anterior. Tome cuidado para não apertar a anastomose, pois qualquer estreitamento limitará a drenagem venosa do coração. Em média, leva 30 minutos ou menos para completar ambas as anastomoses.
    10. Coloque pequenos pedaços de hemostático absorvível sobre a anastomose para conter o sangramento dos orifícios da agulha.
    11. Desaperte os vasos e adicione mais hemostáticos absorvíveis sobre os orifícios da agulha conforme necessário (Figura 6E). O coração transplantado começa a bater com fibrilações ocasionais antes de retomar a respiração rítmica. Deixe o hemostático absorvível no local por 5 minutos, desde que o coração esteja batendo e não haja sangramento evidente.
    12. Quando estiver satisfeito com a hemostasia (~ 3-5 min), use aplicadores de ponta de algodão estéreis para remover o excesso de hemostático absorvível, irrigue com solução salina e retorne o intestino de volta à cavidade abdominal ( Figura 6F ). Coloque o omento sobre a anastomose para ajudar na hemostasia.
    13. Feche a parede abdominal em duas camadas com monocryl 5-0 em uma agulha cortante de 13 mm, fechando primeiro a linha alba e depois fechando a pele (Figura 6G, H).

4. Recuperação e monitorização

  1. Após a conclusão do fechamento abdominal, vire o rato de barriga para baixo em uma almofada quente para recuperação. Continue o isoflurano através de um cone nasal a 1% por 5 min e depois pare.
  2. Quando a respiração espontânea estiver regular, mova o rato para uma gaiola de recuperação limpa e coloque-o em uma almofada quente para continuar o processo de recuperação. Movimentos bruscos do rato resultarão em risco de sangramento ou torção na anastomose. Um analgésico de ação prolongada administrado antes do início da cirurgia facilita muito o processo de recuperação suave.

5. Captação e transplante do coração batendo controle

  1. Procure corações de doador de coração batendo (CBD) de controle como um controle para avaliar a qualidade do coração do doador na ausência de isquemia.
    NOTA: O doador de CBD passa por todas as etapas descritas para o coração DCD, exceto o término do suporte ventilatório. Os corações CBD são adquiridos enquanto batem e totalmente suportados em um ventilador. A administração de cardioplegia interrompe o coração, e a aquisição e o transplante são concluídos da mesma forma descrita para corações DCD.

6. Avaliação da função cardíaca transplantada:

  1. Em um intervalo pré-determinado a partir do momento do transplante cardíaco (24 h a 14 dias), anestesiar o rato receptor (isoflurano inalatório a 3%), colocá-lo em uma almofada supina quente e abrir a incisão abdominal para expor o coração transplantado.
  2. Coloque um cateter com ponta de balão através do ápice do ventrículo esquerdo para medir a pressão desenvolvida (DP), o máximo + dP / dt e o mínimo −dP / dt.
    NOTA: Aqui, uma estação PowerLab foi usada como sistema de aquisição de dados para registros de pressão arterial.

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Resultados

24 h a 14 dias após o transplante cardíaco heterotópico, o abdome pode ser reaberto e o coração pode ser exposto para medir a pressão desenvolvida pelo ventrículo esquerdo. Um cateter de ponta de balão é inserido no ventrículo esquerdo do coração DCD (ou CBD) para medir a pressão desenvolvida (DP), o máximo + dP / dt e o mínimo −dP / dt. A Figura 7 mostra um exemplo do DP esperado, + dP / dt e -dP / dt de um coração DCD em comparação com um coração CBD 24 h após o transplante. Em comparação ...

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Discussão

Para um HTx heterotópico de DCD bem-sucedido, é fundamental que uma configuração meticulosa e cuidadosa do experimento seja estabelecida. A configuração detalhada leva em consideração vários fatores, incluindo 1) seleção de ratos jovens como doadores de DCD, 2) uso de isoflurano como agente anestésico de escolha, 3) entrega eficaz de cardioplegia ao coração do doador, 4) armazenamento do coração do doador em solução gelada, 5) limitação da dissecção abdominal sem comprometer os vasos lom...

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Divulgações

Os autores deste manuscrito não têm conflitos de interesse a divulgar.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado por uma Bolsa de Revisão de Mérito concedida ao Dr. Mohammed Quader (1I01 BX003859) e fundos do Pauley Heart Center a Mohammed Quader e Dr. Stefano Toldo.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Sutura de nylon 5-0 monofilamento de poliamidaAros SurgicalSP17A05N-45
5-0 sutura de sedaSurgical SpecialtiesSP116
8-0Aros SurgicalT06A08N14-13
AutoclaveSterisAmsco Lab 250
BD Seringa de Insulina com Agulha Destacável Seringas de 1 mLFisher ScientificSeringa 14-820-28
BD com Pontas Luer-Lok (Sem Agulha) Seringas de 10 mLFisher Scientific14-823-16E
Belzer University of Wisconsin solução de armazenamento a frioBridge to Life Northbrook IL EUAAdenosina 1,34 g/L, Alopurinol 0,136 g/L, Glutationa 0,922 g/L, Ácido Lactobiônico (como Lactona) 35,83 g/L, Sulfato de Magnésio heptahidratado 1,23 g/L, Pentafração 50 g/L, Hidróxido de potássio 5,61 g/L, fosfato de potássio monobásico 3,4 g/L, rafinose pentahidratada 17,83 g/L
Buprenorfina SR LabZoopharm LLC
Debakey grampo vascular pediátrico atraumático multiangularAesculapF341T
Exel International Descartável Safelet I.V. Cateteres 14 GFisher Scientific14-841-10
Exel International Descartável Safelet I.V. Cateteres 22 GFisher Scientific14-841-20
Cateter Fogarty tamanho 4FEdwands Lifesciences120404F
Fórceps com pontas curvasPreciso Cirúrgico & Scientific Instruments CorporationASSI.228
Gaymar Bomba de aquecimentoBraintree Scientific, Braintree, MA, USATP700
Germinator-500Braintree Scientific Heparina
Sódio Injete, USP 1.000 U/mLPfizerNDC 0069-0137-01
Micro-tesoura de íris com pontas retasPreciso Cirúrgico & Scientific Instruments CorporationASSI.5253
Isoflurano USPPatterson VeterinaryNDC 14043070406
Ketamine HCl 100 mg/mLHenry ScheinNDC 6745710810
Lidocaína HCl 2%Aspen Veterinary07-892-4325
McKesson General Medical 6IN Q-TIPS 2STER WOOD 100/PACKFisher ScientificNC0650323estéril aplicadores de ponta de algodão
Micro-tesoura, ângulo reto e pontas curvasBraintree ScientificSC-MS 154
Porta-agulhasPreciso Cirúrgico & Corporação de Instrumentos CientíficosASSI. BSL158com o mecanismo de bloqueio removido
Normal SalinoBaxter Infusion fornece
estação PowerLabAD Instruments, Denver, COsistema de aquisição
de dados Hidróxido de Sódio/Ácidoajusta a solução para pH 7.4
Ratos Sprague Dawley machos, 8– 16 semanas de idade, < 400 g de peso
Microscópio CirúrgicoLeikaModelo M525 F40
SurgicelEthiconhemostato absorvível
Sonda de temperatura Therma Impermeável Tipo T Medidor de Termopar de Alta PrecisãoThermoworksTHS-232-107
Pinça com ponta de alta precisãoExcelta17-456-109
Brometo deVecurônioSigma-AldrichPHR1627diluído em PBS para 100 mg / mL
VenteliteHarvard Apparatus, Holliston, MA, EUA
Xilazina 100 mg / mLPivetal AnasedNDC 04606675002
Autoclave Clorídrico

Referências

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Reimpressões e permissões

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Transplante HeterotópicoModelo de Coração DCDSolução da University Of WisconsinClamp VascularPerfusão CardíacaCateter de Ponta com BalãoHistologia CardíacaAnálise Molecular

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