Artigo de método

Secção óssea temporal humana de alta velocidade para a avaliação da patologia do ouvido médio associada ao COVID-19

DOI:

10.3791/64012

⸱

18 de maio de 2022

 ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology - Head & Neck Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 2W. Harry Feinstone Department of Molecular Microbiology and Immunology, Johns Hopkins University Bloomberg School of Public Health, 3Department of Pathology, Johns Hopkins University School of Medicine

Neste artigo

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este artigo descreve uma técnica para seção óssea temporal humana rápida que utiliza uma microsaw com lâminas de diamante gêmeos para gerar fatias finas para descalcificação rápida e análise da imunohistoquímica óssea temporal.

Resumo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A análise histopatológica das seções ósseas temporais humanas é uma técnica fundamental para estudar a patologia do ouvido interno e médio. As seções ósseas temporais são preparadas pela colheita óssea temporal pós-morte, fixação, decalcificação, incorporação e coloração. Devido à densidade do osso temporal, a decalcificação é um processo demorado e intensivo em recursos; a preparação completa do tecido pode levar de 9 a 10 meses em média. Isso retarda a pesquisa de otopatologia e dificulta estudos sensíveis ao tempo, como os relevantes para a pandemia COVID-19. Este artigo descreve uma técnica para a rápida preparação e descalcificação das seções ósseas temporais para acelerar o processamento tecidual.

Os ossos temporais foram colhidos após a morte usando técnicas padrão e fixados em 10% de formalina. Uma microsserra de precisão com lâminas de diamante gêmeo foi usada para cortar cada seção em três seções grossas. Seções ósseas temporais espessas foram então descalcificadas em solução decalcificante por 7-10 dias antes de serem incorporadas em parafina, seccionadas em seções finas (10 μm) usando um criotome, e montadas em slides não sobrecarregados. As amostras de tecido foram então desparafinadas e rehidratadas para coloração de anticorpos (ACE2, TMPRSS2, Furin) e imagens. Esta técnica reduziu o tempo da colheita para a análise tecidual de 9-10 meses para 10-14 dias. A seção óssea temporal de alta velocidade pode aumentar a velocidade da pesquisa de otopatologia e reduzir os recursos necessários para a preparação de tecidos, ao mesmo tempo em que facilita estudos sensíveis ao tempo, como os relacionados ao COVID-19.

Introdução

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A pesquisa óssea temporal humana fornece um recurso inestimável para estudar a patologia e a fisiopatologia do ouvido interno e médio. Antes do século XIX, pouco se sabia sobre a doença otológica 1,2,3. Para entender melhor a doença otológica e "resgatar cirurgias aurais das mãos de charlatões", Joseph Toynbee (1815-1866) desenvolveu métodos para estudar seções histológicas do osso temporal humano3. Este trabalho foi apresentado por Adam Politzer (1835-1920) em Viena e outros em toda a Europa durante o restante do século XIX, que usou seções ósseas temporais para descrever a histopatologia de muitas condições comuns que afetam o ouvido 2,3,4.

O primeiro laboratório de osso temporal humano nos Estados Unidos foi aberto em 1927 no Hospital Johns Hopkins, onde Stacy Guild (1890-1966) desenvolveu métodos para seçãoóssea temporal 5,6. Os métodos desenvolvidos pela Guild consistia em um processo de 9 a 10 meses que incluía colheita pós-morte, fixação, decalcificação no ácido nítrico, desidratação no etanol, incorporação de celoidina, secção, coloração e montagem. Modificações nesta técnica foram posteriormente feitas por Harold Schuknecht (1917-1996)7; no entanto, os componentes básicos desse processo permanecem essencialmente inalterados.

Os recursos significativos necessários para a manutenção de um laboratório ósseo temporal apresentaram um desafio para a pesquisa óssea temporal e provavelmente contribuíram para sua popularidade em declínio nos últimos 30 anos 4,8. Uma parcela significativa dos recursos do laboratório ósseo temporal deve ser dedicada ao processo de 9-10 meses de preparação óssea temporal. Um dos passos mais demorados na preparação é a decalcificação do osso temporal, que é o osso mais denso do corpo humano. A decalcificação é tipicamente realizada em ácido nítrico ou ácido etilenodiaminetetraacético (EDTA) e leva semanas a meses, exigindo a mudança frequente das soluções 7,9. Além disso, estudos sensíveis ao tempo do ouvido humano, como os relacionados à pandemia COVID-19, podem ser dificultados por esse lento processo de preparação. Este artigo descreve uma técnica para seção óssea temporal de alta velocidade que usa uma microsaw de diamante para gerar seções grossas que permitem descalcificação rápida e análise de tecidos dentro de 10-14 dias após a colheita óssea temporal.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo foi desenvolvido com aprovação do IRB (IRB00250002) e de acordo com as políticas institucionais de uso de tecido humano e material infeccioso. Cada doador ósseo temporal forneceu consentimento por escrito antes da morte, ou o consentimento foi obtido postumamente da família do doador. Consulte a Tabela de Materiais para obter detalhes sobre todos os materiais, equipamentos e softwares utilizados neste protocolo.

1. Colheita óssea temporal

  1. Obtenha aprovação do conselho do Conselho de Revisão Institucional Local (IRB), revise políticas institucionais para o uso de material humano e infeccioso e obtenha consentimento para doação de tecidos antes de utilizar esse protocolo.
  2. Coloque equipamentos de proteção individual (EPI) adequados antes de trabalhar com tecido de doadores de ossos temporais covid-19 positivos. Certifique-se de que o EPI consiste em um respirador N-95 e um escudo facial (ou, alternativamente, um sistema de purificação de ar de pressão positiva), vestido e dois pares de luvas. Revise técnicas para doar e doffing adequadamente EPI antes de iniciar este protocolo10.
  3. Colher tecido ósseo temporal dentro de 12-24 h da morte do doador. Se o corpo não estiver refrigerado, certifique-se de que a colheita ocorra dentro de 8h após a morte.
    1. Colher ossos temporais durante a autópsia usando o método de quatro incisões, bloco por osteotome7.
      1. Após a craniotomia, remova o cérebro e divida os nervos cranianos para o canal auditivo interno bruscamente.
      2. Faça a primeira incisão óssea com o osteotome paralelo e apenas medial à porção escânica do osso temporal.
      3. Realize a segunda incisão óssea paralela à primeira na borda medial do osso temporal.
      4. Em seguida, faça a terceira incisão 3-4 cm anterior e paralela à crista petros.
      5. Faça a quarta incisão aproximadamente paralela à terceira, 2 cm posterior à crista petros.
        NOTA: Certifique-se de que todas as incisões se estendem através da base do crânio.
      6. Em seguida, remova o osso temporal usando dissecção afiada para liberar o acessório do tecido mole ao longo da borda inferior da amostra. Se o embalsamamento for realizado após a colheita óssea temporal, amarre o toco da artéria carótida.

2. Fixação tecidual, decalcificação e secção

  1. Coloque imediatamente o tecido em 200-300 mL de formalina tamponada de 10% (formaldeído) para que o tecido fique totalmente submerso. Deixe o tecido em formaldeído por um mínimo de 72 h em temperatura ambiente, mudando as soluções diariamente. Armazene o tecido em um recipiente com ar apertado e realize alterações de solução sob um capô de fumaça enquanto usa EPI apropriado para evitar a propagação do vírus.
    NOTA: Após o período de fixação de 72h, as amostras não precisam mais ser consideradas infecciosas.
  2. Use uma microsserra de precisão com lâminas de diamante duplo para cortar cada espécime em três seções "grossas" para permitir uma decalcificação mais rápida do tecido. Coloque as lâminas de diamante duplo a uma distância de 5 mm, de modo que a seção central do osso temporal seja de 5 mm de espessura. Certifique-se de que as seções de tecido em cada extremidade têm 3-5 mm de espessura.
  3. Coloque as seções grossas em 200-300 mL de 23% c/w solução de decalcificante de ácido formômico por 7-10 dias à temperatura ambiente, até que o tecido esteja macio o suficiente para a incorporação de parafina. Mude as soluções diariamente. Verifique se há decalcificação adequada do tecido, palpando a amostra, que deve ficar macia.
    NOTA: A descalcificação também pode ser verificada por raio-x.
  4. Enxágüe os espécimes em água da torneira corrente por 24 horas, colocando-os em um grande béquer sob uma torneira em funcionamento.
  5. Desidratar o tecido em uma série de álcoois de concentração crescente7. Submergir o tecido em 100-200 mL de 70% de etanol por 1,5 h, seguido por três lavagens em 95% e 100% etanol para 1,5 h cada, respectivamente. Em seguida, lave o tecido 3 x 1,5 h em Xileno.
  6. Incorpore as seções grossas em parafina, com quatro tratamentos de 45 min cada.
  7. Use um criotome para cortar seções finas (10 μm). Posicione o tecido para que o tecido seja cortado no plano axial. Corte seções mais grossas (20 μm) se desejar.

3. Imunohistoquímica e imagem

  1. Se a tradicional coloração de hematoxilina e eosina for desejada (não descrita aqui), realize a coloração antes de montar as seções em lâminasde vidro 7.
  2. Monte as seções em lâminas de vidro carregadas positivamente.
  3. Asse os slides em uma placa quente a 60 °C por 20 minutos.
  4. Coloque os slides em um suporte e submerse-os em uma solução comercial de pré-tratamento contendo um solvente orgânico (diethanolamina neste caso) e etanol para desparafinar, reidratar e desmascarar o tecido.
    NOTA: Este passo é necessário para alcançar resultados satisfatórios com a imunohistoquímica para tecido fixo de formalina e parafina.
  5. Aqueça os slides em uma panela de pressão em alta pressão por 20 minutos.
  6. Coloque os slides em uma câmara umidificada e bloqueie o tecido com uma solução de bloqueio comercial.
  7. Teste as seções teciduais com o anticorpo primário contra enzima conversor de angiotensina 2 (ACE2; 1:50), transmembrana protease serina 2 (TMPRSS2, 1:1.000) e furin protease (1:250).
    NOTA: Os anticorpos ACE2, TMPRSS2 e Furin são usados porque acredita-se que essas proteínas desempenham um papel na infectividade SARS-CoV-211,12, e este protocolo procurou investigar os possíveis mecanismos pelos quais o SARS-CoV-2 pode infectar o ouvido médio13.
  8. Tratar com anticorpo secundário anti-coelho conjugado hrp (ACE2, Furin; diluição 1:100) ou anti-cabra (TMPRSS2, diluição de 1:100) anticorpo secundário.
  9. Contratente os slides com 70% de hematoxilina na água.
  10. Adquira imagens em um microscópio leve com uma câmera digital montada. Obtenha imagens da mucosa do ouvido médio e do tubo eustáquio a 20x e 10x de ampliação, respectivamente.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A hematoxilina e a coloração de eosina da mucosa do ouvido médio e do tubo eustáquio mostraram preservação da mucosa do ouvido médio e do tecido médio submucosal após o processamento (Figura 1). Imagens imunohistoquímicas mostraram expressão das proteínas ACE2, TMPRSS2 e Furin dentro da mucosa do ouvido médio e do tubo eustáquio (Figura 1). A presença dessas proteínas dentro do ouvido médio fornece uma possível rota pela qual o SARS-CoV-2 pode infectar o epitéli...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

A pesquisa óssea temporal humana é fundamental para estudar a patologia do ouvido interno e médio, mas continua sendo um esforço intensivo de tempo e recursos. Este artigo descreve uma técnica que usa uma microsserra de diamante para gerar seções ósseas temporais espessas que podem ser rapidamente descalcificadas antes de se separarem para que o tempo da colheita de tecidos para o estudo possa ser reduzido de 9-10 meses para 10-14 dias. Essa técnica pode reduzir os recursos necessários para o processamento ósseo temporal...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm conflitos de interesse para declarar.

Agradecimentos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Agradecemos a Mohamed Lehar por sua ajuda com este projeto. Este trabalho foi parcialmente apoiado pelos Institutos Nacionais de Saúde (T32DC0000027, NSA).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Anticorpo anti-ACE-2 (diluição aplicada 1:50)Novus BiologicalsSN0754
Anticorpo anti-furina (diluição 1:250)AbcamEPR 14674
Anticorpo anti-TMPRSS2 (diluição 1:1.000)Novus BiologicalsNBP1-20984
BX43 Microscópio de sistema manualOlympus Life Science Solutions
CBN/Diamond Hybrid Wafering BladePace TechnologiesWB-007GP
Collin Mallet - 8''Surgical MartSM1517
DS-Fi3 MicroscópioCâmera Nikon
Dual Endogenous Enzyme Block (solução de bloqueio comercial)DakoS2003
Eaosin StainSigma-Aldrich548-24-3
Solução de formalina, neutra tamponado 10%Sigma-AldrichHT501128
Formical-4 Descalcificante (solução descalcificante de ácido fórmico)StatLab1214-1 GAL
Hematoxilina StainSigma-AldrichH9627
Anticorpo secundário anti-coelho conjugado com HRP (diluição 1:100)Leica BiosystemsPV6119
ImmPRESS HRP Kit de detecção de igG anti-cabra para cavalos, peroxidase (1:100 diluição)Vector LaboratoriesMP-7405
Lambotte OsteotomeSurgical MartSM1553
Metalográfico PICO 155P Serra de precisãoPace TechnologiesPICO 155Pmicrosserra
NIS Elements Software Versão 4.6Nikon
Paraplast PlusSigma-AldrichP3683parafina
Lâminas de microscópio carregadas positivas com extremidade fosca brancaWalter Products1140B15
Thermo Shandon Crytome FSE Cryostat MicrotomeNew Life Scientific Inc.A78900104criotômio
Triologia Solução de pré-tratamento (solução de pré-tratamento comercial)Sigma-Aldrich920P-05
XilenoSigma-Aldrich920P-05

Referências

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Nogueira, J. F., et al. A brief history of otorhinolaryngology: Otology, laryngology and rhinology. Brazilian Journal of Otorhinolaryngology. 73 (5), 693-703 (2007).
  2. Pappas, D. G. Otology through the ages. Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 114 (2), 173-196 (1996).
  3. Schuknecht, H. F. Otopathology: The past, present, and future. Auris Nasus Larynx. 23, 43-45 (1996).
  4. Monsanto, R. D. C., Pauna, H. F., Paparella, M. M., Cureoglu, S. Otopathology in the United States: History, current situation, and future perspectives. Otology & Neurotology. 39 (9), 1210-1214 (2018).
  5. Crowe, S. J., Guild, S. R., Polvogt, L. M. Observations on the pathology of high-tone deafness. Journal of Nervous and Mental Disease. 80, 480(1934).
  6. Andresen, N. S., et al. Insights into presbycusis from the first temporal bone laboratory within the United States. Otology & Neurotology. 43 (3), 400-408 (2022).
  7. Schuknecht, H. Pathology of the Ear. , Lea and Febiger. Philadelphia, PA. (1993).
  8. Chole, R. A. Labs in crisis: Protecting the science--and art--of otopathology. Otology & Neurotology. 31 (4), 554-556 (2010).
  9. Nager, G. T. Pathology of the Ear and Temporal Bone. , Williams and Wilkins. Baltimore, MD. (1993).
  10. COVID-19 Personal Protective Equipment (PPE). , Available from: https://www.cdc.gov/niosh/emres/2019_ncov_ppe.html (2022).
  11. Essalmani, R., et al. Distinctive roles of Furin and TMPRSS2 in SARS-CoV-2 infectivity. Journal of Virology. 96 (8), 0012822(2022).
  12. Ueha, R., Kondo, K., Kagoya, R., Shichino, S., Yamasoba, T. ACE2, TMPRSS2, and Furin expression in the nose and olfactory bulb in mice and humans. Rhinology. 59 (1), 105-109 (2021).
  13. Frazier, K. M., Hooper, J. E., Mostafa, H. H., Stewart, C. M. SARS-CoV-2 virus isolated from the mastoid and middle ear: Implications for COVID-19 precautions during ear surgery. JAMA Otolaryngology - Head & Neck Surgery. 146 (10), 964-966 (2020).
  14. Cunningham, C. D., Schulte, B. A., Bianchi, L. M., Weber, P. C., Schmiedt, B. N. Microwave decalcification of human temporal bones. Laryngoscope. 111 (2), 278-282 (2001).
  15. Stephenson, R., et al. Immunohistochemical location of Na+, K+-ATPase α1 subunit in the human inner ear. Hearing Research. 400, 108113(2021).
  16. McCall, A. A., et al. Extralabyrinthine manifestations of DFNA9. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 12 (2), 141-149 (2011).
  17. Wu, P. Z., O'Malley, J. T., de Gruttola, V., Liberman, M. C. Age-related hearing loss is dominated by damage to inner ear sensory cells, not the cellular battery that powers them. The Journal of Neuroscience. 40 (33), 6357-6366 (2020).
  18. Miller, M. E., Lopez, I. A., Linthicum, F. H., Ishiyama, A. Connexin 26 immunohistochemistry in temporal bones with cochlear otosclerosis. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 127 (8), 536-542 (2018).
  19. Lopez, I. A., et al. Immunohistochemical techniques for the human inner ear. Histochemistry and Cell Biology. 146 (4), 367-387 (2016).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Patologia da COVID 19Descalcifica o R pidaPesquisa em OtopatologiaImuno histoqu micaMicrosserra de Precis oInclus o de TecidosColora o por Hematoxilina e EosinaProte na ACE2

Artigos relacionados