Artigo de método

Modelo de queimadura de rato para estudar queimadura térmica cutânea de espessura total e infecção

6.9K vistas

⸱

DOI:

10.3791/64345

⸱

23 de agosto de 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UNC Eshelman School of Pharmacy, University of North Carolina at Chapel Hill, 2Department of Biochemistry & Pharmacology, School of Biomedical Sciences, Faculty of Medicine, Dentistry and Health Sciences, The University of Melbourne, 3Department of Microbiology & Immunology, University of North Carolina School of Medicine, 4Department of Surgery, University of North Carolina at Chapel Hill, 5Curriculum in Toxicology and Environmental Medicine, University of North Carolina at Chapel Hill, 6Department of Microbiology, Monash Biomedicine Discovery Institute, Monash University

Neste artigo

Resumo

Um modelo que imite o cenário clínico de lesão por queimadura e infecção é necessário para promover a pesquisa de queimaduras. O presente protocolo demonstra um modelo de infecção por queimadura de rato simples e reprodutível, comparável ao de humanos. Isso facilita o estudo de queimaduras e infecções após a queimadura para o desenvolvimento de novos tratamentos tópicos com antibióticos.

Resumo

As metodologias de indução de queimaduras são descritas de forma inconsistente em modelos de ratos. Um modelo uniforme de queimadura, que represente o cenário clínico, é necessário para a realização de pesquisas de queimaduras reprodutíveis. O presente protocolo descreve um método simples e reprodutível para criar queimaduras de espessura total de ~20% da área total do corpo (TBSA) em ratos. Aqui, uma haste de cobrede 22,89 cm 2 (5,4 cm de diâmetro) aquecida a 97 °C em banho-maria foi aplicada na superfície da pele do rato para induzir a lesão por queimadura. Uma haste de cobre com uma alta condutividade térmica foi capaz de dissipar o calor mais profundamente no tecido da pele para criar uma queimadura de espessura total. A análise histológica mostra epiderme atenuada com dano coagulativo na extensão de toda a espessura da derme e do tecido subcutâneo. Além disso, esse modelo é representativo das situações clínicas observadas em pacientes queimados hospitalizados após lesão por queimadura, como desregulação imunológica e infecções bacterianas. O modelo pode recapitular a infecção bacteriana sistêmica por bactérias Gram-positivas e Gram-negativas. Em conclusão, este artigo apresenta um modelo de queimadura de rato robusto e de fácil aprendizado que imita as situações clínicas, incluindo desregulação imunológica e infecções bacterianas, o que é de considerável utilidade para o desenvolvimento de novos antibióticos tópicos para queimaduras e infecções.

Introdução

As queimaduras estão entre as formas mais devastadoras de trauma, com taxas de mortalidade chegando a 12%, mesmo em centros especializados em queimados 1,2,3. De acordo com relatórios publicados recentemente, ~ 486.000 pacientes queimados requerem cuidados médicos anualmente nos Estados Unidos, com quase 3.500 mortes 1,2,3,4,5,6. A lesão por queimadura impõe um grande desafio para o sistema imunológico dos pacientes e cria uma ferida aberta significativa, que é lenta para cicatrizar, deixando-os suscetíveis à colonização cutânea, pulmonar e sistêmica com bactérias nosocomiais e oportunistas. A desregulação imunológica combinada com a infecção bacteriana está associada ao aumento da morbidade e mortalidade em pacientes queimados7.

Um modelo de queimadura e infecção animal é essencial para estudar a patogênese de infecções bacterianas após danos à pele e imunossupressão associados ao trauma de queimadura. Tais modelos permitem o desenho e avaliação de novos métodos para o tratamento de infecções bacterianas em pacientes queimados. Ratos e humanos compartilham características fisiológicas e patológicas da pele semelhantes que foram previamente documentadas8. Além disso, os ratos são menores em tamanho, tornando-os mais fáceis de manusear, mais acessíveis e mais fáceis de adquirir e manter do que os modelos animais maiores.

Essas características fazem dos ratos um animal modelo ideal para o estudo de queimaduras e infecções9. Infelizmente, a técnica de indução de queimaduras é inconsistente e, muitas vezes, minimamente descrita 10,11,12,13,14. O presente protocolo foi projetado para desenvolver um procedimento simples, econômico e reprodutível para criar uma lesão por queimadura consistente de espessura total em um modelo de rato que simula o cenário clínico e pode ser usado para avaliar a imunossupressão e a infecção bacteriana.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade da Carolina do Norte e foram conduzidos de acordo com suas diretrizes estabelecidas. Ratos Sprague Dawley machos e fêmeas (250-300 g) com idades entre 7-9 semanas de idade foram utilizados para os experimentos. Todos os animais foram alojados em um ciclo claro-escuro de 12 h:12 h, com livre acesso a alimentos e água ad libitum. Sempre trabalhe com seu veterinário institucional sobre um plano analgésico antes do início do estudo.

1. Preparando ratos para a queimadura

  1. Prepare os animais para a queimadura 24 h antes da queimadura.
  2. Anestesiar o rato com isoflurano a 5% em oxigênio a 100% em uma câmara de indução por 5 min (vazão: 2 L/min) até que a respiração diminua.
  3. Uma vez que o rato esteja profundamente anestesiado (sem resposta à beliscão do dedo do pé em todos os membros), mova o rato para uma almofada de aquecimento em posição prona e reduza o isoflurano para 1,5% em oxigênio para manutenção através de um cone nasal.
  4. Para evitar a secagem da córnea após a anestesia e durante o procedimento, aplique lubrificante ocular nas córneas de ambos os olhos usando um aplicador com ponta de algodão.
  5. Raspe a área dorsal do rato usando um cortador elétrico (veja a Tabela de Materiais) e remova o máximo de pelos possível em um grande retângulo das omoplatas até a base da cauda (Figura 2A).
  6. Limpe a área raspada com um tecido embebido em solução salina para limpar os pelos soltos. Aplique loção de depilação na área raspada usando um aplicador com ponta de algodão e deixe-o por ~ 3 min.
    NOTA: A aplicação da loção de depilação referenciada por mais de 3 minutos induzirá erupções vermelhas na pele.
  7. Limpe a área com uma esponja de gaze molhada duas vezes para remover a loção e evitar a irritação da pele.
  8. Desligue o isoflurano, remova o cone do nariz e coloque o rato na gaiola de recuperação.
    NOTA: Coloque uma almofada de aquecimento na gaiola de recuperação.
  9. Transfira o animal recuperado para uma gaiola de alojamento limpa para o procedimento de queimadura do dia seguinte (pode levar ~ 10-15 minutos para o rato se recuperar da anestesia).

2. Induzindo a lesão por queimadura em ratos

  1. No dia da queimadura, ajuste a temperatura do banho-maria para 97 °C e coloque as quatro hastes de cobre (420 g cada; Figura 1) no banho-maria 1 h antes do experimento de queimadura para deixar as hastes aquecerem uniformemente.
    NOTA: As hastes devem ser imersas na água. Verifique a precisão do visor de temperatura digital usando um termômetro antes do experimento.
  2. Anestesiar o rato, tal como mencionado na secção 1.
  3. Quando o rato não responder à beliscão do dedo do pé em todos os membros, coloque-o em uma almofada de aquecimento em decúbito ventral com isoflurano a 1,5% em oxigênio para manutenção (Figura 2A).
  4. Injetar morfina (20 mg/kg de peso corporal) por via intraperitoneal (i.p.) para o tratamento da dor6.
  5. Verifique a temperatura da água no banho-maria. Configure o temporizador e coloque as luvas resistentes ao calor.
  6. Retire uma haste de cobre aquecida do banho-maria e toque-a na área do dorso do rato por 7 s para induzir a queimadura.
    NOTA: Mantenha uma distância mínima (10-15 cm) entre o banho-maria e o animal para minimizar a perda de calor e não exerça pressão sobre as hastes enquanto induz a queimadura (ou seja, o contato deve ser mantido pela gravidade).
  7. Aplicar quatro queimaduras, usando uma haste por local de queimadura, uma imediatamente após a outra para produzir uma queimadura de contato total de aproximadamente 20% de TBSA (Figura 2B).
  8. Após a queimadura, ressuscitar o animal por injeção i.p. de solução de Ringer lactato (0,1 mL/g de peso corporal).
    NOTA: Use uma solução de campainha de lactato ajustada à temperatura corporal para ressuscitar os ratos.
  9. Desligue o isoflurano, remova o cone do nariz e coloque o rato no tapete de calor para recuperação.

3. Preparação de inóculo bacteriano e infecção

  1. Estice a amostra congelada de Pseudomonas aeruginosa PAO1 e Staphylococcus aureus ATCC25923 em placas de ágar Muller Hinton (MHA), 2 dias antes do experimento de queimadura.
  2. No dia seguinte, selecione uma única colônia de bactérias cultivadas da placa e, usando um laço de inoculação, raspe-a levemente da placa. Em seguida, coloque-o no tubo de cultura para inocular 10 mL de caldo de Muller Hinton (MHB) e cultive durante a noite a 37 °C em um agitador de incubadora.
  3. No dia da queimadura e infecção, centrifugar a cultura a 4.000 × g por 5 min. Lave o pellet com solução salina normal (solução de NaCl a 0,9%).
  4. Ressuspeite o pellet bacteriano em solução salina e dilua até 0,1 OD 600nm (densidade óptica a600 nm). Diluir o inóculo bacteriano tomando 200 μL desta suspensão bacteriana e misturando-o com 800 μL de solução salina para obter o inóculo bacteriano desejado de 2 × 107 UFC/mL.
  5. Injetar 50 μL de inóculo de P. aeruginosa ou S. aureupreparado na etapa anterior (dose de infecção 1 × 106 UFC) no rato anestesiado 15 min após a queimadura, usando uma agulha 29 G por via subcutânea o mais próximo possível da ferida queimada.
  6. Depois de infectar a ferida de queimadura, coloque o rato na almofada de aquecimento para recuperação. Uma vez que o animal se recupere (~ 15-20 min), abrigue-o em uma gaiola limpa.
    NOTA: Após a lesão por queimadura, abrigue um rato por gaiola. Use pellets de alimentos molhados com água para facilitar a mastigação e coloque-os no chão da gaiola para facilitar o acesso.
  7. Encha os frascos de água na gaiola com água com espinhos de morfina (0,4 mg/mL) para o controle da dor.
    NOTA: A morfina oral espelha a situação clínica com pacientes com queimaduras humanas. Este estudo utilizou morfina oral para manter esses experimentos comparáveis a pacientes com queimaduras humanas após consulta com a equipe veterinária em várias ocasiões. Os registros de consumo e peso foram mantidos durante todo o experimento. Use o mesmo sistema de beber durante todos os procedimentos. Outros analgésicos, como a buprenorfina, podem ser administrados por via subcutânea/intraperitoneal, de acordo com as diretrizes institucionais de cuidados com os animais.
  8. Preencha a lista de verificação de monitoramento e monitore os animais de perto quanto a angústia ou doença durante toda a duração do experimento.

4. Avaliação da lesão por queimadura

  1. Avalie a lesão por queimadura cutânea morfologicamente em termos de cor e margem imediatamente após a lesão por queimadura.
  2. Coloração da pele queimada com hematoxilina e eosina (H & E) para visualizar a estrutura da ferida queimada e o gap epitelial15 (ver etapa 5.6 para o processamento da amostra).

5. Pós-processamento de amostras de ratos e enumeração bacteriana

  1. Eutanasiar o rato às 24, 48 e 72 h após a queimadura com uma overdose de anestesia.
  2. Retire amostras de sangue dos ratos através de punção cardíaca e colete-as em um mini tubo de coleta.
    1. Analise hemogramas completos das amostras de sangue para determinar o efeito da indução de queimaduras no sistema imunológico do hospedeiro.
  3. Colha pele, tecido subcutâneo, músculo, pulmão e baço no momento da eutanásia.
    NOTA: Mantenha uma parte (~ 1 cm × 1 cm; pesando ~ 200-300 mg) da pele para coloração H & E e outra parte para enumeração bacteriana.
  4. Colete os tecidos em um tubo de coleta de 10 mL e coloque-os em solução salina normal no gelo para enumeração bacteriana.
  5. Normalizar o peso do tecido com solução salina normal e homogeneizar as amostras usando um homogeneizador de tecido (consulte a Tabela de Materiais).
    1. Diluir serialmente os homogeneizados teciduais em solução salina normal.
    2. Placa de 100 μL de homogeneizado não diluído e todas as diluições de cada amostra de tecido em placas de ágar cetrimida para amostras colhidas de ratos infectados com P. aeruginosa.
      NOTA: Utilizar placas de ágar manitol para chapear amostras colhidas de ratos infectados com S. aureus.
    3. Incubar as placas a 37 °C numa incubadora durante 16-18 h.
    4. No dia seguinte, conte as colônias bacterianas nas placas, multiplique pela razão de diluição para obter a contagem de UFC/mL e normalize com o peso do tecido para calcular o tecido UFC/g.
    5. Empregar software de análise de dados para plotar as contagens bacterianas em diferentes órgãos nos diferentes pontos de tempo de amostragem.
  6. Realize a coloração H&E da pele queimada para visualizar a estrutura da ferida e a lacuna epitelial.
    1. Usando tesoura e pinça dentada, corte um remendo de pele de 1 cm x 1 cm da área queimada e mergulhe-o em um fixador (formalina tamponada 10% neutra, NBF) por 48 h à temperatura ambiente.
      NOTA: Gire o recipiente para garantir que todos os tecidos estejam completamente imersos no fixador, com o volume do fixador 30x o volume do tecido.
    2. Desidratar o tecido cutâneo com etanol a 70% (v/v) por 72 h à temperatura ambiente.
    3. Processe as amostras desidratadas em blocos de parafina para cortar as seções e corar com H&E15.
    4. Fotografe digitalmente os slides manchados em um scanner de slides (consulte a Tabela de Materiais) usando uma objetiva de 40x.
    5. Analise a imagem digitalizada usando software (consulte o Arquivo Suplementar 1 para processamento da imagem para análise; consulte a Tabela de Materiais).
    6. Examine todos os campos da seção da pele corada para avaliar a condição da epiderme, derme, tecido subcutâneo e músculo esquelético.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

O protocolo aqui apresentado é altamente reprodutível e resultou em uma lesão por queimadura de terceiro grau, de espessura total, em ratos. A ferida da queimadura aparece branca cerosa após a indução da queimadura (Figura 2B). A cor da lesão por queimadura mudou de branca para marrom ao longo de 72 h pós-queimadura (Figura 2B-E).

A análise histológica confirmou queimadura de espessura total (profundi...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Vários modelos de queimaduras têm sido apresentados para estudar a fisiopatologia da lesão por queimadura 8,12,16,17. No presente estudo, empregamos um modelo de rato para desenvolver um protocolo simples e reprodutível para induzir uma queimadura de espessura total seguida de infecção bacteriana para simular um trauma de queimadura infectado em pacientes. A escolha do rato como modelo animal p...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a divulgar.

Agradecimentos

Os autores agradecem à Divisão de Medicina Comparada da Universidade da Carolina do Norte pelo fornecimento e cuidado dos animais. Agradecemos a Lauren Ralph e Mia Evangelista no Núcleo de Serviços de Patologia pela assistência técnica especializada com Histopatologia / Patologia Digital, incluindo seccionamento de tecidos e imagens. Esta pesquisa foi apoiada por uma bolsa de pesquisa do Departamento de Defesa (número do Prêmio W81XWH-20-1-0500, GR e TV).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Seringa de 1 mLBD, EUA309597Usada para injetar o analgésico
1,7 mL MicrotuboOlympus, EUA24-282Usada para transportar morfina
10% NBFVWR, EUA16004-115Usada para fixar a peça de pele para coloração Seringa de
30 mLBD, EUA302832Usada para injetar a solução de ringer de lactato
70% álcool etílicoFischer Scientific, EUABP28184
Aperio AT2 Digital Pathology  Scanner de lâminas com software ImageScopeAperio, Technologies Inc., Vista, CA, EUAn/aDigitalização de H & Lâminas e análises
Placas de ágar CetrimideBD, EUA285420Placas de mídia seletiva para crescimento de Pseudomonas aeruginosa
Hastes de cobren/an/aUsado para induzir queimaduras
Aplicadores com ponta de algodãoOMEGA Suprimento cirúrgico, EUA4225-IMCUsado para aplicar pomada para os olhos
Barbeador elétricoOster, EUAGolden A5Usado para remover os pelos laterais dorsais
Lubrificante para os olhosDechra, UKn/aO agente umectante para os olhos proporciona conforto duradouro e evita a secura dos olhos
Almofadas preenchidas com penugemMedline, EUAMSC281225Usado no procedimento de queimadura
FórcepsF.S.T.11027-12Usado para segurar a peça de pele
Esponjas de gazeOasis, USAPK412Usado para limpar o creme nair aplicado do lado dorsal 
Luvas resistentes ao calorn/an/aUsado para segurar as hastes de cobre aquecidas
Analisador de hematologiaIDEXX laboratories, EUAProCyte Dx
Câmara de induçãoKent Scientific, EUAvetFlo-0730Usado para anestesiar os animais
Seringa de insulinaBD, EUA329461
IsofluranoPivetal, EUANDC46066-755-04Usado para anestesiar ratos para induzir uma perda de consciência
Vaporizador de isofluranon/an/a
Solução de ringer com lactatoicumedical, EUANDC0990-7953-09Usado para ressuscitar os ratos
espalhador em forma de LFischer Scientific, EUA14-665-230
Mannitol AgarBD, EUA211407Placas de mídia seletiva para Staphylococcus aureus growth
Tubos minicoletores (K2EDTA)greiner bio-one, EUA450480Usado para coletar o sangue
MorfinaMallinckrodt, Reino UnidoNDC0406-8003-30Esta analgesia foi usada para induzir a incapacidade de sentir dor por queimadura
Caldo Muller HintonBD, EUA275730
Muller Hinton II AgarBD, EUA211438
Loção de depilação NairNair, EUAn/aUsado para remover os pelos residuais no lado dorsal
Agulha 23 GBD, EUAUsado para injetar a solução de ringer de lactato
Solução salina normaln/an/a
EspectrofotômetroThermoScientific, EUAGenesys 30
Ratos Sprague-Dawley, machos e fêmeasCharles River Labsn / a7-9 semanas de idade para indução
de queimaduras Tesoura cirúrgicaFST14501-14Usado para cortar o pedaço de pele desejado
Tubos de coleta de tecidoGlobe Scientific220101236
Homogeneizador de tecidosKinematica, Inc, EUAPOLYTRON PT2100Usado para homogeneizar as amostras de tecido
Banho-mariaFischer Scientific, EUAn/aUsado para induzir a queimadura
Almofada de aquecimento ponderadaComfytemp, EUAn/aUsado durante o procedimento para manter o corpo do rato aquecido
305193

Referências

  1. Peck, M., Molnar, J., Swart, D. A global plan for burn prevention and care. Bulletin of the World Health Organization. 87, 802-803 (2009).
  2. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2011 fact sheet. Chicago: American Burn Association. , (2011).
  3. Miller, S. F., et al. National burn repository 2007 report: a synopsis of the 2007 call for data. Journal of Burn Care & Research. 29 (6), 862-870 (2008).
  4. Kruger, E., Kowal, S., Bilir, S. P., Han, E., Foster, K. Relationship between patient characteristics and number of procedures as well as length of stay for patients surviving severe burn injuries: analysis of the American Burn Association National Burn Repository. Journal of Burn Care & Research. 41 (5), 1037-1044 (2020).
  5. American Burn Association. Burn incidence and treatment in the United States: 2016. Burn Incidence Fact Sheet. Chicago: American Burn Association. , (2016).
  6. Willis, M. L., et al. Plasma extracellular vesicles released after severe burn injury modulate macrophage phenotype and function. Journal of Leukocyte Biology. 111 (1), 33-49 (2022).
  7. Kartchner, L. B., et al. One-hit wonder: late after burn injury, granulocytes can clear one bacterial infection but cannot control a subsequent infection. Burns. 45 (3), 627-640 (2019).
  8. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. Animal models in burn research. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  9. Cai, E. Z., et al. Creation of consistent burn wounds: a rat model. Archives of Plastic Surgery. 41 (4), 317(2014).
  10. Pessolato, A. G. T., dos Santos Martins, D., Ambrósio, C. E., Mançanares, C. A. F., de Carvalho, A. F. Propolis and amnion reepithelialise second-degree burns in rats. Burns. 37 (7), 1192-1201 (2011).
  11. Gurung, S., Škalko-Basnet, N. Wound healing properties of Carica papaya latex: in vivo evaluation in mice burn model. Journal of Ethnopharmacology. 121 (2), 338-341 (2009).
  12. Eloy, R., Cornillac, A. Wound healing of burns in rats treated with a new amino acid copolymer membrane. Burns. 18 (5), 405-411 (1992).
  13. Upadhyay, N., et al. Safety and healing efficacy of Sea buckthorn (Hippophae rhamnoides L.) seed oil on burn wounds in rats. Food and Chemical Toxicology. 47 (6), 1146-1153 (2009).
  14. El-Kased, R. F., Amer, R. I., Attia, D., Elmazar, M. M. Honey-based hydrogel: In vitro and comparative In vivo evaluation for burn wound healing. Scientific Reports. 7 (1), 1-11 (2017).
  15. Fan, G. -Y., et al. Severe burn injury in a swine model for clinical dressing assessment. Journal of Visualized Experiments. (141), e57942(2018).
  16. Davenport, L., Dobson, G., Letson, H. A new model for standardising and treating thermal injury in the rat. MethodsX. 6, 2021-2027 (2019).
  17. Kaufman, T., Lusthaus, S., Sagher, U., Wexler, M. Deep partial skin thickness burns: a reproducible animal model to study burn wound healing. Burns. 16 (1), 13-16 (1990).
  18. Casal, D., et al. Blood supply to the integument of the abdomen of the rat: a surgical perspective. Plastic and Reconstructive Surgery Global Open. 5 (9), (2017).
  19. Casal, D., et al. A model of free tissue transfer: the rat epigastric free flap. Journal of Visualized Experiments. (119), e55281(2017).
  20. Naldaiz-Gastesi, N., Bahri, O. A., Lopez de Munain, A., McCullagh, K. J., Izeta, A. The panniculus carnosus muscle: an evolutionary enigma at the intersection of distinct research fields. Journal of Anatomy. 233 (3), 275-288 (2018).
  21. Weber, B., et al. Modeling trauma in rats: similarities to humans and potential pitfalls to consider. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 1-19 (2019).
  22. Nguyen, J. Q. M., et al. Spatial frequency domain imaging of burn wounds in a preclinical model of graded burn severity. Journal of Biomedical Optics. 18 (6), 066010(2013).
  23. Sobral, C., Gragnani, A., Morgan, J., Ferreira, L. Inhibition of proliferation of Pseudomonas aeruginosa by KGF in an experimental burn model using human cultured keratinocytes. Burns. 33 (5), 613-620 (2007).
  24. Olivera, F., Bevilacqua, L., Anaruma, C., Boldrini Sde, C., Liberti, E. Morphological changes in distant muscle fibers following thermal injury i n Wistar rats. Acta Cirurgica Brasileira. 25, 525-528 (2010).
  25. Davies, J. W. Physiological Responses to Burning Injury. , Academic Press. (1982).
  26. Neely, C. J., et al. Flagellin treatment prevents increased susceptibility to systemic bacterial infection after injury by inhibiting anti-inflammatory IL-10+ IL-12-neutrophil polarization. PloS One. 9 (1), e85623(2014).
  27. Dunn, J. L., et al. Direct detection of blood nitric oxide reveals a burn-dependent decrease of nitric oxide in response to Pseudomonas aeruginosa infection. Burns. 42 (7), 1522-1527 (2016).
  28. Gouma, E., et al. A simple procedure for estimation of total body surface area and determination of a new value of Meeh's constant in rats. Laboratory Animals. 46 (1), 40-45 (2012).
  29. Dawson, N. The surface-area/body-weight relationship in mice. Australian Journal of Biological Sciences. 20 (3), 687-690 (1967).
  30. Moins-Teisserenc, H., et al. Severe altered immune status after burn injury is associated with bacterial infection and septic shock. Frontiers in Immunology. 12, 529(2021).
  31. Robins, E. V. Immunosuppression of the burned patient. Critical Care Nursing Clinics. 1 (4), 767-774 (1989).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Queimadura de Espessura TotalInfec o de Ferida por QueimaduraM todo de Indu o de QueimaduraInfec o BacterianaCicatriza o de FeridasPseudomonas AeruginosaStaphylococcus AureusTeste de Antibi tico T picoAn lise Histol gica

Artigos relacionados