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Artigo de método

Modelo de Bypass Duodeno-Ileal de Anastomose Única com Gastrectomia Vertical em Camundongos

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DOI:

10.3791/64610

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10 de fevereiro de 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CHU Nantes, CNRS, INSERM, l'institut du thorax, Nantes Université, 2Chirurgie Cancérologique, Digestive et Endocrinienne, Institut des Maladies de l'Appareil Digestif, Hôtel Dieu, CHU Nantes

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

A derivação duodeno-ileal de anastomose única (SADI-S) é um procedimento bariátrico emergente com importantes efeitos metabólicos. Neste artigo, apresentamos um modelo confiável e reprodutível de SADI-S em camundongos.

Resumo

A obesidade é um importante problema de saúde em todo o mundo. Como resposta, as cirurgias bariátricas surgiram para tratar a obesidade e suas comorbidades relacionadas (por exemplo, diabetes mellitus, dislipidemia, esteato-hepatite não alcoólica, eventos cardiovasculares e cânceres) por meio de mecanismos restritivos e disabsortivos. A compreensão dos mecanismos pelos quais esses procedimentos permitem tais melhorias muitas vezes requer sua transposição para os animais, especialmente em camundongos, devido à facilidade de geração de animais geneticamente modificados. Recentemente, o bypass duodeno-ileal com gastrectomia vertical (SADI-S) de anastomose única surgiu como um procedimento que utiliza efeitos restritivos e disabsortivos, o que vem sendo utilizado como alternativa ao bypass gástrico em caso de obesidade maior. Até o momento, esse procedimento tem sido associado a fortes melhoras metabólicas, o que tem levado a um aumento acentuado de sua utilização na prática clínica diária. No entanto, os mecanismos subjacentes a esses efeitos metabólicos têm sido pouco estudados como resultado da falta de modelos animais. Neste artigo, apresentamos um modelo confiável e reprodutível de SADI-S em camundongos, com foco especial no manejo perioperatório. A descrição e o uso deste novo modelo de roedor serão úteis para a comunidade científica compreender melhor as alterações moleculares, metabólicas e estruturais induzidas pelo SADI-S e definir melhor as indicações cirúrgicas para a prática clínica.

Introdução

A obesidade é uma situação emergente e endêmica com prevalência crescente, afetando aproximadamente 1 em cada 20 adultos nomundo1. A cirurgia bariátrica tornou-se a opção de tratamento mais efetiva para os adultos acometidos nos últimos anos, melhorando tanto a perda de peso quanto os distúrbios metabólicos2,3, com resultados variáveis dependendo do tipo de procedimento cirúrgico utilizado.

Existem dois mecanismos principais que estão implicados nos efeitos dos procedimentos bariátricos: a restrição que visa aumentar a saciedade (como na gastrectomia vertical (SG) onde 80% do estômago é removido) e a má absorção. Dentre os procedimentos que implicam tanto restrição quanto má absorção, a derivação duodenoileal com gastrectomia vertical (SADI-S) tem sido proposta como alternativa ao bypass gástrico em Y-de-Roux (BGYR), no qual se observa reganho de peso em aproximadamente 20% dospacientes4,5. Nessa técnica, a gastrectomia vertical é associada a um rearranjo do intestino delgado, dividindo-o em um membro comum biliar e um membro comum curto (um terço do comprimento total do intestino delgado) (Figura 1A). Tecnicamente, o SADI-S tem a vantagem sobre o BGYR de necessitar apenas de uma anastomose, reduzindo o tempo de operação em aproximadamente 30%. Além disso, esse método preserva o piloro, o que ajuda a reduzir o risco de úlcera péptica e limita o extravasamento anastomótico. O SADI-S também está associado a uma alta taxa de melhora metabólica, favorecendo fortemente seu uso nos últimos anos 6,7.

Uma vez que os efeitos metabólicos têm se tornado cada vez mais fundamentais para os procedimentos bariátricos, a elucidação de seus mecanismos parece crucial. Portanto, o uso de modelos animais para procedimentos bariátricos é de extrema importância para melhor compreensão de seus efeitos metabólicos e das vias celulares e molecularesenvolvidas8. Esses modelos contribuíram, por exemplo, para o melhor entendimento da mudança na ingestão alimentar após GS ou BGYR em ambiente controlado9 e para o estudo dos fluxos de glicose ou colesterol através da barreira intestinal10,11; Estas informações raramente estão disponíveis em estudos clínicos. Esse conhecimento poderia ajudar a definir suas ótimas indicações cirúrgicas. Descrevemos anteriormente modelos de camundongos SG e BGYR12. Entretanto, apesar de seus resultados promissores na prática clínica, o SADI-S só foi desenvolvido e descrito em ratos13,14,15. No entanto, dada a sua maleabilidade genética, o modelo em camundongos tem sido útil no passado para estudar os vários efeitos metabólicos de tais procedimentos16,17,18, e um modelo de camundongo SADI-S poderia ser útil para avaliar os efeitos do SADI-S, apesar da dificuldade técnica.

Neste artigo, descrevemos a adaptação do procedimento SADI-S em camundongos (Figura 1B) de forma reprodutível. Especial atenção é dada à descrição dos cuidados perioperatórios.

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Protocolo

Este protocolo foi aprovado pelo comité de ética local francês para a experimentação animal (Comité d'éthique en expérimentation animale; referência CEEA-PdL n 06).

1. Preparo pré-operatório

  1. Adicione alimentos da dieta em gel à dieta normal 3 dias antes da cirurgia. Jejuar os ratos 6 h antes da cirurgia.
  2. Induzir anestesia com isoflurano a 5% (1 L/min) em câmara dedicada com oxigênio (1 L/min). Injetar nos camundongos por via subcutânea buprenorfina (0,1 mg/kg), amoxicilina (15 mg/kg), metoclopramida (1 mg/kg), meloxicam (1 mg/kg) e ferro (0,5 mg/kg).
  3. Faça a barba das primeiras 2/3 partes do abdômen do camundongo a partir do processo xifoide usando uma navalha elétrica. Desinfete o abdómen do rato em duas etapas utilizando uma solução de polividona de iodo .
  4. Coloque o mouse em decúbito dorsal em uma almofada térmica dedicada coberta com uma almofada inferior limpa. Manter a anestesia com um cone nasal com isoflurano a 2%-2,5% (0,4 L/min) com oxigênio (0,4 L/min). Use um teste de pinça dos dedos dos pés para confirmar a profundidade da anestesia.
  5. Cubra o mouse em um filme plástico esterilizado. Para aplicar a hiperextensão no abdômen do camundongo, fixe a pata inferior e use uma seringa de 1 mL ou equivalente colocada atrás das costas do mouse. Corte uma abertura em uma compressa estéril com o tamanho da futura incisão e use-a como campo operatório para cobrir o mouse. A instalação geral é mostrada na Figura 2A.
  6. Antes da cirurgia, use máscara facial, touca e luvas esterilizadas. Utilizar instrumental esterilizado para a cirurgia.

2. O protocolo SADI-S

  1. Laparotomia mediana
    1. Sob microscópio binocular (aumento de 8x), realizar laparotomia mediana com tesoura ou bisturi, abrindo a pele abdominal do processo xifoide até o meio do abdome. Certifique-se de que o processo xifoide e a camada musculoaponeurótica estejam visíveis (Figura 2B).
      OBS: Administrar bupivacaína (3 mg/kg) por via subcutânea no sítio cirúrgico 5 minutos antes de incisão na pele.
    2. Abra a parede abdominal ao longo da linha alba com tesoura entre os músculos abdominais. Cuidado para não entrar na cavidade torácica (Figura 2C).
  2. Exclusão duodenal
    1. Mobilize suavemente o duodeno da cavidade abdominal usando um cotonete umedecido para ver seus lados anterior e posterior. Localizar o ducto biliar principal, imediatamente visível ao microscópio binocular na face posterior do omento menor e duodeno (Figura 3A, setas pretas).
    2. Proximalmente do ducto biliar principal, visualizar-se uma área entre as artérias duodenais sob o microscópio binocular (Figura 3A,B, círculos pontilhados azuis). Penetrar nesta área utilizando micropinças curvas de um lado ao outro do duodeno e realizar uma ligadura duodenal entre as artérias com sutura inabsorvível 6-0 (Figura 3C-E). Tenha cuidado para não ligar os ramos das artérias duodenais.
  3. Gastrectomia vertical
    1. Mobilize o estômago da cavidade abdominal usando um cotonete umedecido e uma pinça não traumática. Separe o estômago dos órgãos circundantes usando microtesouras: separe o omento maior, corte as artérias gástricas curtas (ramo da artéria esplênica) entre o estômago e o baço, e o lipoma ligando o estômago à parte inferior do esôfago (Figura 4A,B).
    2. Com microtesoura, realizar gastrotomia de 5 mm abrindo o fundo de olho e retirar o resíduo de alimento com um cotonete (Figura 4C, seta). Enxaguar o local da gastrotomia com soro fisiológico estéril (37 °C) para evitar a contaminação do conteúdo gástrico removido.
    3. Aplicar clipes cirúrgicos (tamanho médio, 5,6 mm) ao longo da grande curvatura do estômago para excluir aproximadamente 80% do estômago. Dois clipes são suficientes. Remova o estômago excluído cortando-o com microtesoura (Figura 4D-G).
    4. Ancorar os clipes cirúrgicos para verificar a impermeabilidade realizando uma sutura contínua (8-0) do início ao fim da ressecção do estômago (Figura 4H).
  4. Anastomose duodenofileal
    1. Ao microscópio binocular, visualiza-se a última alça ileal, situada imediatamente antes do ceco (Figura 5A). Mobilize suavemente o intestino delgado fora da cavidade abdominal a partir da última alça ileal. Disponha o intestino delgado, conforme mostrado na Figura 5B, de modo que a última alça ileal esteja localizada no lado esquerdo. Com um cordão de sutura de tamanho prévio, medir 10 cm (aproximadamente 1/3 do comprimento total do intestino delgado) da última alça ileal; este será o local da futura anastomose.
    2. A fim de garantir que o futuro membro biliar chegue ao local da anastomose pelo seu lado esquerdo, faça uma grande alça do intestino delgado ao redor do local da futura anastomose. Com microtesoura, realizar enterotomia de 4 mm abrindo-se o intestino delgado neste ponto (Figura 5C-E). Enxaguar o local da enterotomia com soro fisiológico estéril (37 °C) para evitar contaminação.
    3. Realizar enterotomia de 4 mm na parte excluída do duodeno, imediatamente após o piloro, entre o estômago e a ligadura realizada no passo 2.2.2 (Figura 5F). Coloque uma compressa de colágeno hemostático absorvível de 5 mm x 5 mm para favorecer a homeostase.
    4. Usando um 8-0 não absorvível sutura, realizar anastomose duodeno-ileal látero-lateral. Inicia-se pela anastomose lateral posterior, seguida da anastomose lateral anterior (Figura 5G-I).
  5. Fechamento abdominal
    1. Mostrar o intestino delgado na cavidade abdominal para que o membro biliar venha para a anastomose do lado superior-esquerdo do abdome e o membro comum caia para a parte inferior do abdômen.
      NOTA: Lavar o abdome três vezes com aproximadamente 5 mL de solução salina 0,9% estéril (37 °C). Em seguida, sucção do líquido do abdômen para remover o líquido gastrointestinal residual e alimentos digeridos para evitar infecção bacteriana e subsequente inflamação abdominal.
    2. Reidratar o rato com 500 μL de solução salina a 37 °C, aplicando-a directamente na cavidade abdominal utilizando uma seringa de 1 ml.
    3. Fechar a camada musculoaponeurótica com uma única sutura contínua inabsorvível 6-0. Fechar a pele abdominal com pontos separados inabsorvíveis 6-0 (Figura 5J,K).

3. Cuidados gerais pós-operatórios

  1. Depois de parar o isoflurano, deixe o rato acordar na almofada térmica sob 0,4 L/min O2 insuflado com a máscara nasal. Quando estiver totalmente acordado, o que pode ser garantido pela recuperação motora completa, coloque o rato sozinho numa gaiola numa incubadora a 30 °C. Deixe o rato na incubadora a 30 °C durante 5 dias (sem condição específica para gás ou humidade).
    NOTA: A gaiola deve ser aquecida previamente.
  2. Permitir livre acesso à água imediatamente após a cirurgia. Adicionar suplementos vitamínicos, incluindo vitaminas B1, B9, B12 e vitaminas lipossolúveis (A, D, E, K), à água (800 mg/180 mL de água) até o final do protocolo.
  3. Manter a analgesia por injeção subcutânea de buprenorfina (0,1 mg/kg) duas vezes ao dia do dia 1 ao dia 3, uma vez ao dia após até o dia 5. Continuar as injeções subcutâneas de amoxicilina (15 mg/kg), meloxicam (1 mg/kg) e metoclopramida (1 mg/kg) uma vez ao dia até o dia 3. Administrar injeções subcutâneas de ferro (0,5 mg/kg) uma vez ao dia até o final do protocolo.

4. Medidas gerais e eutanásia

  1. Pesar os ratos todos os dias até ao 5º dia de pós-operatório. Em seguida, pese no dia 7 e, em seguida, semanalmente.
  2. Para medir a ingestão diária de alimentos, coloque um rato por gaiola. Coloque um peso conhecido de uma dieta sólida e meça o peso da dieta sólida restante após 24 h. Meça a ingestão de alimentos nos dias 3, 4, 5, 7 e depois semanalmente.
  3. Eutanásia dos camundongos por luxação cervical sob anestesia geral (isoflurano a 5% (1 L/min) com oxigênio (1 L/min)) com injeção subcutânea de buprenorfina (0,1 mg/kg) após incisão cardíaca no átrio esquerdo para coleta de sangue (500 a 600 μL de sangue).
  4. Medir a concentração de hemoglobina no sangue usando um analisador hematológico automático que requer 20 μL de sangue.

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Resultados

Curva de aprendizado
A curva de aprendizado desse modelo é exibida na Figura 6. Observa-se diminuição progressiva do tempo operatório, atingindo aproximadamente 60 min de cirurgia após 4 semanas de treinamento intensivo (Figura 6A). A sobrevida pós-operatória em 5 dias também melhorou com o tempo, chegando a 77% durante a prática regular (Figura 6B). As causas mais frequentes de mortalidade foram fístula anastomó...

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Discussão

As cirurgias bariátricas, cujas técnicas estão em constante evolução, parecem ser atualmente o tratamento mais efetivo para a obesidade e comorbidades metabólicas associadas3,19,20. O procedimento SADI-S, descrito pela primeira vez em 20074, é um procedimento promissor associado a maiores efeitos metabólicos do que outras cirurgias disabsortivas. Modelos animais, particularmente camundongos que permitem a...

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Divulgações

Claire Blanchard foi paga pela Medtronic para fornecer cursos de imersões clínicas.

Agradecimentos

Agradecemos à Ethicon (tecnologias cirúrgicas Johnson e Johnson) pela gentileza de fornecer o cordão de sutura e os clipes cirúrgicos. Este trabalho foi apoiado por bolsas do NExT Talent Project, Université de Nantes, CHU de Nantes.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Agulha Agagani 26 GTerumo050101BAgulha 26 G
Betadine dermique de Povidona 3300931499787Pharma-gdd
Esfoliante BetadinePharma-gdd  3400931499787Solução de povidona
Microscópio binocularOptika Microscopes ItáliaSZN-9Estereomicroscópio binocular
BuprecareAnimalcare3760087151244Buprenorfina
Castroviejo, reta 9 cmF.S.T12060-02Micro tesoura
Castroviejo, reta 9 cmF.S.T12060-02 Porta-agulha
Cloro de sódio Fresenius 0,9%Fresenius Kabi BE182743NaCl 0,9%
ClamoxylMed'vet5414736007496Amoxicilina
CotonetesComed2510805Cotonetes
de algodão Element HT5ScilvetElement HT5Analisador hematológico automatizado
EmepridCEVA3411111914365Metoclopramid
Pinça Graefe Extra Fina, curva (largura da ponta: 0,5 mm)F.S.T11152-10Pinça Cirúrgica
Extra Fina Graefe Pinça, reta (largura da ponta: 0,5 mm)Fórceps CirúrgicaF.S.T11150-10
FercobsangVetopriceQB03AE04Ferro, multivitaminas e minerais 
ForaneBaxter1001936060Isoflurano
Graefe fórceps, reta (largura da ponta: 0,8 mm)F.S.T11050-10Fórceps
Graphpad Prism versão 8.0GraphPad Software, Inc.Versão 8.0Software para análise estatística
Almofada térmicaInovação IntellibioA-2101-00300Incubadora de almofadas térmicas
Bioconcept TechnologiesIncubadora fabricada sob demanda 
IluminaçãoOptika Microscopes ItáliaCL-30Iluminação para microscopia
OcrygelMed'vet3700454505621Carboptol 980 NF
Pangen 2,5 cm x 3,5 cmUrgovetA02978Compressa de colágeno hemostático
Prolene 6/0B.Braun3097915Optilene 6/0 (0,7 métrico) 75 cm 2XDR13 CV2 RCP, cordão de sutura
Prolene 8/0Ethicon87322 x BV175-6 MP, 3/8 Círculo, 8 mm,  cordão de sutura
TesouraF.S.T146168-09Tesoura cirúrgica
Compressas estéreis Laboartoire Sylamed211S05-50não tecida estéril comprimida
Terumo50828Seringa de 1 mL
Clipe hemostático de titânioPé ters SurgicalB2180-1Clipe cirúrgico
Vannas WolffF.S.T15009-08Micro tesoura
Vita RongeurVirbac3597133087611Suplementação vitamínica
Vitaltec inoxidávelPé ters SurgicalPB 220-EB MédioAplicador de clipe cirúrgico
Solução Seringa Terumo

Referências

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