Artigo de método

Um procedimento para criossecção do gânglio da raiz dorsal de camundongos

8.3K vistas

⸱

DOI:

10.3791/65232

⸱

9 de junho de 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco, 3Department of Anesthesiology, Sun Yat-Sen University, 4University of Washington

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Apresentamos aqui o desenvolvimento para a aquisição consistente de cortes criostato de gânglio da raiz dorsal de alta qualidade.

Resumo

Cortes de criostato de alta qualidade do gânglio da raiz dorsal de camundongos (DRG) são cruciais para a coloração imunoquímica adequada e estudos de RNAscope na pesquisa de dor inflamatória e neuropática, coceira, bem como outras condições neurológicas periféricas. No entanto, continua sendo um desafio obter consistentemente seções de criostato de alta qualidade, intactas e planas em lâminas de vidro devido ao tamanho minúsculo da amostra do tecido DRG. Até o momento, não há nenhum artigo descrevendo um protocolo ideal para criossecção DRG. Este protocolo apresenta um método passo-a-passo para resolver as dificuldades frequentemente encontradas associadas à criossecção DRG. O artigo apresentado explica como remover o líquido circundante das amostras de tecido DRG, colocar as seções DRG na lâmina voltadas para a mesma orientação e achatar as seções na lâmina de vidro sem se curvar. Embora este protocolo tenha sido desenvolvido para a criossecção de amostras DRG, ele pode ser aplicado para a criossecção de muitos outros tecidos com um pequeno tamanho amostral.

Introdução

O gânglio da raiz dorsal (DRG) contém os neurônios sensoriais primários, os macrófagos teciduais e as células satélites que circundam os neurônios sensoriais primários 1,2,3,4. É uma estrutura anatômica chave no processamento de sinais inócuos e nocivos, e desempenha papéis críticos na dor, prurido e vários distúrbios dos nervos periféricos 5,6,7,8,9,10,11,12,13. Embora vários métodos tenham sido desenvolvidos para dissecar o tecido DRG da medula espinhal de camundongos14,15,16, a criossecção do tecido DRG permanece desafiadora, pois o tecido DRG é muito pequeno, e cortes criostato de amostras DRG tendem a curvar-se em rolos, dificultando a transferência adequada das seções de criostato para lâminas de vidro. Entretanto, a criossecção adequada do tecido DRG é crucial para estudos imunohistoquímicos e para a estrutura dos neurônios sensoriais DRG 17,18,19,20,21,22,23. Além disso, como os resultados do sequenciamento de RNA de célula única revelaram a notável heterogeneidade dos neurônios sensoriais DRG em humanos24 e camundongos25, a criossecção adequada do tecido DRG é crítica para investigar o papel funcional de diferentes células DRG em várias condições fisiológicas e patológicas.

Embora a técnica de limpeza de tecido tenha sido aplicada para investigar a reconstrução 3D do DRG26 como uma técnica alternativa de criossecção do DRG, a técnica de limpeza de tecido é demorada e trabalhosa. Em comparação, a criossecção do DRG é rápida e relativamente fácil de ser realizada, sendo, portanto, uma técnica chave para estudos imunohistoquímicos e estruturais do DRG e de outras regiões do sistema nervoso central. No entanto, a obtenção de seções de criostato de alta qualidade, intactas e planas em lâminas de vidro continua a ser um desafio na pesquisa em neurociência devido ao tamanho minúsculo da amostra de tecidos, como o DRG e certas regiões cerebrais, e não há nenhum artigo descrevendo o protocolo ideal neste momento para criossecção de amostras de tecido de pequeno tamanho, como DRGs de camundongo.

Este protocolo fornece uma técnica fácil e passo a passo para a secção em criostato do DRG do rato para obter de forma fiável o maior número de secções DRG de alta qualidade nas lâminas para estudos DRG subsequentes. Embora especificamente projetada para criossecção de amostras DRG, esta técnica pode potencialmente ser usada para criossecção de vários outros tecidos com um tamanho de amostra pequeno.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Para o presente estudo, os experimentos com animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da UCSF e conduzidos de acordo com o NIH Guide for the Care and Use of Laboratory animals. Camundongos adultos C57BL/6 machos e fêmeas (criados internamente) com 8-12 semanas de idade foram usados aqui.

1. Preparação da amostra DRG

  1. Anestesiar os camundongos com 2,5% de Avertin (ver Tabela de Materiais). Garantir anestesia adequada pela falta de resposta ao estímulo doloroso. Perfundir os animais transcardialmente com solução salina tamponada com fosfato (PBS) 1x seguida de formaldeído a 4%, conforme previamente descrito14,15,16.
  2. Dissecar o tecido DRG da medula espinhal, como descrito anteriormente14,15,16.
  3. Pós-fixar os DRGs dissecados em formol a 4% por 3 h à temperatura ambiente.
  4. Coloque os DRGs em 30% de sacarose em PBS a 4 °C durante a noite.
  5. Preparando a temperatura de corte ótima da base (OCT)
    1. Adicione o composto OCT (ver Tabela de Materiais) para cobrir a superfície superior do bloco de alumínio e congele a -20 °C por 5-10 min (Figura 1A).
    2. Cortar a parte superior do OCT utilizando o criostato (ver Tabela de Materiais) a 30 μm de espessura até que a sua superfície seja plana como o OCT de base (Figura 1B).
    3. Faça uma marcação na parte inferior (posição das seis horas) da OCT base para marcar sua orientação, antes de retirar o bloco de alumínio do criostato (Figura 1C).
    4. Nas etapas seguintes, mantenha a marca na posição das seis horas para manter a mesma orientação, o que pode levar à obtenção de mais seções da amostra DRG.
      NOTA: Se a orientação for perdida e a amostra DRG for cortada em um ângulo diferente, a amostra DRG não poderá ser cortada completamente de cima para baixo, o que deixará algumas amostras deixadas de fora na OCT base e desperdiçadas, pois a OCT base será encontrada ao tentar cortar a amostra DRG (Figura 1C).
  6. Executando a incorporação de DRGs da OCT
    1. Seque o tecido DRG antes de colocá-lo no OCT.
      1. Antes de adicionar o DRG ao bloco, certifique-se de remover a solução de sacarose/PBS a 30% ao redor da amostra.
      2. Secar a amostra de DRG colocando-a em uma placa de Petri seca (Figura 2A) e movendo-a de um local para outro duas ou três vezes com pinças secas (Figura 2B).
      3. Secar a pinça com tecido sem fiapos antes de mover outra amostra de DRG (Figura 2C).
    2. Coloque o DRG seco no OCT base.
      1. Com pinças secas, coloque o DRG seco na OCT base na posição das 12 horas (Figura 1D).
      2. Mantenha pelo menos 5 mm entre a borda superior do DRG e a borda superior do OCT de base.
      3. Colocar a parte dorsal do DRG às 12 horas e a parte ventral às seis horas (Figura 1D).
    3. Incorpore o tecido DRG com OCT.
      1. Adicione mais OCT para cobrir toda a amostra de DRG em uma forma redonda ou oval, com o DRG no centro (Figura 1E).
      2. Certifique-se de que a borda superior da OCT cubra o DRG na borda superior da OCT de base (Figura 1F), pois isso facilita a transferência da seção para a lâmina de vidro (Figura 3A).
        NOTA: Se a OCT da tampa estiver no meio da OCT base, a borda superior da OCT da base bloqueará a lâmina de vidro para coletar a seção (Figura 3B).
      3. Congelar a amostra de OCT e DRG de cobertura a -20 °C por mais 5 min (Figura 1G). Não corte a OCT ao redor da amostra DRG.
      4. Corte a parte superior da OCT da tampa a uma espessura de 30 μm até que o DRG esteja visível.

2. Criosecção do DRG

  1. Altere a espessura da seção de criostato para 12 μm para cortar seções DRG na lâmina (Figura 1H).
  2. Segure a seção OCT na parte inferior com um pequeno pincel resfriado a -20 °C.
    NOTA: É importante não cortar toda a seção completamente, mas deixar 1-3 mm sem cortes (Figura 1I).
  3. Use a extremidade de uma pinça à temperatura ambiente para tocar suavemente o fundo (posição das seis horas) da seção de modo que ela grude na superfície da plataforma (Figura 1J). Isso evita que a seção se curve para trás em um rolo, o que dificulta a coleta da seção no slide.
    NOTA: Quando a parte inferior da seção adere à superfície da plataforma e a parte superior da seção ainda se conecta com a OCT da tampa, a seção está em uma forma plana (Figura 1K), tornando muito mais fácil coletar a seção no slide.
  4. Pegue uma lâmina de vidro carregada (consulte Tabela de Materiais) e coloque lentamente a lâmina sobre a seção. Assim que a seção começar a grudar na lâmina, puxe suavemente a lâmina para trás (Figura 1L).
  5. Siga o mesmo processo para obter mais seções DRG no slide sem sobrepor as seções (Figura 1M). Certifique-se de que uma nova seção DRG não seja colocada sobre a OCT de outra seção DRG (Figura 4), pois essa seção não pode ficar bem na lâmina e pode ser lavada durante o processo de coloração imunoquímica.

3. Coloração de Nissl da seção DRG na lâmina de vidro

  1. Lave as seções por 10 min em PBS mais 0,1% Triton X-10. Em seguida, lave as seções duas vezes com PBS.
  2. Aplicar uma coloração de Nissl 1:300 (ver Tabela de Materiais) na lâmina e incubar durante 20 minutos à temperatura ambiente.
  3. Lave a seção com PBS mais 0,1% Triton X-100. Em seguida, lave as seções duas vezes com PBS por 5 min e, em seguida, por 2 h à temperatura ambiente.
  4. Aplicar 4′,6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) fluoromount-G (ver Tabela de Materiais) para cobrir as secções com uma lamínula.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

O presente estudo coletou cerca de 16 seções DRG contínuas e de alta qualidade de um camundongo L4 DRG. Os cortes obtidos foram sem distorção. A Figura 1 mostra o passo a passo para a criossecção. A retirada de líquido extra dos cortes teciduais é mostrada na Figura 2. O processo de inclusão dos tecidos pela OCT é destacado na Figura 3. A Figura 4 mostra o posicionamento adequado das seções DRG nas lâmi...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Este protocolo fornece um procedimento passo-a-passo fácil para a secção criostato do DRG do mouse para obter seções DRG de alta qualidade em lâminas de forma confiável. Há quatro etapas críticas neste protocolo. Primeiro, a amostra DRG e a pinça devem estar secas antes de colocar a amostra DRG na OCT base. Qualquer líquido ao redor da amostra DRG formará uma camada de gelo ao seu redor, resultando em seções DRG se separando da OCT e curvando-se. Em segundo lugar, se o bloco de alumínio não tiver uma marca, ou se o OCT b...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
AvertinSigma-AldrichT48402-25GAnestesiar animais
Epredia  Criostato criotómico Criocastéis, 25 mm de diâmetro. Fisherbrand1910Cruzado Segure a seção OCT na parte inferior 
Pinça ErgoFisherbrandS95310Usando a ponta de uma pinça para tocar suavemente o fundo (6 o' relógio) da seção para que ela grude na superfície da plataforma para evitar que a seção se curve para trás em um rolo 
Marca Fisher  Lâminas de Microscópio Superfrost PlusFisherbrand1255015Para coletar a seção DRG 
Canetas de marcaçãoFisherbrand133794  Marcar a orientação da OCT
base Scigen  Composto Tissue-Plus O.C.T.Fisherbrand  23730571Meio de incorporação para amostras de tecido congelado para garantir a temperatura de corte ideal (OCT).

Referências

  1. Guan, Z., et al. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain. Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).
  2. Yu, X., et al. Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain. Nature Communications. 11 (1), 264(2020).
  3. Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain. Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).
  4. Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression. Molecular Brain. 15 (1), 44(2022).
  5. Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice. Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).
  6. Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation. Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).
  7. Chen, X. J., Sun, Y. G. Central circuit mechanisms of itch. Nature Communications. 11 (1), 3052(2020).
  8. Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways. F1000Research. , (2016).
  9. Boadas-Vaello, P., et al. Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets. Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).
  10. Guha, D., Shamji, M. F. The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain. Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).
  11. Shorrock, H. K., et al. UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy. Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).
  12. Sleigh, J. N., et al. Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).
  13. Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model. Scientific Reports. 12 (1), 7600(2022).
  14. Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels. BMC Research Notes. 13 (1), 302(2020).
  15. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9, 82(2016).
  16. Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2 (1), 100333(2021).
  17. Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184(2020).
  18. Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. Common transcriptional signatures of neuropathic pain. Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).
  19. Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception. Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).
  20. Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function. Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).
  21. Neto, E., et al. Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia. PLoS One. 12 (7), e0181612(2017).
  22. Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function. Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).
  23. Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. The structure of sensory afferent compartments in health and disease. Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).
  24. Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons. eLife. 10, e71752(2021).
  25. Usoskin, D., et al. Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing. Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).
  26. Hunt, M. A., et al. DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG. Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497(2022).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou as figuras deste artigo JoVE

Solicitar permissão

Etiquetas

Crioseccionamento de DRGSe es de DRG de CamundongoSeccionamento em CriostatoEmbutimento em OCTPrepara o de L minas de VidroColora o por Imunohistoqu micaEstudos de RNAscopeMicroscopia ConfocalCondi es Neurol gicas Perif ricas

Artigos relacionados