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Artigo de método

Modelo de Infecção por Candida albicans Relacionada a Cateter em Camundongos

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DOI:

10.3791/65307

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22 de março de 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Pharmacy, Health Science Center, Xi’an Jiaotong University, 2Key Laboratory of Livestock Infectious Diseases in Northeast China, Ministry of Education, College of Animal Science and Veterinary Medicine, Shenyang Agricultural University

Neste artigo

Resumo

Estabelecemos um modelo murino de infecção relacionada ao cateter (IRC) associada a C.albicans, no qual o biofilme se forma no cateter, e a interação entre C.albicans e hospedeiro correlaciona-se bem com a IRC clínica. Esse modelo ajuda a selecionar terapias para IRC associada ao biofilme de C.albicans , estabelecendo uma base para a transformação clínica.

Resumo

A infecção relacionada ao cateter (IRC) é uma infecção nosocomial comum causada por candida albicans durante o implante do cateter. Tipicamente, biofilmes são formados na superfície externa do cateter e levam a infecções disseminadas, que são fatais para os pacientes. Não há prevenção e manejo de tratamento efetivos nas clínicas. Portanto, é urgente o estabelecimento de um modelo animal de IRC para a triagem pré-clínica de novas estratégias para sua prevenção e tratamento. Neste estudo, um cateter de polietileno, um cateter médico amplamente utilizado, foi inserido no dorso dos camundongos BALB/c após a depilação. Candida albicans ATCC MYA-2876 (SC5314) expressando proteína fluorescente verde reforçada foi subsequentemente inoculado na superfície da pele ao longo do cateter. Intensa fluorescência foi observada na superfície do cateter sob microscópio fluorescente 3 dias depois. Biofilmes maduros e espessos foram encontrados na superfície do cateter por microscopia eletrônica de varredura. Esses resultados indicaram a adesão, colonização e formação de biofilme de candida albicans na superfície do cateter. A hiperplasia da epiderme e a infiltração de células inflamatórias nos espécimes cutâneos indicaram as alterações histopatológicas da pele associada à IRC. Em resumo, um modelo de CRI de camundongo foi estabelecido com sucesso. Espera-se que esse modelo seja útil na pesquisa e desenvolvimento do manejo terapêutico da IRC associada a candida albicans .

Introdução

Nos últimos anos, com o desenvolvimento e aplicação de materiais biomédicos, infecções relacionadas a implantes vêm emergindo como problemas clínicos difíceis 1,2. Com a ampla aplicação de cateteres médicos em clínicas, o número de infecções e mortes relacionadas é enorme a cada ano 3,4. As vias de infecção comuns de uma infecção relacionada ao cateter (IRC) incluem: (1) patógenos na superfície da pele infiltram-se no corpo e aderem à superfície externa do cateter 5,6,7; (2) patógenos derivados de operações assépticas inadequadas invadem, aderem e colonizam o cateter; (3) patógenos na circulação sanguínea aderem e colonizam no cateter; (4) drogas contaminadas por microrganismos patogênicos.

A Candida é a terceira causa mais comum de IRC 8,9. É muito provável que cause infecção da corrente sanguínea e outras candidíase invasiva com risco de vida depois que biofilmes são formados na superfície do implante. O prognóstico é ruim e a taxa de mortalidade é alta2. Relata-se que biofilmes são formados na superfície do cateter dentro de 2 semanas após a inserção venosa central e no lúmen do cateter algumas semanas depois10,11.

Biofilmes de Candida albicans (C. albicans) formados em cateteres médicos exibem uma rede de dupla camada composta por levedura, estroma e micélio12,13. A formação de biofilmes de C. albicans não é apenas uma chave para a resistência a drogas e evasão imune13, mas também vital para a produção de esporos disseminados, o que leva a uma maior infecção hematogênica 2,12 e resulta em consequências mais graves e até fatais. A IRC associada a C. albicans é uma importante causade infecções fúngicas clínicas da corrente sanguínea7,14, e mais de 40% dos pacientes com infecção por C. albicans no cateter venoso central evoluirão para bacteremia15.

De acordo com a Infectious Disease Society of America, o tratamento recomendado da Candida CRI inclui (1) remoção do cateter infectado; (2) submeter os pacientes a uma terapia antifúngica sistêmica de 14 dias8; (3) reimplante de novo cateter4. No entanto, em aplicações clínicas, os cateteres não podem ser totalmente removidos às vezes. Alguns pacientes só podem ser tratados com antibióticos sistêmicos e terapia antimicrobiana de bloqueio, acompanhados de fortes efeitos colaterais16,17.

Os modelos animais existentes de C. albicans, como o modelo de candidíase orofaríngea, o modelo de candidíase vaginal e o modelo de infecção sistêmica invasiva causada por candidíase18,19, não podem se correlacionar bem com a IRC clínica. Portanto, neste estudo, um modelo de IRC associado a C. albicans em camundongos foi estabelecido. Cateteres de polietileno de uso clínico comum foram utilizados como implantes subcutâneos20,21, e C. albicans foi inoculado na superfície da pele para simular a adesão de C. albicans aos cateteres médicos e a formação de biofilmes.

Esse modelo tem sido utilizado com sucesso em nosso laboratório para rastrear o efeito anti-biofilme de diferentesterapêuticas22. Além disso, devido à detecção de defasagem de C. albicans após infecção por cateter, uma cepa de C. albicans contendo proteína fluorescente verde reforçada (EGFP) foi construída e inoculada em camundongos para facilitar a observação intuitiva das colônias e biofilmes de C. albicans no cateter implantado.

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Protocolo

Os animais experimentais, camundongos BALB/c machos (12-16 g), foram adquiridos no Laboratory Animal Center, Xi'an Jiaotong University Health Science Center. Todos os procedimentos foram aprovados pelo Comitê Institucional de Ética Animal da Universidade Xi'an Jiaotong com o número de licença SCXK (Shaanxi) 2021-103.

1. Preparação do tampão e do equipamento

  1. Transfect cepas de C. albicans com plasmídeo de alta expressão pCaExp.
    1. Compre C. albicans (SC5314) da ATCC. Obter a cepa fluorescente de alta expressãoEGFP 22 transfectando C. albicans com um plasmídeo de alta expressão pCaExp contendo o quadro completo de leitura aberta do gene EGFP (o mapa do plasmídeo é mostrado na Figura 1) e usá-lo para experimentos subsequentes.
  2. Cultura de cepas transfectadas de C. albicans .
    1. Selecionar colônias monoclonais de cepa fluorescente de C. albicans a partir da placa de meio peptona dextrose (YPD) do extrato de levedura e cultura durante a noite (30 °C e 220 rpm) em 5 mL de meio líquido YPD (YPD + 50 μg/mL carbenicilina).
    2. Ressuspender C . albicans em solução salina normal após centrifugação a 400 x g por 5 min no TR.
    3. Ajustar a concentração da suspensão de C. albicans para 1 x 108 células/mL comparando a turbidez ao padrão de McFarland de 0,5.
  3. Preparar os instrumentos cirúrgicos.
    1. Certifique-se de autoclavar todos os instrumentos cirúrgicos (tesoura, pinça, pinça hemostática, porta-agulhas, agulhas de sutura) a 121°C por 30 min. São utilizados cateteres estéreis de polietileno (diâmetro interno: 0,28 mm; diâmetro externo: 0,63 mm).
      OBS: Os cateteres utilizados neste estudo foram esterilizados com gás óxido de etileno e a embalagem foi aberta em mesa ultralimpa exposta aos raios UV por mais de 30 min. Antes do implante em camundongos, os cateteres foram imersos em etanol 75% para evitar contaminação.

2. Estabelecimento de um modelo de CRI de rato

OBS: O procedimento cirúrgico é mostrado na Figura 2.

  1. Aclimatar 30 camundongos BALB/c (12-16 g, machos) em condições específicas livres de patógenos (FPS) com livre acesso a água e alimento e 12 h-12 h alternando ciclo claro e escuro.
  2. Divida aleatoriamente 30 camundongos BALB/c em três grupos (n = 10 camundongos/grupo): (A) grupo controle normal; (B) grupo cateter (cateteres implantados sem C. albicans); (C) Grupo modelo (cateteres implantados com C. albicans).
  3. Anestesiar os camundongos com isoflurano a 1-4% e colocá-los em uma mesa cirúrgica em decúbito ventral. A perda do reflexo de retificação e a ausência de resposta à estimulação dos pododáctilos confirmam o sucesso da anestesia. Remover os cabelos e esterilizar o sítio cirúrgico com três rodadas alternadas de iodóforo ou clorexidina e esfoliação com álcool.
  4. Deixe os ratos no grupo de controle normal sem qualquer tratamento e forneça acesso livre a comida e água.
  5. Para os camundongos dos grupos cateter e modelo, manter a anestesia com isoflurano a 3%. Confirmar a profundidade anestésica adequada pela ausência de resposta ao pinçamento dos dedos e ajustar a concentração de isoflurano conforme necessário.
  6. Para os camundongos do grupo cateter, insira por via intradérmica uma agulha de seringa estéril de 1 mL na área depilada de trás para fazer um furo. Insira um cateter (cerca de 1 cm de comprimento) no orifício depois de remover a agulha da seringa.
  7. Para os camundongos do grupo modelo, pipetar 20 μL de suspensão de C. albicans na área de retrodepilação para simular o comensal de C. albicans na pele.
  8. Após a absorção da solução pela pele, inserir um cateter na área retrodepilada com os mesmos procedimentos descritos no passo 2.5.
  9. Pipetar mais 20 μL de suspensão de C. albicans ao longo do cateter para o tecido para simular C. albicans no meio externo.
  10. Fixar os cateteres com fita adesiva e gaze e retornar os camundongos às gaiolas para alimentação. Ao final do tratamento, injetar meloxicam (4 mg/kg) por via subcutânea como analgesia por três dias consecutivos.
    NOTA: Após a cirurgia, os camundongos foram cuidadosamente alimentados com água e comida. Os camundongos foram monitorados duas vezes ao dia. Os camundongos foram eutanasiados por um método aprovado pela IACUC se apresentassem dificuldades alimentares, perda de peso significativa (10-20%) e hipotermia.

3. Avaliação do modelo CRI

  1. Após 3 dias, anestesiar os camundongos com isoflurano a 3% e sacrificá-los por deslocamento cervical. Coletar os cateteres e amostras de tecido cutâneo da parte de trás dos camundongos.
  2. Observar C. albicans e biofilmes no cateter por microscopia eletrônica de varredura.
    1. Imergir os cateteres em solução de glutaraldeído a 2,5% a 4 °C por 48 horas. Enxaguar os cateteres com PBS estéril três vezes.
    2. Fixar os cateteres com ácido ósmico a 1% por 3 h e enxaguar com PBS estéril três vezes.
    3. Desidratar as células dos cateteres em solução de etanol gradiente com concentrações crescentes (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
    4. Imergir os cateteres em álcool terc-butílico três vezes (30 min cada vez).
    5. Congele rapidamente os cateteres em nitrogênio líquido e liofilize a amostra em um liofilizador de acordo com as instruções do fabricante.
    6. Revestir as amostras do cateter com ouro de 10 nm por deposição de feixe de íons.
    7. Observar a presença de C. albicans e seu biofilme na superfície do cateter de cada grupo em microscópio eletrônico de varredura (em condições de alto vácuo, 1,5 kV) e registrar as imagens em cada grupo.
  3. Observar C. albicans no cateter por microscopia de fluorescência.
    1. Imergir os cateteres em solução de paraformaldeído a 4% para fixação a 4 °C por 48 h.
    2. Observar a presença de C. albicans e seu biofilme na superfície do cateter de cada grupo por meio de um microscópio de fluorescência sob excitação de 484 nm e registrar as imagens em cada grupo.
      NOTA: A ampliação é de 400x. A fluorescência de Candida albicans pode ser observada com excitação a 490 nm e emissão a 510 nm.
  4. Observar C. albicans residindo na pele de camundongos.
    1. Imergir os tecidos cutâneos dorsais de camundongos em solução de paraformaldeído a 4% para fixação a 4 °C por 48 h.
    2. Desidratar os tecidos dorsais da pele em solução de etanol gradiente com concentrações crescentes (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
    3. Incorporar os tecidos cutâneos dorsais desidratados em parafina a 55-60 °C. Preste atenção à temperatura para evitar tecidos quebradiços. Para remover o maior número possível de impurezas, repita este passo três vezes (30 min cada).
    4. Seccionar os tecidos dorsais da pele (espessura = 5 μm) com micrótomo.
    5. Desencenar as seções de parafina mergulhando as lâminas em xileno duas vezes por 20 min.
    6. Reidratar os trechos por eluição com etanol gradiente (etanol absoluto, etanol 90%, etanol 75%, água) por 5 min de cada vez.
    7. Manchar as secções com ácido periódico imergindo a secção na solução de ácido periódico durante 15 minutos antes de lavar com água corrente uma vez e água destilada duas vezes.
    8. Manchar as secções com uma solução corante de divisas (de acordo com as instruções do fabricante) durante 30 minutos no escuro e enxaguar as secções em água corrente durante 5 minutos.
    9. Imergir os cortes em solução de hematoxilina por 3-5 min antes de lavar com água corrente (2-3 min), solução diferenciada (5-10 min) e água corrente, respectivamente.
    10. Imergir as seções em etanol três vezes (5 min cada) e xileno duas vezes (5 min cada) antes de selar a seção com goma neutra.
    11. Observe as imagens do espécime com um microscópio e analise os resíduos de C. albicans na pele de camundongos.
      OBS: A ampliação é de 10x para a ocular e 4x ou 10x para a objetiva.
  5. Observar as alterações histopatológicas nos tecidos cutâneos dorsais.
    1. Imergir os tecidos cutâneos dorsais em solução de paraformaldeído a 4% para fixação a 4 °C durante 48 horas. Desidratar os tecidos dorsais da pele em solução de etanol gradiente com concentrações crescentes (50%, 70%, 80%, 90% e 100%, 15 min/gradiente).
    2. Incorporar os tecidos cutâneos dorsais desidratados em parafina, conforme descrito no passo 3.4.3.
    3. Seccionar os tecidos dorsais da pele (espessura = 5 mm) com micrótomo.
    4. Desencenar as seções de parafina mergulhando as lâminas em xileno duas vezes por 20 min.
    5. Reidratar os trechos por eluição com etanol gradiente (etanol absoluto, etanol 90%, etanol 75%, água) por 5 min de cada vez.
    6. Manchar os cortes com hematoxilina por 4 min antes de enxaguar com água da torneira para remover a cor da boia.
    7. Diferenciar o espécime com solução de etanol de ácido clorídrico a 1% antes de enxaguar as lâminas com água corrente.
    8. Imergir o espécime em etanol 85% e 95% por 5 min e corá-los com solução de eosina por 3 min.
    9. Desidratar o espécime mergulhando-o em etanol gradiente (70%, 90%, 95% e 100%) e xileno por 2 min cada.
    10. Selar o espécime com resina neutra.
    11. Observe as imagens do espécime com um microscópio e analise as alterações patológicas.

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Resultados

A C. albicans e os biofilmes nos cateteres puderam ser observados pela MEV. Como mostrado na Figura 322, a superfície dos cateteres de polietileno do grupo de cateteres era lisa e nenhum microrganismo patogênico aderido foi observado. Entretanto, biofilmes maduros e densos de C. albicans foram visíveis na superfície dos cateteres de polietileno do grupo modelo, indicando que C. albicans foi capaz de colonizar e formar biofilmes na superfície...

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Discussão

A IRC é uma das infecções hospitalares mais comuns na práticaclínica23. Patógenos nos anexos cutâneos, como epiderme, glândulas sebáceas e folículos pilosos, são possíveis causas de IRC23,24. A Candida é o terceiro maior patógeno causador da IRC, sendo a Candida albicans o tipo mais comum de infecção por biofilme25,26. Portanto, nosso objetivo foi construir um mod...

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Divulgações

Os autores declaram não ter interesses financeiros ou relações pessoais concorrentes conhecidos que possam ter influenciado o trabalho relatado neste artigo.

Agradecimentos

Somos gratos pelo apoio financeiro da Fundação de Ciências Naturais da Província de Shaanxi (número de concessão 2021SF-118) e da Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (números de concessão 81973409, 82204631).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
0,5 Mactutrius turbidibrisShanghai Lujing Technology Co., Ltd5106063
solução fixadora de glutaraldeído a 2,5%Xingzhi Biotechnology Co., LtdDF015
4 ° Refrigerador de CElectrolux (China) Co. elétrico, LtdESE6539TA
o ágarBeijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd01-023
Balanças analíticasShimadzuATX124
Autoclaves EsterilizadorSANYOMLS-3750
ButanolTianjin Chemio Reagent Co., Ltd200-889-7
CarbenicilinaMicroscópio óptico vertical AmrescoC0885
Eclipse Ci Nikon NikonEclipse Ts2-FL
GlicoseMacklin 
anel de inoculaçãoThermo Scientific251586
IsofluranoRWD20210103
ParaformaldeídoBeyotime BiotechnologyP0099
Kit de corante PASServicebioG1285
PeptoneBeijing Aoboxing Bio-tech Co., Ltd01-001
Cateter de polietilenoShining Plastic MallPE100
RWD R550 RWDR550
SEMHitachiTM-1000
Incubadora de TemperaturaShanghai Zhichu Instrument Co., LtdZQTY-50N
Gerador de água ultrapuraHeal ForceNW20VF
Máquina de ultrassomDo-ChromDS10260D
XyleneSinopharm  Chemical Reagent Co., Ltd10023428
Extrato de leveduraThermo Scientific  OxóideLP0021B
D823520 Máquina de anestesia multicanal para pequenos animais

Referências

  1. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. microbiology reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  2. Giri, S., Kindo, A. J. A review of Candida species causing blood stream infection. Indian Journal of Medical Microbiology. 30 (3), 270-278 (2012).
  3. Weinstein, R. A., Darouiche, R. O. Device-associated infections: A macroproblem that starts with microadherence. Clinical Infectious Diseases. 33 (9), 1567-1572 (2001).
  4. Mermel, L. A., et al. Guidelines for the management of intravascular catheter-related infections. Clinical Infectious Diseases. 32 (9), 1249-1272 (2001).
  5. Seidler, M., Salvenmoser, S., Müller, F. -M. C. In vitro effects of micafungin against Candida biofilms on polystyrene and central venous catheter sections. International Journal of Antimicrobial Agents. 28 (6), 568-573 (2006).
  6. Chaves, F., et al. Diagnosis and treatment of catheter-related bloodstream infection: Clinical guidelines of the Spanish Society of Infectious Diseases and Clinical Microbiology and (SEIMC) and the Spanish Society of Spanish Society of Intensive and Critical Care Medicine and Coronary Units (SEMICYUC). Medicina Intensiva. 42 (1), 5-36 (2018).
  7. Raad, I. I., Bodey, G. P. Infectious complications of indwelling vascular catheters. Clinical Infectious Diseases. 15 (2), 197-208 (1992).
  8. Paul DiMondi, V., Townsend, M. L., Johnson, M., Durkin, M. Antifungal catheter lock therapy for the management of a persistent Candida albicans bloodstream infection in an adult receiving hemodialysis. Pharmacotherapy. 34 (7), e120-e127 (2014).
  9. Bouza, E., Guinea, J., Guembe, M. The role of antifungals against candida biofilm in catheter-related candidemia. Antibiotics (Basel). 4 (1), 1-17 (2014).
  10. Raad, I., et al. Ultrastructural analysis of indwelling vascular catheters: a quantitative relationship between luminal colonization and duration of placement. The Journal of Infectious Diseases. 168 (2), 400-407 (1993).
  11. Yousif, A., Jamal, M. A., Raad, I. Biofilm-based central line-associated bloodstream infections. Advances in Experimental Medicine and Biology. 830, 157-179 (2015).
  12. Douglas, L. J. Candida biofilms and their role in infection. Trends in Microbiology. 11 (1), 30-36 (2003).
  13. Mack, D., et al. Biofilm formation in medical device-related infection. International Journal of Artificial Organs. 29 (4), 343-359 (2006).
  14. Schinabeck, M. K., et al. Rabbit model of Candida albicans biofilm infection: liposomal amphotericin B antifungal lock therapy. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (5), 1727-1732 (2004).
  15. Anaissie, E. J., Rex, J. H., Uzun, O., Vartivarian, S. Predictors of adverse outcome in cancer patients with candidemia. The American Journal of Medicine. 104 (3), 238-245 (1998).
  16. Fujimoto, K., Takemoto, K. Efficacy of liposomal amphotericin B against four species of Candida biofilms in an experimental mouse model of intravascular catheter infection. Journal of Infection and Chemotherapy. 24 (12), 958-964 (2018).
  17. Shuford, J. A., Rouse, M. S., Piper, K. E., Steckelberg, J. M., Patel, R. Evaluation of caspofungin and amphotericin B deoxycholate against Candida albicans biofilms in an experimental intravascular catheter infection model. The Journal of Infectious Diseases. 194 (5), 710-713 (2006).
  18. Koh, A. Y., Köhler, J. R., Coggshall, K. T., Van Rooijen, N., Pier, G. B. Mucosal damage and neutropenia are required for Candida albicans dissemination. PLoS Pathogens. 4 (2), e35(2008).
  19. Tucey, T. M., et al. Glucose homeostasis is important for immune cell viability during candida challenge and host survival of systemic fungal infection. Cell Metabolism. 27 (5), 988-1006 (2018).
  20. Lawrence, E. L., Turner, I. G. Materials for urinary catheters: a review of their history and development in the UK. Medical Engineering & Physics. 27 (6), 443-453 (2005).
  21. Schumm, K., Lam, T. B. Types of urethral catheters for management of short-term voiding problems in hospitalized adults: a short version Cochrane review. Neurourology and Urodynamics. 27 (8), 738-746 (2008).
  22. Mo, F., et al. Development and evaluation of a film forming system containing myricetin and miconazole nitrate for preventing candida albicans catheter-related infection. Microbial Drug Resistance. 28 (4), 468-483 (2022).
  23. Balikci, E., Yilmaz, B., Tahmasebifar, A., Baran, E. T., Kara, E. Surface modification strategies for hemodialysis catheters to prevent catheter-related infections: A review. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 109 (3), 314-327 (2021).
  24. María, L. T., Alejandro, G. S., María Jesús, P. G. Central venous catheter insertion: Review of recent evidence. Best Practice & Research. Clinical Anaesthesiology. 35 (1), 135-140 (2021).
  25. Kojic, E. M., Darouiche, R. O. Candida infections of medical devices. Clinical Microbiology Reviews. 17 (2), 255-267 (2004).
  26. He, Y., et al. Retrospective analysis of microbial colonization patterns in central venous catheters, 2013-2017. Journal of Healthcare Engineering. 2019, 8632701(2019).
  27. Mo, F., et al. In vitro and in vivo effects of the combination of myricetin and miconazole nitrate incorporated to thermosensitive hydrogels on C. albicans biofilms. Phytomedicine. 71, 153223(2020).
  28. Cantón-Bulnes, M. L., Garnacho-Montero, J. Practical approach to the management of catheter-related bloodstream infection. Revista Espanola de Quimioterapia. 32 Suppl 2 (Suppl 2), 38-41 (2019).
  29. Böhlke, M., Uliano, G., Barcellos, F. C. Hemodialysis catheter-related infection: prophylaxis, diagnosis and treatment. The Journal of Vascular Access. 16 (5), 347-355 (2015).
  30. Fang, X., et al. Effects of different tissue specimen pretreatment methods on microbial culture results in the diagnosis of periprosthetic joint infection. Bone & Joint Research. 10 (2), 96-104 (2021).
  31. Naumenko, Z. S., Silanteva, T. A., Ermakov, A. M., Godovykh, N. V., Klushin, N. M. Challenging diagnostics of biofilm associated periprosthetic infection in immunocompromised patient: A clinical case. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (5), 786-790 (2019).
  32. Cai, Y., et al. Metagenomic next generation sequencing improves diagnosis of prosthetic joint infection by detecting the presence of bacteria in periprosthetic tissues. International Journal of Infectious Diseases. 96, 573-578 (2020).
  33. Samanipour, A., Dashti-Khavidaki, S., Abbasi, M. R., Abdollahi, A. Antibiotic resistance patterns of microorganisms isolated from nephrology and kidney transplant wards of a referral academic hospital. Journal of Research in Pharmacy Practice. 5 (1), 43-51 (2016).
  34. Huang, G., Huang, Q., Wei, Y., Wang, Y., Du, H. Multiple roles and diverse regulation of the Ras/cAMP/protein kinase A pathway in Candida albicans. Molecular Microbiology. 111 (1), 6-16 (2019).
  35. Garlito-Díaz, H., et al. A new antifungal-loaded sol-gel can prevent candida albicans prosthetic joint infection. Antibiotics (Basel). 10 (6), 711(2021).

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