Eficácia do Agulhamento Subcutâneo de Fu na Dor do Nervo Ciático: Alterações Comportamentais e Eletrofisiológicas em Modelo de Lesão por Constrição Crônica em Rato

Resumo

Apresentamos um protocolo para o uso do agulhamento subcutâneo de Fu em um modelo de lesão por constrição crônica para induzir dor no nervo ciático em ratos.

Resumo

O agulhamento subcutâneo de Fu (FSN), uma técnica de acupuntura inventada da medicina tradicional chinesa, é usado em todo o mundo para alívio da dor. No entanto, os mecanismos de ação ainda não são totalmente compreendidos. Durante o tratamento com FSN, a agulha de FSN é inserida e retida nos tecidos subcutâneos por um longo período com um movimento de oscilação. No entanto, os desafios surgem da manutenção de uma postura durante a manipulação de FSN em modelos animais (por exemplo, ratos) para pesquisadores. O tratamento desconfortável pode levar ao medo e resistência às agulhas de FSN, aumentando o risco de lesões e pode até afetar os dados da pesquisa. A anestesia também pode afetar os resultados do estudo. Assim, há necessidade de estratégias na terapia com NFL em animais que minimizem a lesão durante a intervenção. Este estudo emprega um modelo de lesão por constrição crônica em ratos Sprague-Dawley para induzir dor neuropática. Esse modelo replica a dor induzida pela lesão nervosa observada em humanos através da constrição cirúrgica de um nervo periférico, mimetizando a compressão ou aprisionamento visto em condições como síndromes de compressão nervosa e neuropatias periféricas. Introduzimos uma manipulação apropriada para inserir facilmente uma agulha FSN na camada subcutânea do corpo do animal, incluindo inserção e direção da agulha, retenção da agulha e movimento de oscilação. Minimizar o desconforto do rato evita que o rato fique tenso, o que faz com que o músculo se contraia e dificulte a entrada da agulha e melhora a eficiência do estudo.

Introdução

Estima-se que a dor neuropática, definida como dor causada por lesão nervosa, afete 6,9%-10% da população mundial, e a prevalência relatada ao longo da vida é de 49%-70%^1,2. Também é considerada uma das síndromes dolorosas mais difíceis de manejar. O uso de agentes farmacológicos no tratamento da dor neuropática tem obtido sucesso limitado, uma vez que medicamentos para dor comumente prescritos, como anti-inflamatórios não hormonais e opioides, têm mostrado pouca eficácia no alívio desse tipo de dor ^3,4. Há, portanto, uma grande necessidade de explorar novas opções de tratamento, especialmente tratamentos não farmacológicos. A acupuntura, como uma intervenção não farmacológica, potencialmente alivia a dor neuropática exercendo efeitos analgésicos sobre o sistema somatossensorial. Estudos clínicos e pré-clínicos indicaram que a acupuntura é eficaz no alívio dos sintomas de dor neuropática sem efeitos colaterais significativos ^5,6,7. No entanto, o mecanismo central do tratamento com acupuntura para alívio da dor neuropática ainda precisa ser mais investigado.

Nos últimos anos, o agulhamento subcutâneo de Fu (NSF) ganhou popularidade no tratamento de distúrbios neurológicos relacionados à dor⁸. A FSN originou-se da acupuntura tradicional chinesa e foi descrita pela primeira vez pelo médico tradicional chinês Zhonghua Fu em 1996 ^9,10. Embora originária da acupuntura tradicional, a FSN difere significativamente em suas técnicas e teorias da acupuntura baseada em meridianos, dos princípios yin e yang e dos conceitos de pontos de acupuntura. A FSN dá maior ênfase às abordagens neurofisiológicas e anatômicas para tratar efetivamente a dor miofascial¹¹. A terapia com FSN é aplicada na prática clínica para tratar várias desordens musculares dolorosas, visando os tecidos conjuntivos intimamente associados aos músculos, focando particularmente no tratamento de músculos contraídos (MTs)¹². Como terapia complementar para o alívio da dor, também há evidências clínicas de que o NSF é efetivo no tratamento de lesões de tecidos moles, além de proporcionar rápido controle da dor e melhora significativa dos espasmos de partes moles^13,14. A terapia com FSN envolve técnicas específicas adaptadas para abordar os pontos-gatilho miofasciais subjacentes (MTrPs) associados à condição. A posição de inserção da agulha FSN é cuidadosamente escolhida com base na localização desses pontos-gatilho, permitindo o direcionamento preciso das áreas afetadas. Durante o procedimento, a agulha FSN é inserida na camada subcutânea, onde é intencionalmente interrompida para otimizar os efeitos terapêuticos. Emprega-se, então, uma técnica distinta conhecida como movimento de oscilação, que envolve um suave movimento oscilante da agulha para estimular os tecidos e promover as respostas terapêuticas¹⁰. O desenvolvimento das MTrPs está associado à teoria da crise energética, que explica que fatores como sobrecarga muscular crônica, exercício excessivo, posturas inadequadas de esforço, atrofia muscular e degeneração podem contribuir para o aparecimento de isquemia e hipóxia do tecido muscular. Acredita-se que essa deficiência de oxigênio e energia no tecido muscular desempenhe um papel fundamental na formação das MTrPs^15,16. Estudos prévios em animais descobriram que o tratamento com FSN para dor crônica em ratos melhora a estrutura morfológica e a função das mitocôndrias em MTs até certo ponto, validando o potencial da terapia com FSN para promover a recuperação de nervos e músculos lesados¹⁷.

A ciatalgia tem sido classificada como dor neuropática¹⁸. Acredita-se que a origem da dor neuropática esteja em qualquer lugar entre a placa motora terminal e a camada fibrosa externa do músculo, envolvendo o sistema microvascular e neurotransmissores no nível celular. A perda da inervação muscular e a apoptose das células nervosas inervadas ocorrem quando ocorre lesão nervosa¹⁹, levando à marcha relacionada à dor no membro afetado. Além disso, a compressão crônica ou irritação do nervo pode levar a uma variedade de alterações no modo de funcionamento do nervo, o que pode exacerbar ainda mais os sintomas da ciatalgia²⁰. No entanto, a complexidade do sistema nervoso dificulta sua replicação in vitro, sendo necessária a utilização de modelos animais para tais estudos. Na investigação de distúrbios da dor neuropática, organismos modelo são comumente empregados, envolvendo vários métodos de lesão direta do nervo periférico, como ligadura do nervo ciático, transecção ou compressão^21,22. O modelo de lesão por constrição crônica (ICC) em ratos Sprague-Dawley tem sido utilizado para induzir dor neuropática. Esse modelo replica a dor induzida pela lesão nervosa observada em humanos através da constrição cirúrgica de um nervo periférico, mimetizando a compressão ou aprisionamento visto em condições como síndromes de compressão nervosa e neuropatias periféricas.

Neste estudo, avaliamos os efeitos analgésicos da terapia com FSN e da eletroterapia de baixa frequência (estimulador elétrico transcutâneo de nervos, TENS) em ratos com lesão crônica por constrição e dor neuropática. Como a anestesia retarda ou bloqueia os impulsos nervosos e afeta a transmissão sináptica e a função neuronal²³, os animais não podem ser anestesiados sob todos os procedimentos de agulhamento e movimentos de oscilação. Portanto, uma técnica apropriada de agulha é necessária para reduzir o desconforto em ratos. Os passos para o estabelecimento de um modelo de ICC em ratos, a maneira como os ratos foram tratados com movimento de oscilação combinado de FSN sem anestesia, testes de padrão comportamental de animais viáveis e investigações eletrofisiológicas são descritos em detalhes.

Protocolo

Todos os procedimentos envolvendo animais foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) do Chang Bing Show Chwan Memorial Hospital, Changhua, Taiwan (111031) em outubro de 2022 (Figura 1).

1. Preparação dos animais

1. Compre 48 ratos machosSprague-Dawley (SD) (idade: 8-10 semanas, peso: 250-300 g).
2. Ratos domésticos individualmente em gaiolas ventiladas a 24 ± 2 °C e um ciclo escuro e claro de 12 horas.
3. Alimente ratos com uma dieta padrão de pellets com água potável estéril pronta para uso e forneça roupas de cama macias.

2. Agrupamento de animais

1. Divida aleatoriamente 48 ratos SD em seis grupos (n = 8 por grupo): grupo sham, grupo ICC, grupo ICC+NSF, grupo CCI+TENS, grupo FSN isolado e grupo TENS isolado, como no estudo anterior conduzido por Chan et ^al.24.
   NOTA: Os detalhes de seis grupos: (1) Grupo Sham: sem cirurgia e sem tratamento; (2) Grupo ICC: preparado para cirurgia sem tratamento; (3) Grupo de tratamento CCI+FSN: tratamento com FSN após modelagem bem-sucedida de ICC; (4) Grupo de tratamento CCI+TENS: tratamento com TENS após modelagem bem-sucedida da ICC; (5) Grupo de tratamento isolado com NSF: apenas tratamento com NFL sem cirurgia; (6) Grupo tratamento TENS isolado: somente tratamento TENS sem cirurgia.

3. Estabelecimento de um modelo de CCI para ratos

NOTA: O modelo de cirurgia CCI em ratos foi modificado de acordo com Bennett e Xie realizados em 1988²⁵.

1. Certifique-se de que o operador use máscara cirúrgica, touca cirúrgica descartável e luvas estéreis.
2. Desinfetar a superfície da mesa cirúrgica com etanol 70%. Esterilize instrumentos (por exemplo, tesouras, pinças e afastadores), gazes, grampos e cotonetes por autoclavagem.
   NOTA: Técnicas assépticas são utilizadas durante todo o procedimento cirúrgico.
3. Anestesiar os ratos com isoflurano a 4% após preparo padrão da pele (barbear) e manter com isoflurano a 2% (Figura 2A).
   1. Confirmar a profundidade adequada da anestesia observando a falta de resposta após pinçar a pata traseira e monitorando os ratos anestesiados durante todo o procedimento.
   2. Aplique pomada oftálmica veterinária suficiente sobre os olhos para proteção contra a secagem.
4. Coloque o rato em decúbito ventral na mesa de cirurgia e raspe o cabelo do lado da pata traseira direita, depois desinfete a pele com solução de iodopovidona e etanol 75% três vezes. Fornecer suporte térmico durante todo o procedimento e usar campos estéreis para cobrir o local cirúrgico.
   1. Faça uma incisão paralela na pele 3-4 mm abaixo do fêmur de cerca de 20-50 mm.
   2. Priorizar a identificação das posições do glúteo máximo e bíceps femoral. Separe a gordura subcutânea e a fáscia superficial camada por camada com tesoura cirúrgica, cortando o tecido conjuntivo circundante para expor o músculo (Figura 2B).
      OBS: Para distinguir as camadas de gordura subcutânea e fáscia superficial, observe a textura e a cor. A camada de gordura subcutânea deve apresentar-se macia e maleável, com aspecto amarelado ou esbranquiçado. A fáscia superficial é uma fina camada fibrosa situada diretamente abaixo da gordura subcutânea. Diferenciar entre as camadas palpando suavemente ou sondando com um instrumento rombo, observando que a gordura subcutânea oferece maior resistência à pressão em comparação com a fáscia superficial.
5. Usando tesoura romba, corte o tecido conjuntivo entre os músculos glúteo superficial e bíceps femoral.
   1. Aumentar o espaço entre esses dois músculos usando um afastador para expor o nervo ciático (Figura 2C).
      NOTA: Para identificar visualmente o nervo ciático em um rato, concentre-se na região da coxa. Localize o ponto médio da região da coxa para visualizar o nervo ciático. Normalmente, o nervo percorre a face posterior da coxa, iniciando-se na região do quadril e estendendo-se em direção ao joelho.
   2. Sem alterar a morfologia do nervo, escolha o nervo ciático com uma microagulha através de uma boa fonte de luz. Amarrar o nervo ciático duas vezes usando ligaduras intestinais crômicas 3-0, posicionando os pontos de ligadura a aproximadamente 1 mm de distância entre as duas suturas.
   3. Começando com uma alça solta para cada ligadura, segure as extremidades da ligadura perto da alça e aperte até que a alça fique apenas aconchegante, garantindo que a ligadura não escorregue ao longo do nervo. Parar quando se observar leve contração do membro durante a ligadura (Figura 2D).
6. Fechar o músculo e a pele camada por camada com linhas de sutura 4-0. Por fim, desinfetar a ferida com iodo (Figura 2E).
7. Monitorar de perto os sinais vitais dos ratos durante a anestesia e colocá-los em gaiolas de recuperação individuais até que estejam acordados antes de colocá-los de volta em suas gaiolas. Forre as gaiolas com roupa de cama de papel liso para evitar asfixia em animais inconscientes. Uma breve contração no membro pós-operatório indica uma operação bem-sucedida (Figura 2F).
8. Realizar teste de hipersensibilidade à dor várias vezes antes da ICC (basal) e em diferentes momentos após a ICC.
9. Observar dor espontânea e mudanças comportamentais nos dias 1, 3, 5 e 7 após a construção do modelo.
   OBS: Observar a marcha e postura do membro posterior direito e a presença de lambeduras e mordidas no membro.
   1. Identificar a presença de dor neuropática para determinar o estabelecimento bem-sucedido do modelo e excluir ratos malsucedidos.
      NOTA: Avalie o sucesso do modelo observando sinais como fraqueza na marcha dos membros inferiores, dedos do membro direito unidos com valgo leve, penduricalhos frequentes e relutância em aterrissar. Observe o rato em pé com o membro posterior esquerdo suportando o peso, enquanto o membro posterior direito está elevado e próximo ao abdome.

4. Administração da manipulação do FSN

1. Fixar o rato do grupo de tratamento com FSN (incluindo o grupo CCI+FSN e FSN isolado) na contenção do roedor com o membro afetado exposto lateralmente. Fornecer suporte térmico durante todo o procedimento. Ambos os grupos foram tratados com agulhas descartáveis FSN (Figura 3A).
2. Sem anestesia, estender os membros pélvicos do rato de forma gradual e lenta até que sejam esticados com força (Figura 3B).
   NOTA: A cabeça do rato é coberta com um pano cirúrgico para manter o animal calmo e estável. Não estenda demais a perna para causar lesões no rato. Observe atentamente a resposta do rato para quaisquer sinais de angústia ou desconforto. Se o rato mostrar sinais de dor ou desconforto, pare a extensão e providencie uma pausa antes de tentar novamente.
3. Remova a bainha protetora da agulha FSN.
   1. Inserir a ponta da agulha FSN em direção às MTs (músculos com MTrPs), aproximadamente próxima ao músculo glúteo máximo, localizado na parte inferior das costas e atrás.
4. Coloque a agulha FSN plana e entre na pele em um ângulo de aproximadamente 15°.
   1. Empurre-o com cuidado e rapidamente através da pele e para o espaço subcutâneo para evitar o estresse no rato até que esteja totalmente inserido. Certifique-se de que a agulha está inserida o suficiente para enterrar completamente o tubo macio sob a pele.
   2. Ao empurrar para frente, levante levemente a ponta da agulha para observar se a protuberância da pele se move ao longo da ponta da agulha (Figura 3C).
5. Execute o movimento de oscilação agitando suave e suavemente a ponta da agulha FSN com o polegar como ponto de apoio, mantendo o dedo indicador, o dedo médio e o dedo anelar alinhados em linha reta.
   1. Segure a agulha FSN entre o dedo médio e o polegar em uma posição face a face e alterne o movimento para frente e para trás usando os dedos indicador e anular.
   2. Ajuste a frequência para 100 golpes por minuto e execute a operação por aproximadamente 1 min (Figura 3D).
6. Após completar a manipulação, retirar rapidamente a agulha FSN.
   OBS: A operação foi realizada a cada 2 dias, totalizando quatro sessões (dias 1, 3, 5 e 7 após a criação do modelo ICC). As agulhas descartáveis FSN devem ser usadas uma vez. O uso repetido embotará a agulha e causará aumento da dor em ratos.

5. Administração da manipulação da TENS

1. Fixar o rato do grupo de tratamento com TENS (incluindo o grupo CCI+TENS e TENS isoladamente) na contenção do roedor com o membro afetado exposto lateralmente. Fornecer suporte térmico durante todo o procedimento. Certifique-se de que o pelo é raspado antes de ser tratado.
   OBS: Os eletrodos foram cortados em 45 mm (comprimento) por 5 mm (largura) (Figura 4A).
2. Escolha o ponto Zusanli (ST36) e o ponto Sanyinjiao (SP6) como os locais para TENS. Isso se baseia na teoria para o tratamento da dor neuropática^26,27.
   1. Localizar o ponto de Zusanli (ST36) aproximadamente 5 mm lateral ao tubérculo anterior da tíbia entre a tíbia e a fíbula logo abaixo do joelho²⁸.
   2. Localizar o ponto de Sanyinjiao (SP6) na borda posterior da tíbia, 3 mm proximal ao maléolo^medial28.
      OBS: Ambos os pontos de acupuntura estão localizados por inspeção manual conforme descrito por Stux e Pomeranz e no atlas de acupuntura animal^28,29 (Figura 4B).
3. Realizar uma estimulação elétrica de baixa frequência (onda senoidal contínua de 2 Hz, 3 mA) por 10 min usando o dispositivo TENS com o eletrodo aplicado na perna ao redor do nervo. Cubra a cabeça do rato com um pano cirúrgico para mantê-lo calmo e estável.
   NOTA: Este procedimento é realizado a cada 2 dias para um total de quatro sessões (dias 1, 3, 5 e 7 após a criação do modelo CCI).

6. Medidas fisiológicas realizando o teste comportamental animal

NOTA: O índice de função ciática (IFC)³⁰ é um índice amplamente utilizado por pesquisadores que estudam patologia e potencial tratamento de lesões nervosas, determinado comparando-se a geometria da pata traseira afetada em ratos lesados com a da pata contralateral e comparando-a com a pata oposta.

1. Projete passarelas de ratos com plexiglass transparente e espelhos inclinados para capturar as pegadas e a orientação corporal dos ratos durante a caminhada.
   NOTA: A passarela é uma plataforma de 10 cm de comprimento, 50 cm de largura e 15 cm de altura com um forro de papel branco na parte inferior (Figura 5A).
2. Coloque suave e livremente os ratos na caixa e deixe-os se aclimatarem ao novo ambiente por pelo menos 5 minutos antes da gravação.
   OBS: Cuidados especiais são tomados para minimizar o estresse desnecessário no animal para evitar seu possível efeito sobre a tensão muscular postural.
3. Mergulhe as patas do rato em tinta vermelha e permita que o rato caminhe ao longo da faixa da passarela, deixando vestígios no papel de apoio. Registrar pelo menos 2 s de caminhada contínua para cada teste. Fazer o rato caminhar pelo menos 3 vezes em uma direção (Figura 5B).
   NOTA: Aplique tinta vermelha de secagem rápida, atóxica e solúvel em água em ambas as patas traseiras para tornar as pegadas traseiras claramente visíveis.
4. Ao final do experimento, secar as faixas da passarela para medir os parâmetros. Meça suas pegadas com uma régua e arredondar com precisão de 0,5 mm.
   NOTA: Três pegadas claras de cada rato foram selecionadas a partir de várias pegadas, e três parâmetros diferentes foram medidos. Os fatores para o SFI incluem comprimento de impressão (PL), distância do dedo do pé (TS) e spread intermediário do dedo do pé (ITS).
   Os valores do IFC são calculados utilizando a seguinte fórmula³¹:
   
   (EPL, comprimento de impressão experimental; NPL, comprimento de impressão normal; AET, difusão experimental dos dedos; NTS, disseminação normal dos dedos dos pés; TIE, difusão experimental intermediária dos dedos; NIT, espalhamento intermediário do dedo do pé.)
   O IFC = 0 e - 100 indica disfunção normal e completa. Aos ratos que arrastavam os dedos dos pés foi arbitrariamente atribuído um valor de -100. Para a função neurológica normal, o IFC oscila em torno de 0, enquanto em torno de -100 o IFC representa disfunção completa³².

7. Avaliação neurofisiológica por medida eletrofisiológica³³

OBS: A eletromiografia foi utilizada para registrar a atividade eletrofisiológica neste estudo. O potencial de ação muscular composto (PAMC) é causado pela ativação de fibras musculares no músculo alvo suprido pelo nervo. A amplitude e a latência do CMAP são investigadas. A amplitude do CMAP é medida desde o início até o pico negativo. A latência dos PAMC é determinada pela medida do tempo entre a aplicação do estímulo e o início do potencial de ação composto, que é influenciado pela distância entre o local de estimulação e o local de registro. A eletrofisiologia fornece uma avaliação objetiva da função nervosa periférica em ratos.

1. Administrar Zoletil 50 (40 mg/kg, ip) para anestesiar os ratos. Preparar a pele de acordo com os protocolos padrão (barbear).
2. Coloque eletrodos de superfície adesivos descartáveis (20 mm de diâmetro externo) nas áreas designadas. Fixar os eletrodos de registro nas superfícies lateral e dorsal do músculo gastrocnêmio (Figura 6A).
3. Aplicar estimulação elétrica (intensidade 1,2 mA) na haste proximal do nervo ciático direito. Registrar um potencial de ação muscular composto (PAMC) no ventre do músculo gastrocnêmio (Figura 6B).
   NOTA: Tenha cuidado ao inserir os eletrodos para evitar o tecido muscular.
4. Registrar o efeito de três medidas repetidas para cada rato.
   NOTA: O CAMP é expresso como a média ± DP de cada grupo. O sinal foi amplificado por um amplificador, filtrado (0,3-3 kHz). Após a integração (constante de tempo = 0,05 s), tanto o sinal original quanto o sinal integrado são inseridos. O sinal original e o sinal integrado são então digitalizados no sistema PowerLab e armazenados no disco rígido do computador.
5. Após completar os procedimentos eletrofisiológicos, mova o rato para uma gaiola diferente e monitore-o até que ele recupere a consciência suficiente para manter uma posição esternal reclinada. Uma vez que o rato tenha se recuperado totalmente do anestésico, transfira-o de volta para sua gaiola original.

8. Estatísticas:

1. Avaliar diferenças no IFC e CMAPs entre os grupos usando análise de variância (ANOVA) para medidas repetidas.
2. Quantificar os dados por assistentes cegos para as condições experimentais. Expresse os dados como média ± desvio padrão.
3. Comparar os dados, quando apropriado, usando o teste t bicaudal pareado e não pareado de Student. Estabelecer significância estatística como p < 0,05.

Resultados

Pegadas e determinação do SFI
Examinamos o desenvolvimento do IFC nos grupos ICC isoladamente, ICC+FSN e CCI+TENS (Figura 7). Após 4 sessões de tratamentos com FSN e TENS no dia 7 para cirurgia de ICC, o IFC nos grupos ICC+FSN (-15,85 ± 3,46) e CCI+TENS (-29,58 ± 9,19) melhorou significativamente em comparação com o grupo CCI isolado (-87,40 ± 14,22). A melhora foi significativa no grupo ICC+NSF em relação ao grupo ICC+TENS (Figura 7A).

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Discussão

Este estudo observa o efeito do tratamento com FSN na dor neuropática em modelos de ICC de ratos. Este estudo apresenta um protocolo de IFC e testes eletrofisiológicos para avaliar os efeitos terapêuticos após o tratamento com NSF ou TENS. Além disso, ilustra como avaliar a recuperação funcional do nervo lesado por meio de testes comportamentais não invasivos e medidas fisiológicas. Os resultados mostraram que o tratamento com NSF após dor no nervo ciático induzida por ICC apresentou melhora significativamente melhor em ...

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Fórceps	World Precision Instruments	14098
Fu' s agulhamento subcutâneo	Nanjing Paifu Medical Science and Technology Co.		As agulhas FSN são projetadas para uso único. A agulha FSN é composta de três partes: um núcleo de agulha de aço sólido (parte inferior), um tubo de revestimento macio (meio) e uma bainha protetora (parte superior).
Medelec Synergy electromiografia	Oxford Instrument Medical Ltd.	034W003	O eletromiograma (EMG) é usado para ajudar no diagnóstico e tratamento de distúrbios como neuropatias. Contém um sistema portátil de eletromiografia de dois canais/velocidade de condução nervosa.
Solução salina normal (0,9%) 20 mL	Taiwan Biotech Co., Ltd.	4711916010323	Lote: 1TKB2022
POLYSORB 4-0 VIOLET 30" CV-25	ESTADOS UNIDOS CIRÚRGICO, UMA DIVISÃO DA TYCO HEALTHC	GL-181
Retractor	COOPERSURGICAL, INC.(USA)	3311-8G
Rompun	Elanco Animal Health Korea Co. Ltd.	27668
TESOURA CVD 90MM	BBRUAN	XG-LBB-BC101R
Estimulação Elétrica Transcutânea do Nervo	Well-Life Healthcare Co.	Número do modelo 2205A	Unidade digital que oferece TENS. Fornecido completo com eletrodos de paciente, eletrodos autoadesivos, 3 pilhas AAA e instruções em uma bolsa de transporte macia. Intervalo ON tempo 1– 30 s. Intervalo de tempo desligado 1– 30 s.
Zoletil	VIRRBAC	8V8HA