Transformação de raízes pilosas de soja para análise da função gênica

A soja (Glycine max) está entre as culturas mais valiosas na agricultura. Possui milhares de usos comerciais e industriais, como alimentos, ração animal, óleo e como fonte de matéria-prima para a fabricação¹. Sua capacidade de formar uma relação simbiótica com microrganismos fixadores de nitrogênio do solo, nomeadamente rizóbios, eleva ainda mais a importância do estudo da genética da^soja2. Por exemplo, o ajuste fino das propriedades de fixação de nitrogênio em raízes de soja pode levar à redução das emissões de carbono e reduzir significativamente as necessidades de fertilizantes nitrogenados³. Assim, o entendimento da genética que controla aspectos da biologia radicular da soja, em particular, tem amplas aplicações na agricultura e na indústria. Considerando esses benefícios, é importante ter um protocolo confiável para analisar a função dos genes da soja.

Agrobacterium tumefaciens é talvez a ferramenta mais comumente usada para transformação genética de plantas, pois tem a capacidade de integrar DNA DE TRANSFERÊNCIA (T-DNA) no genoma nuclear de muitas espécies vegetais. Quando a Agrobacterium infecta uma planta, ela transfere o plasmídeo indutor de tumor (Ti) para o cromossomo hospedeiro, levando à formação de um tumor no local da infecção. A transformação mediada por Agrobacterium tem sido amplamente utilizada há décadas para análise funcional de genes e modificação de características de culturas⁴. Embora qualquer gene de interesse possa ser prontamente transferido para células hospedeiras através da transformação mediada por A. tumefaciens, este método tem várias desvantagens; É demorado, caro e requer ampla experiência para muitas espécies de plantas, como a soja. Embora algumas variedades de soja possam ser transformadas pela abordagem do nó cotiledonar utilizando A. tumefaciens, a ineficiência dessa abordagem requer a necessidade de uma tecnologia alternativa de transformação genética que seja rápida e altamente eficiente ^4,5. Mesmo um não especialista pode usar este método de transformação de raiz pilosa (HR) mediada por Agrobacterium rhizogenes para superar essas desvantagens.

A transformação da RH é uma ferramenta relativamente rápida, não só para analisar a função gênica, mas também para aplicações biotecnológicas, como a produção de metabólitos especializados e química fina, e glicoproteínas bioativas^complexas6. A produção de HRs de soja não requer grande especialização, pois podem ser geradas pela lesão das superfícies dos cotilédones, seguida da inoculação com Agrobacterium rhizogenes7^. A. rhizogenes expressa genes de virulência (Vir) codificados por seu plasmídeo Ti que transferem, carregam e integram seu segmento de T-DNA no genoma de células vegetais e, ao mesmo tempo, estimulam o crescimento ectópico de raízes⁸.

Comparado a outros sistemas de expressão gênica de soja, como biolistics ou transformação baseada em A. tumefaciens de cultura de tecidos, células e órgãos, o sistema de expressão de HR apresenta várias vantagens. Em primeiro lugar, as HRs são geneticamente estáveis e produzidas rapidamente em meios livres de hormônios ^1,9,10. Além disso, as HRs podem produzir metabólitos especializados em quantidades equivalentes ou superiores às raízes nativas^11,12. Essas vantagens fazem dos HRs uma ferramenta biotecnológica desejável para espécies vegetais incompatíveis com A. tumefaciens ou que necessitam de condições especiais de cultura de tecidos para formar tecidos compatíveis. O método HR é uma abordagem eficiente para analisar interações proteína-proteína, localização subcelular de proteínas, produção de proteínas recombinantes, fitorremediação, mutagênese e efeitos genômicos amplos usando o sequenciamento de RNA^13,14,15. Também pode ser utilizado para estudar a produção de metabólitos especializados que têm valor na indústria, incluindo as gliceolinas, que medicam a defesa da soja contra o importante patógeno microbiano Phytophthora sojae e têm impressionantes atividades anticâncer e neuroprotetoras em humanos^16,17.

Este relato demonstra um protocolo fácil e eficiente para produzir HRs de soja. Em comparação com métodos anteriores de transformação da HR, este protocolo proporciona uma melhora significativa (33%-50%) na taxa de formação de FC por pré-triagem de transformadores de A. rhizogenes para a presença do plasmídeo Ti antes da inoculação de cotilédones de soja. Nós demonstramos a aplicabilidade deste protocolo através da transformação de vários vetores binários que superexpressam ou silenciam genes de fatores de transcrição de soja.

NOTA: Recomenda-se que todas as etapas do processo sejam conduzidas em condições estéreis.

1. Esterilização de sementes de soja

1. Em um gabinete de biossegurança, coloque 16-20 sementes redondas de soja Williams 82 em estado puro (ou seja, sem rachaduras ou manchas) em um tubo de centrífuga de 50 mL.
2. Adicione 30 mL de álcool isopropílico a 70%, agite suavemente por 30 s e, em seguida, decante o álcool.
3. Agitar suavemente as sementes com 30 mL de água sanitária a 10% por 10 s e deixar as sementes permanecerem na solução por 5 min à temperatura ambiente (TR, 25 °C). Após 5 min, escorra a água sanitária.
4. Repita o agitar três vezes com 30 mL de H 2 O ultrapuro estéril por1 min por enxágue e descarte o H₂O entre cada enxágue.
5. Colocar as sementes esterilizadas em papel filtro saturado com 5 mL de germinação e meio de co-cultivo (GC) (líquido de meia resistência em autoclave Murashige e meio Skoog [MS] com 1% de sacarose [pH = 5,8] e, em seguida, adicionar 2,5 mL/L de vitaminas) em placas de Petri estéreis.
6. Colocar as placas no escuro a RT (25 °C) durante 3 dias antes de transferir as placas a 22 °C sob 16 h de luzes fluorescentes T5 branco-frias (100 μE ^m-2·s-1) durante 4 dias para permitir que as sementes germinem.
   OBS: Descarte as sementes que estão enrugadas ou rachadas. As melhores sementes são aquelas grandes e uniformemente amarelas. Esterilizar pelo menos o dobro do número de sementes necessárias para o experimento para selecionar sementes de boa qualidade, pois algumas sementes podem não ser ideais devido a danos, doenças ou falha na germinação.

2. Infecção de cotilédones com K599

NOTA: Use vetores da série pGWB, pois sua seleção dupla garante a integração genômica de todo o de T-DNA. A eletroporação foi utilizada para transformar um vetor binário que abriga o gene de interesse em A. rhizogenes pRi2659¹⁸.

1. Com base na sequência do plasmídeo¹⁸ de A. rhizogenes pRi2659, projetamos primers para detectar o gene do plasmídeo Ti VirD2 (VirD2 forward: 5'-CCCGATCGAGCTCAAGTTAT-3'; VirD2 reverso: 5'-TCGTCTGGCTGACTTTCGT-3'; Tamanho esperado da amplificação: 221 pb). Após a transformação, teste as colônias de Agrobacterium para a retenção de VirD2 por reação em cadeia da polimerase (PCR) usando um Kit de PCR (ver Tabela de Materiais). Ciclo de PCR: 94 °C por 3 min; 35 ciclos (94 °C por 1 min, 58 °C por 30 seg, 72 °C por 1 min); e 72 °C por 10 min.
2. Após a seleção da colônia de A. rhizogenes que contém tanto VirD2 quanto o gene de interesse (GOI), coloque algumas em placas de meio Luria-Bertani (LB) contendo os antibióticos apropriados (50 mg/L) para o plasmídeo de interesse e incube durante a noite a 30 °C. Se utilizar espectinomicina, adicionar uma concentração de 100 mg/L.
3. Use uma ponta de pipeta P200 para raspar um comprimento de ~1,5 cm da Agrobactéria K599 das placas LB e ressuspender as células em 1 mL de tampão fosfato (PB; 0,01 M Na₂HPO₄, 0,15 M NaCl, pH 7,5).
4. Diluir o Agrobacterium em esterilizados, ultrapuros H₂O (v/v = 1:1) e acetoseringona (AS; estoque de 100 mM em dimetilsulfóxido [DMSO], v/v = 1:1000). Medir a absorbância utilizando um tubo de cubeta a uma densidade óptica de 600 nm (OD600). A faixa ótima esperada está entre 0,5 e 0,8.
5. Em um gabinete de biossegurança, mergulhe um bisturi esterilizado na solução K599 Agrobacterium e faça vários cortes de 1 mm de profundidade ao longo da superfície interna (lado adaxial, plano) do cotilédone. Durante a inoculação, utilizar pinça esterilizada para estabilizar o cotilédone.
6. Coloque cerca de 6-8 cotilédones cortados lateralmente em uma placa de Petri contendo papel de filtro saturado com meio GC com AS.
   NOTA: Para preparar 6 placas, 50 mL de meio GC e 50 μL de 100 mM AS para atingir uma concentração final de 100 μM é suficiente.
7. Incubar as placas em TR (25 °C) durante 3 dias sob fotoperíodo de 16 h (~65 μE).
8. Transferir os cotilédones infectados para placas de crescimento radicular piloso (HRG) (autoclave de meia força MS com 3% de sacarose [pH = 5,8] e 2,6 g/L de Gelzan, em seguida adicionar 2,5 mL/L de mistura de vitaminas e 500 mg/L de timentin).
   NOTA: Houve alguns problemas com timentin de alguns fornecedores alternativos, dos quais o K599 não foi eliminado. Recomenda-se o uso de placas de placa de Petri mais altas (100 mm x 25 mm) para o meio HRG.
9. Incubar as placas de HRG a 22 °C em uma câmara de crescimento com os parâmetros ajustados para 100 μE de luz em um fotoperíodo de 16 h até que raízes primárias com raízes secundárias de 2-3 cm de comprimento sejam observadas (~3-4 semanas).

3. Seleção e colheita de RHs

1. Colher raízes primárias (5-7 cm de comprimento) que crescem a partir do calo e contêm raízes secundárias (2-3 cm de comprimento) usando um bisturi estéril e pinças. Transfira para a seleção placas HRG contendo os antibióticos apropriados. Deixe os HRs crescerem por mais 5 dias nas placas HRG de seleção.
   NOTA: Kanamicina (50 mg/L), higromicina (50 mg/L) ou fosfinotricina (10 mg/L) são normalmente usados para seleção. Para vetores de expressão, pGWB2 é usado para superexpressão, pANDA35HK é usado para silenciamento de RNAi, pGWB6 é usado para localização subcelular e pMDC7 é usado para expressão induzível.
2. No dia 5, colher HRs transgênicas com raízes secundárias de 3 a 6 cm de comprimento. Se observarmos proteínas fluorescentes, as raízes secundárias têm pouca autofluorescência. Se estiver realizando elicitor ou tratamentos químicos, corte as raízes secundárias em pedaços de 1 cm e coloque ~100 mg em ágar HRG em uma pilha. Em seguida, saturar as estacas com 80 μL do tratamento adequado e deixar as placas incubarem em TR (25 °C).
3. Após o tempo de tratamento desejado, prossiga com extrações de RNA ou metabólito.
4. Para o RNA, seque rapidamente as raízes em um papel toalha esterilizado e colete-as diretamente em um tubo de microcentrífuga de 2 mL.
5. Sele imediatamente a parte superior do tubo usando parafilme, faça dois pequenos furos usando pinças pontiagudas e submerja os tubos em nitrogênio líquido. Liofilizar durante 3 dias e, em seguida, armazenar as amostras a -80 °C.
   NOTA: É essencial selecionar HRs que são brancos. Após 5 dias de crescimento na placa seletiva, as HRs transgênicas permanecerão brancas, mas as raízes não transgênicas ficarão marrons.

Os resultados representativos são provenientes dos dados publicados19,20. Os resultados da PCR de colônia (cPCR) da K599 transformada Agrobacterium são mostrados na Figura 1. Como indicado pelas colônias positivas na Figura 1, o gene de interesse foi detectado por PCRc (Figura 1A). No entanto, um terço a metade das colônias foram negativas para a pesquisa do gene VirD2 (Figura 1B), indicando a perda do plasmídeo Ti, e seriam incapazes de gerar calos ou raízes pilosas. A Figura 2 ilustra o procedimento global de preparo das HRs de soja e a análise da expressão gênica. A Figura 3 demonstra a localização subcelular da GFP-GmJAZ1-6. A Figura 4 é uma análise da expressão gênica mostrando superexpressão do fator de transcrição GmHSF6-1 da gliceolina e silenciamento de RNAi de GmMYB29A2 em raízes pilosas Williams 82. Resultados semelhantes foram obtidos em vários relatos recentes20,21.

Figura 1: PCR de colônia (cPCR) da Agrobactéria K599 utilizando iniciadores de PCR de colônia do gene de interesse ou VirD2. (A) Gene de interesse cPCR. (B) PCRc VirD2 . Abreviações: C = colônia; +ve = controle positivo; -ve = controle negativo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Visão geral do procedimento de cultura da raiz pilosa (HR) da soja e da função gênica. Calos formados no local da ferida 2 semanas após a infecção por K599 Agrobacterium . A diferenciação celular ocorreu após 1 semana, depois decorreu 1 semana para alongamento da FC. Seguiu-se a coleta da FC e o elicitor glucano de parede (WGE)/tratamento simulado por 24 h. Os HRs foram submetidos à extração de metabólitos para análise por cromatografia líquida de ultra eficiência (UPLC) e isolamento de RNA para análise de expressão gênica, respectivamente. WGE é o eliciador glucano de parede de Phytophthora sojae. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3: Microscopia de fluorescência de GmJAZ1-6 translacionalmente fundido a uma proteína verde fluorescente (GFP) em raízes pilosas transgênicas Williams 82. (A) Canal verde (GFP). (B) Canal azul (DAPI). (C) Canais verdes e azuis mesclados. Todas as imagens foram coletadas em microscópio confocal Zeiss. Imagens DAPI (6 μg/mL) indicam coloração nuclear. As barras de escala são de 5 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4: Análise da expressão gênica. (A) Expressão gênica na superexpressão de GmHSF6-119 Williams 82 HRs de soja sob tratamento simulado de 24 h ou eliciado por 24 h com WGE. (B) Expressão gênica em RNAi-GmMYB29A2 20 Williams 82 HRs de soja eliciados por 24 h com WGE. WGE é o eliciador glucano de parede de Phytophthora sojae. umSignificativamente maior e bsignificativamente menor que o controle, teste t de estudantes pareados (p < 0,01). As barras de erro representam SE (n ≥ 3 réplicas biológicas). Raízes secundárias coletadas de uma raiz primária indicaram uma réplica biológica. Esse valor foi modificado com permissão de Lin et al.19 e Jahan et al.20. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Os autores não têm nada a revelar.