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Imagem de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais em fatias de cérebro de camundongo embrionário

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DOI:

10.3791/66631

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8 de março de 2024

 ,  , 
1Department of Anatomy, Keio University School of Medicine, 2Department of Molecular Neurobiology, Institute for Developmental Research, Aichi Developmental Disability Center

Neste artigo

Resumo

Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, os neurônios e as células gliais se originam na zona ventricular que reveste o ventrículo e migram em direção à superfície do cérebro. Muitos genes estão envolvidos neste processo. Este protocolo apresenta a técnica para a imagem de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais.

Resumo

Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, os neurônios e as células gliais se originam na zona ventricular que reveste o ventrículo e migram em direção à superfície do cérebro. Esse processo é crucial para o funcionamento adequado do cérebro, e sua desregulação pode resultar em distúrbios do neurodesenvolvimento e psiquiátricos após o nascimento. De fato, muitos genes responsáveis por essas doenças estão envolvidos nesse processo e, portanto, revelar como essas mutações afetam a dinâmica celular é importante para entender a patogênese dessas doenças. Este protocolo introduz uma técnica para imagens de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais em fatias de cérebro obtidas de embriões de camundongos. As células são marcadas com proteínas fluorescentes usando eletroporação in utero , que visualiza células individuais migrando da zona ventricular com uma alta relação sinal-ruído. Além disso, este sistema de transferência de genes in vivo nos permite realizar facilmente experimentos de ganho de função ou perda de função nos genes dados por co-eletroporação de sua expressão ou vetores de knockdown/knockout. Usando este protocolo, o comportamento migratório e a velocidade de migração de células individuais, informações que nunca são obtidas de cérebros fixos, podem ser analisados.

Introdução

Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, a glia radial (apical) na zona ventricular palial (VZ) que reveste o ventrículo lateral produz primeiro neurônios e depois progenitores gliais com algum período de sobreposição1. Os neurônios também são gerados a partir de progenitores intermediários ou glia radial basal na zona subventricular (SVZ) adjacente à VZ, ambas originadas da glia radial (apical) 2,3. Em camundongos, as células gliais radiais produzem apenas neurônios no dia embrionário (E) 12-14, neurônios e progenitores gliais em E15-16 e progenitores gliais de E17 em diante4. A maior população de progenitores gliais gerada durante esses estágios embrionários se diferencia preferencialmente em astrócitos, embora algumas células também se diferenciem em oligodendrócitos5. Neurônios e progenitores de astrócitos gerados nesses estágios migram em direção à superfície do cérebro e entram na placa cortical (futura substância cinzenta cortical). A migração neuronal da VZ para a placa cortical ocorre em várias fases. Os neurônios adotam primeiro uma morfologia multipolar logo acima da zona de acumulação celular multipolar (MAZ), sobrepondo-se à SVZ ou zona intermediária, onde se estendem e retraem vigorosamente vários processos finos e migram lentamente (migração multipolar) 6 , 7 . Após aproximadamente 24 h, os neurônios se transformam em uma morfologia bipolar, estendendo um processo principal espesso em direção à superfície do cérebro e um processo de rastreamento fino para trás, e migram linearmente em direção à superfície do cérebro usando um processo radial que se estende da glia radial à superfície pial como um andaime, que é chamado de modo de locomoção 2,8. Como os neurônios em modo de locomoção sempre atingem a superfície mais externa da placa cortical, passando por seus predecessores logo abaixo da zona marginal, os neurônios são alinhados de dentro para fora dependentes da data de nascimento na placa cortical 9,10,11.

Em contraste, os progenitores dos astrócitos migram rapidamente para a zona intermediária e a placa cortical, com frequentes mudanças direcionais. Esse comportamento migratório é completamente diferente da migração neuronal e é chamado de migração errática5. Os progenitores dos astrócitos também migram ao longo dos vasos sanguíneos em um processo chamado migração guiada pelos vasos sanguíneos. Os progenitores dos astrócitos alternam entre esses modos de migração e atingem a placa cortical 5,12. Embora o posicionamento dos astrócitos não seja estritamente determinado pela data de produção, foi observada uma tendência leve de os astrócitos nascidos precocemente se estabelecerem na parte superficial da placa cortical5. Curiosamente, os astrócitos que se instalam na placa cortical são gerados em estágios embrionários e eventualmente se diferenciam em astrócitos protoplasmáticos, enquanto os astrócitos gerados no pós-natal não migram ativamente, permanecem na substância branca e se diferenciam em astrócitos fibrosos5. Como essa especificação dependente do estágio dos subtipos astrocíticos ocorre ainda não está claro.

Um número crescente de genes envolvidos na migração neuronal foi identificado, incluindo aqueles envolvidos em distúrbios do neurodesenvolvimento e psiquiátricos13,14. Portanto, é crucial elucidar os efeitos de mutações nesses genes sobre o comportamento dos neurônios migratórios. Como mencionado anteriormente, a migração neuronal ocorre em várias fases. As observações de lapso de tempo podem determinar diretamente a fase mais afetada (saída do ciclo celular, transição multipolar-bipolar, velocidade de migração da locomoção, etc.). No entanto, os mecanismos moleculares subjacentes à especificação, migração e posicionamento dos astrócitos permanecem amplamente desconhecidos. Dado que os astrócitos desempenham papéis cruciais na sinaptogênese15 e na formação da barreira hematoencefálica durante o desenvolvimento do cérebro16, os defeitos de desenvolvimento nos astrócitos podem resultar em distúrbios do neurodesenvolvimento. Estudos de lapso de tempo em progenitores de astrócitos podem esclarecer esses mecanismos moleculares e sua relação com doenças mentais.

Este protocolo fornece um método para observação de lapso de tempo de células corticais derivadas de VZ. Um protocolo de vídeo semelhante para a observação da migração neuronal já foi publicado17. Aqui, descrevemos o método para neurônios migratórios e progenitores de astrócitos. Para marcar essas células com proteínas fluorescentes, como proteínas fluorescentes verdes e vermelhas (GFP e RFP), misturas de plasmídeos contendo componentes apropriados são introduzidas na VZ cortical por eletroporação in utero em estágios apropriados 18,19,20,21. Os embriões manipulados são removidos nos estágios desejados e os cérebros são fatiados e usados para observações de lapso de tempo usando um microscópio de varredura a laser. A velocidade de migração, direção e outros comportamentos, que nunca são abordados usando amostras cerebrais fixas, podem ser examinados usando este método. Usando eletroporação in utero, expressão e vetores knockdown/knockout podem ser facilmente transferidos concomitantemente com vetores de proteínas fluorescentes, permitindo-nos realizar estudos de ganho de função e perda de função de genes específicos.

Protocolo

O presente estudo foi realizado com a aprovação e seguindo as diretrizes do Comitê de Cuidados e Uso de Animais do Instituto de Pesquisa do Desenvolvimento, Centro de Deficiência do Desenvolvimento de Aichi (# 2019-013) e Universidade de Keio (A2021-030). Camundongos ICR (tipo selvagem) prenhes cronometrados foram obtidos comercialmente (ver Tabela de Materiais). Para observar a relação entre células migratórias e vasos sanguíneos, foram utilizados camundongos Flt1-DsRed, nos quais as células endoteliais expressam DsRed22. Camundongos Flt1-DsRed machos foram cruzados com camundongos ICR fêmeas (ambos os camundongos tinham 8-24 semanas de idade). Todos os animais foram alojados e manipulados em condições específicas livres de patógenos (FPS) até a amostragem. Os reagentes e equipamentos utilizados neste estudo estão listados na Tabela de Materiais.

1. Eletroporação in utero

  1. Prepare a solução salina tamponada com HEPES (HBS) adicionando um volume igual de água autoclavada ao 2x HBS disponível comercialmente.
  2. Existem duas opções de anestésicos; isoflurano (inalação) e MMB (injeção). No caso de usar MMB, prepare-o da seguinte maneira. Adicionar 0,75 mL de medetomidina (1 mg/mL), 2 mL de midazolam (5 mg/mL) e 2,5 mL de butorfanol (5 mg/mL) em 19,75 mL de águaautoclavada 23.
    NOTA: Esta solução anestésica torna-se menos ativa em 2 meses. Conservar a 4 °C com proteção contra luzes.
  3. Prepare a solução de atipamezol. Diluir 0,75 mL de atipamezol (5 mg/mL) com 24,25 mL de água autoclavada.
  4. Prepare a solução Fast Green a 0,2% (p / v) em água autoclavada. Esterilize com um filtro (tamanho do poro 0,22 μm).
  5. Preparar o plasmídeo utilizando um kit de purificação de plasmídeos convencional baseado em lise alcalina e purificação em coluna23 de acordo com as instruções do fabricante (ver Tabela de Materiais). Dissolva o plasmídeo purificado da cultura de bactérias de 100 mL em 30-50 μL de HBS para preparar o estoque de plasmídeo (3-5 μg/μL) (Arquivo Suplementar 1).
    1. Misture e dilua os estoques de plasmídeo com HBS e adicione 1/10 de volume de 0,2% Fast Green para colorir o injetante. Os componentes e as concentrações finais dos plasmídeos são determinados de acordo com sua finalidade (Tabela 1).
  6. Faça as micropipetas puxando os capilares de vidro usando um extrator de pipeta.
    NOTA: A ponta da pipeta é cortada obliquamente com pinça fina. O diâmetro externo da ponta é de aproximadamente 70 μm. Marque as micropipetas em intervalos de 2 μL sugando 2 μL de água.
  7. Injete o anestésico MMB na dose de 10 μL / g de peso corporal por via intraperitoneal em um camundongo prenhe em um estágio apropriado (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).
    NOTA: Os estágios embrionários a serem manipulados devem ser determinados de acordo com a finalidade. Para rotular futuros neurônios piramidais II / III, E14.5 é adequado. Para rotular os progenitores gliais, a eletroporação deve ser realizada em E15-16. Alternativamente, os camundongos podem ser anestesiados por inalação de isoflurano (1%-2%).
  8. Depois que o mouse estiver profundamente anestesiado, coloque-o em um prato quente a 38 °C.
    NOTA: Certifique-se de que o mouse não responda ao beliscar a cauda.
  9. Depois de remover o pelo ao redor do local da cirurgia usando creme depilatório, desinfete a área cirúrgica várias vezes em movimentos circulares com um esfoliante à base de iodo e álcool 70%. Faça uma incisão na pele de 2 cm de comprimento ao longo da linha média a partir do nível do2º par de mamilos mais posterior anteriormente, seguida por uma incisão na linha média de 2 cm na parede abdominal ao longo da linha alba (Figura 1A).
    NOTA: No processo de incisão na parede abdominal, levante-a levemente com pinças finas para não cortar os órgãos internos.
  10. Coloque uma folha de plástico estéril sobre a pele e um pedaço de papel de seda estéril sobre ela (Figura 1A). Crie um orifício no centro para expor a área cirúrgica.
    NOTA: A folha de plástico estéril e o lenço de papel estéril são colocados após a incisão, pois é necessário um amplo campo de visão para posicionar a incisão referindo-se à posição dos mamilos.
  11. Molhe o papel com PBS estéril, observe cuidadosamente os chifres uterinos da incisão e puxe o chifre uterino através dos orifícios da folha de plástico e papel.
  12. Usando uma micropipeta conectada a um conjunto de tubo aspirador, injete 1 μL da mistura de plasmídeo no ventrículo lateral esquerdo ou direito através da parede uterina por pressão expiratória (Figura 1A).
    NOTA: Alternativamente, o plasmídeo pode ser injetado usando um microinjetor.
  13. Aperte a cabeça do embrião com um eletrodo do tipo pinça e aplique pulsos eletrônicos usando um eletroporador (35 V para E14-16, 50 V para E17, pulsos quadrados de 50 ms com intervalos de 450 ms, 5 vezes) (Figura 1A).
    NOTA: Não aperte a cabeça dos embriões com força, o que danificará os embriões. A corrente real deve ser de 40-70 mA.
  14. Coloque o corno uterino de volta na cavidade abdominal.
  15. Suturar a parede abdominal com fio de seda 5-0.
  16. Aplicar solução de atipamezol na dose de 10 μL/g de peso corporal por via intraperitoneal.
  17. Suturar a pele com um fio de seda 5-0.
    NOTA: A pele pode ser fechada usando um clipe automático.
  18. Mantenha os ratos manipulados em um prato quente por pelo menos 30 min. Os ratos começarão a se mover na gaiola.
    NOTA: O procedimento de eletroporação in utero (das etapas 1.7 a 1.16) deve ser feito dentro de 30 min. O tempo típico de operação é de 20 min.

2. Preparação de fatias

NOTA: O frescor das fatias é a chave para o sucesso deste experimento. As fatias devem ser preparadas (das etapas 2.5-2.12) dentro de 2 h.

  1. Preparar a solução salina balanceada de Hanks com Ca2+ e Mg2+; HBSS (+). Adicione 5 mL de CaCl2 (14 g/L, autoclavado) e 5 mL de MgSO 4,7H2O (20 g/L, autoclavado) a 500 mL de HBSS(-). Conservar a 4 °C. Borbulhe a solução com gás 95% O2 + 5% CO2 por 5 min no gelo antes de usar.
  2. Prepare o meio de cultura. É necessário pelo menos 2,5 mL/prato. Adicione 2 mL de soro fetal bovino, 25 μL de L-glutamina (200 mM), 200 μL B27 (50x), 50 μL de penicilina + estreptomicina (10 K unidades/mL e 10 mg/mL) a 8 mL de meio neurobasal.
  3. Prepare gel de agarose a 3% de baixa temperatura de fusão. Faça um poro de 50 mL de HBSS (+), adicione 1,5 mg de agarose de baixa temperatura de fusão e autoclave. Derreta a agarose em um forno de micro-ondas e mantenha-a a 50 ° C em uma incubadora em banho-maria antes de usar.
  4. Adicione 1,9 mL de meio de cultura a um prato de base de vidro. Coloque um inserto de cultura de células com cuidado para não prender os bulbos de ar sob o filtro e, em seguida, adicione 500 μL de meio de cultura ao filtro (Figura 1B). Coloque-o no gelo.
  5. Após anestesiar os camundongos manipulados por inalação de isoflurano a 5%, sacrificá-los por luxação cervical (seguindo protocolos aprovados institucionalmente) em estágios apropriados a serem observados.
    NOTA: Dois dias (48 h) e 3 dias após a eletroporação em E14.5 são adequados para observar a transição multipolar-bipolar e o modo de locomoção, respectivamente.
  6. Retire os embriões e coloque-os em uma placa de Petri com PBS frio.
  7. Selecione os embriões pela expressão de GFP ou outras proteínas fluorescentes sob um microscópio.
  8. Após a decapitação dos embriões, dissecar os cérebros6 sob um microscópio de dissecação e mantê-los em HBSS (+) frio.
  9. Despeje o gel de agarose derretido a 3% de baixa temperatura de fusão em um criomoldor (consulte a Tabela de Materiais) e, em seguida, coloque os cérebros nele e role-os várias vezes. Coloque-o em temperatura ambiente até que a agarose solidifique completamente e, em seguida, coloque-o no gelo.
  10. Corte os cérebros coronalmente na espessura de 350 μm usando um micrótomo vibratório (consulte a Tabela de Materiais).
  11. Disponha as fatias no filtro (máximo de 6 fatias por filtro).
  12. Retire o meio de cultura do interior e do exterior do copo filtrante (600 μL no total). Nesta etapa, as fatias são prensadas e fixadas em um filtro. Após 5 min, adicione 100 μL de meio de cultura no interior do inserto de cultura de células.

3. Imagem com lapso de tempo

  1. Manter a câmara de cultura montada na platina de um microscópio de varrimento a laser invertido a 37 °C, utilizando o aquecedor da câmara ou uma campânula que envolve o microscópio pelo menos 30 minutos antes da obtenção de imagens para evitar o desvio Z. Forneça gás umidificado a 5% de CO2 + 40% de O2 para a câmara de cultura.
  2. Coloque o prato de cultura com as fatias preparadas acima na câmara de cultura.
  3. Usando uma lente de 20x de longa distância de trabalho (NA = 0,45), adquira cerca de 10 imagens Z-stack com passos de 5 μm a cada 15-30 min por 24 h.
    NOTA: O uso de um estágio XY motorizado é altamente recomendado. Isso nos permite obter imagens de vários campos objetivos. Normalmente, obtemos de 10 a 20 imagens de diferentes campos objetivos em um experimento de lapso de tempo.

4. Análise de imagem

  1. Converta imagens XYZT para XYT pela projeção máxima do eixo Z usando o ImageJ ou outro software.
    NOTA: Se as fatias deslizarem durante a observação, ajuste a posição das células dentro das imagens usando o StackRed, um plugin ImageJ, com sua função de transformação de Corpo Rígido (consulte Tabela de Materiais).
  2. Trace a trajetória de GFP ou outras células positivas para proteínas fluorescentes manualmente ou automaticamente. O rastreamento manual e automático pode ser realizado usando o MTrackJ24 e o TrackMate 25,26 (plug-ins ImageJ), respectivamente. O rastreamento automático usando o TrackMate é eficiente para analisar muitas células de maneira imparcial. No entanto, o rastreamento manual usando o MTrackJ continua sendo útil para o rastreamento preciso de células individuais.

Resultados

As células gliais radiais na VZ palial produzem apenas neurônios até E14, e neurônios e células gliais em E15 e E16. Para observar os comportamentos migratórios de neurônios e células gliais simultaneamente, nós os rotulamos com GFP aprimorado (EGFP) e RFP, respectivamente, usando um promotor específico de neurônio, o promotor Tα127 e o promotor da proteína ácida fibrilar glial humana (hGFAP)28, que é preferencialmente ativado em astrócitos. Os progenitores dos astrócitos repetem as divisões celulares durante a migração, levando à diluição do plasmídeo nas células. Para evitar isso, foi utilizado um sistema vetorial de transposon composto por um plasmídeo doador (pPB) e um vetor de expressão de transposase (pCAG-hyPBase)29,30. O plasmídeo doador usado aqui (pPB-CAG-LNL-RFP) possui loxP-neo-loxP (LNL) e expressa RFP dependendo da Cre recombinase. Camundongos ICR (tipo selvagem; WT) foram eletroporados com os plasmídeos indicados na Figura 2A em E15, e os cortes foram preparados 3 dias depois. Durante esse período de tempo, a primeira coorte de neurônios EGFP + atingiu a superfície da placa cortical (Figura 2B), mas muitos neurônios EGFP + ainda estavam migrando. A observação de lapso de tempo foi realizada por 24 h. Durante esta observação, os neurônios com um processo principal espesso migraram linearmente em direção à superfície do cérebro a uma taxa relativamente constante na placa cortical (19,54 ± 6,21 μm / h, média ± desvio padrão, 70 células). As trajetórias de migração foram traçadas automaticamente usando o software TrackMate (linhas magenta na Figura 2B). No mesmo campo objetivo, os progenitores de astrócitos foram visualizados com RFP (Figura 2C). Como o promotor hGFAP também é ativo nas células gliais radiais em estágios embrionários tardios, alguns neurônios derivados dessas glias radiais também expressam RFP (setas azuis na Figura 2B, C). Esses neurônios são quase sempre transfectados com um vetor de expressão EGFP. Portanto, os progenitores de astrócitos foram identificados como células RFP single-positivas.

Em contraste com os neurônios, os progenitores dos astrócitos migram rápida e aleatoriamente com frequentes mudanças direcionais dentro da zona intermediária e da placa cortical (migração errática) 5 . A migração dos progenitores de astrócitos foi rastreada manualmente pelo software MTrackJ (linhas magenta na Figura 2C), que revelou sua alta motilidade (88,37 ± 33,61 μm / h, 5 células). Para observar a relação entre progenitores de astrócitos e vasos sanguíneos, foram utilizados camundongos Flt1-DsRed, que expressam DsRed, uma RFP, em células endoteliais. Neste experimento, os progenitores dos astrócitos deveriam ser identificados apenas por EGFP. Para este fim, o sistema rDIO5 foi desenvolvido, no qual a expressão de EGFP dependendo de hGFAP-Cre pode ser eliminada em neurônios usando um promotor Dcx (um promotor específico do neurônio inicial)31 ativação dependente de outro conjunto de DNA recombinase e sua sequência de reconhecimento (Dre-rox) (Figura 2D, a sequência de pPB-CAG-rDIO-EGFP é fornecida no Arquivo Suplementar 1)32, 33. O sistema rDIO foi introduzido no camundongo Flt1-DsRed em E15 por eletroporação in utero, e as fatias foram preparadas 24 h depois. Como resultado, observou-se que os progenitores de astrócitos positivos para EGFP migraram ativamente ao longo dos vasos sanguíneos (migração guiada por vasos sanguíneos)5 (Figura 2E).

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Figura 1: Fluxo de observações de lapso de tempo de células marcadas por eletroporação in utero. (A) Uma rata grávida em um estágio apropriado é anestesiada e a cavidade abdominal é aberta. A área cirúrgica é coberta com plástico estéril e folhas de papel estéreis. Os cornos uterinos são expostos e os embriões são injetados com 1 μL de mistura de plasmídeos e pulsos eletrônicos aplicados. A parede abdominal e a pele são suturadas e os camundongos manipulados são colocados de volta na gaiola de casa. (B) Fatias preparadas a partir de cérebros eletroporados são colocadas no filtro do inserto de cultura de células (máximo de 6 fatias) em um prato de base de vidro. Os pratos de base de vidro contendo fatias são montados em uma câmara de cultura. Este sistema de lapso de tempo possui uma capa de acrílico cobrindo todo o microscópio para manter a temperatura em 37 °C. A câmara de cultura, na qual o gás misto umidificado é fornecido, é equipada com uma platina de microscópio dentro da coifa. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 2: Observações de lapso de tempo de neurônios e progenitores de astrócitos. (A) Método para marcação diferencial de neurônios (EGFP, verde) e progenitores de astrócitos (RFP, vermelho) e uma imagem representativa de uma fatia preparada 2 dias após a eletroporação a 2 h do início da imagem de lapso de tempo (direita). (B, C) Imagens de lapso de tempo das células EGFP+ (B) e RFP+ (C) no mesmo campo objetivo mostrado em (A) - à direita de 2 h a 21 h de observação. (B) As trajetórias das células migratórias EGFP+ detectadas automaticamente pelo software TrackMate foram mostradas em magenta. (C) As trajetórias das células RFP+ foram traçadas manualmente usando o software MTrackJ. As células duplamente positivas EGFP/RFP, que se acredita serem neurônios, são indicadas por setas azuis. (D) Estratégia de marcação de progenitores de astrócitos usando o sistema rDIO em embriões de camundongos Flt1-DsRed. (E) Resultado representativo da migração guiada por vasos sanguíneos. Uma célula (seta) projetou um processo principal (ponta de seta) e migrou ao longo do vaso sanguíneo que expressa DsRed (magenta) em direção à superfície pial. CP; placa cortical. IZ; zona intermediária. VZ; zona ventricular. Barras de escala: 200 μm (A–C), 50 μm (E). Essa figura é adaptada de Tabata H. et al.5. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Neurônios (camadas II/III)Progenitores de astrócitosSistema rDIO
(marcação específica de astrócitos)
pCAG-EGFP0,5 μg/μLpPB-CAG-LNL-EGFP0,5 μg/μLpPB-CAG-rDIO-EGFP0,5 μg/μL
ou Ta1-EGFP (mais específico para neurônios)0,5 μg/μLhGFAP-Cre0,75 μg/μLhGFAP-Cre0,75 μg/μL
pCAG-hyPBase0,5 μg/μLpDcx-Dre0,5 μg/μL
pCAG-hyPBase0,5 μg/μL

Tabela 1: Componentes representativos da mistura de plasmídeos para cada alvo. Os vetores EGFP podem ser substituídos por RFP equivalente ou outros vetores de expressão de proteínas fluorescentes. Para rotular os progenitores dos astrócitos, um sistema vetorial de transposon é usado. Os vetores pPB são vetores de transposon PiggyBac para integração do genoma. pCAG-hyPBase é um vetor de expressão da transposase PiggyBac. LNL é um loxP-neo-loxP para expressão dependente de Cre. rDIO-EGFP é Cre-loxP e Dre-roxP dependente de liga/desliga da expressão de EGFP. Para observar o fenótipo de ganho ou perda de função dos genes desejados, vetores de expressão ou vetores de knockdown podem ser adicionados a 1 μg / μL. A concentração destes vectores deve ser ajustada em cada caso.

Arquivo Suplementar 1: Sequências de plasmídeos. Clique aqui para baixar este arquivo.

Discussão

Este protocolo introduziu um método para a observação de lapso de tempo de células derivadas do VZ palial (cortical). Para rotular as células migratórias do VZ, usamos a eletroporação no útero, na qual as células individuais foram claramente marcadas com uma relação sinal-ruído mais alta do que na marcação mediada por vetor viral. Usando a eletroporação in utero, qualquer tipo de vetor em qualquer combinação pode ser facilmente introduzido nas células gliais radiais (células-tronco neurais) em embriões vivos. Neurônios e progenitores gliais podem ser rotulados seletivamente usando diferentes promotores. Como o número de cópias de plasmídeos introduzidos por eletroporação in utero é alto, os estudos de ganho e perda de função podem ser facilmente conduzidos por co-eletroporação de vetores de expressão GFP e vários vetores relacionados aos genes de interesse, como vetores de expressão e vetores knockdown/knockout. Além disso, a eletroporação in utero pode ser usada para introduzir vetores plasmidiais no VZ de várias regiões do cérebro além do VZ cortical, o que nos permite observar a migração de outros tipos de células, como neurônios inibitórios, progenitores de oligodendrócitos de eminências ganglionares 34,35,36 e neurônios piramidais do hipocampo37.

Em estudos de lapso de tempo, os efeitos dos experimentos de ganho de função e perda de função no comportamento celular podem ser avaliados usando o software TrackMate e MTrackJ. Muitos genes, incluindo aqueles responsáveis por distúrbios do neurodesenvolvimento e deficiências intelectuais, estão envolvidos na migração neuronal. Estudos de lapso de tempo podem revelar diretamente como esses genes regulam o comportamento celular. Em comparação com a migração neuronal, os mecanismos moleculares da migração das células gliais não são bem compreendidos. Este método pode revelar não apenas o desenvolvimento normal das células gliais, mas também os fatores genéticos e ambientais que podem afetar o desenvolvimento glial e sua relação com a doença mental.

A limitação deste método é que ele depende inevitavelmente do método de cultura de fatias in vitro . Curiosamente, os neurônios migratórios não perdem pistas direcionais para a migração em direção à superfície do cérebro, mesmo em fatias cultivadas in vitro. No entanto, os investigadores devem ter cuidado com os artefatos. As células próximas à superfície são fixadas ao filtro e as bordas das fatias são facilmente deformadas. Essas células devem ser excluídas da análise. Experimentos de controle devem ser considerados, se possível. É importante notar que as fatias do cérebro recapitulam o desenvolvimento normal em aproximadamente 24 horas. Portanto, o tempo de preparação do corte a partir da eletroporação deve ser determinado para que os eventos a serem analisados ocorram nesta janela de tempo. Para observar a transição multipolar-bipolar, as fatias devem ser preparadas 2 dias após a eletroporação. Para analisar a migração no modo de locomoção, 3 dias depois é apropriado. A observação da migração guiada por vasos sanguíneos é uma tarefa mais difícil do que a de outros experimentos. As células endoteliais são facilmente degradadas em fatias sem fluxo sanguíneo. Para minimizar a degradação dos vasos sanguíneos, as fatias devem ser preparadas o mais rápido possível e mantidas em meio contendo 20% de soro e 40% de gás O2 . Outros experimentos complementares, como análises histológicas de cérebros fixos ou imagens ao vivo in vivo usando microscopia de dois fótons, podem fortalecer as observações encontradas em análises de lapso de tempo de corte.

Em resumo, este método é a única opção para observar o comportamento celular por 24 h. Com o desenvolvimento de novos vetores de plasmídeos, a gama de aplicações deste método se expandirá ainda mais no futuro.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse.

Agradecimentos

O promotorT α1 é um presente de P. Barker e F.D. Miller. O promotor Dcx é um presente de Q. Lu. hGFAP-Cre foi um presente de Albee Messing. O sistema vetorial de transposon PiggyBac foi fornecido pelo Instituto Sanger. Os camundongos Flt1-DsRed foram fornecidos por M. Ema (Universidade de Shiga). Este trabalho foi apoiado pela JSPS KAKENHI (Grant Number JP21K07309 para H. Tabata, JP20H05688 e JP22K19365 para K. Nakajima) e Takeda Science Foundation, Keio Gijuku Fukuzawa Memorial Fund for the Advancement of Education and Research, Keio Gijuku Academic Development Funds para K. Nakajima.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Conjunto de tubo de aspiraçãoDrummond2-040-000
Atipamezol (5 mg/mL)MeijiMepatia
AutoclipBecton Dickinson4276309 mm
Suplemento B27Gibco17504-044
Butorfanol (5 mg/mL)MeijiVetorphale
Inserção de cultura de célulasMilliporePICM ORG 50
Microscópio confocalNikonA1RHD25Equipado com uma lente de longa distância de trabalho (S Plan Fluor ELWD 20XC)
CryomoldTissue-Tek4566
Câmara de culturaTokkenTK-NBCMPEletroporador feito sob medida
NEPA GeneNEPA21
Fast GreenSigma-AldrichF7258
Misturador de gásTokkenTK-MIGM01-02
Prato de base de vidroIwaki3910-035O diâmetro da base de vidro é de 27 mm
Capilares de vidroNarishigeGD-1
HBS (2x)Sigma-Aldrich51558
HBSS(-)Wako084-08345
Unidade de aquecimentoTokkenTK-0003HU20Feito sob medida, incluindo capuz e aquecedor
hGFAP-CreAddgene#40591Um presente de Albee Messing
ImageJhttps://imagej.net/ij/
L-glutamina (200 mM)Gibco25030
Baixa temperatura de fusão agaroseLonza50100
Medetomidina (1 mg/mL)MeijiMedetomin
MicroinjetorNarishigeIM-300
Midazolam (5 mg/mL)SandozMidazolam
MTrackJhttps://imagescience.org/meijering/software/mtrackj/
Meio neurobasalGibco21103-049
pCAG-hyPBaseO cDNA hyPBase de pCMV-hyPBase (um presente do Instituto Sanger) foi inserido a jusante do promotor CAG de pCAGGS (um presente de J. Miyazaki).
pDcx-DreO promotor Dcx de Dcx4kbEGFP70 (um presente de Q. Lu) foi trocado pelo promotor CAG de pCAG-NLS-HA-Dre34 (um presente de Pawel Pelczar, Addgene # 51272).
Penicilina + EstreptomicinaGibco15140122
Kit de purificação de plasmídeosInvitrogenPureLink HiPure plasmídeo kit midiprep (K210005)
pPB-CAG-LNL-RFPCAG-LNL de pCALNL-DsRed (um presente de Connie Cepko, Addgene # 13769) e TurboRFP cDNA (Evrogen, FP232) foram inseridos no local de clonagem de pPB-CAG.EBNXN (um presente do Sanger Institute).
pPB-CAG-rDIO-EGFPA sequência contendo sítios sintéticos de rox, sintético DIO e cDNA EGFP de pEGFP-N1 (Clontech, U55762) na direção inversa  foram inseridos no sítio de clonagem de pPB-CAG.EBNXN (um presente do Instituto Sanger). A sequência é fornecida no Arquivo Suplementar.
ExtratorNarishigePN-31
StackRedum plugin para ImageJhttp://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/
Agulha de suturaNazmeC-24-521-R No.11/2 círculo, comprimento 14 mm
Fio de suturaNazmeC-23-B2Seda, tamanho 5-0
Camundongos ICR (tipo selvagem) grávidos cronometrados Camundongo
TrackMatehttps://imagej.net/plugins/trackmate/index
eletrodo tipo pinçaBEX ou NEPA GeneCUY650P5 
T&alfa; O cDNA de 1-EGFPEGFP de pEGFP-N1 (Clontech, U55762) foi inserido no downstream do T & alfa; 1 promotor no plasmídeo 253 (um presente de P. Barker e F.D.Miller)
Micrótomo vibratórioLeica ou ZeissMicrótomo de lâmina vibratória VT1000S ou Hyrax V50.
Japão SLC ICR

Referências

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