Artigo de método

Avaliação da quebra da barreira hematoencefálica em um modelo de camundongo com lesão cerebral traumática leve

DOI:

10.3791/66653

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18 de outubro de 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Neurobiology, National Defense Medical College, 2Department of Pharmacology, National Defense Medical College, 3Department of Biochemistry, National Defense Medical College

Neste artigo

Resumo

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Um método foi desenvolvido para visualizar o extravasamento de corante devido à quebra da barreira hematoencefálica (BBB), administrando dois corantes fluorescentes a camundongos em diferentes momentos. O uso do glicerol como crioprotetor facilitou a imuno-histoquímica na mesma amostra.

Resumo

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Os corantes fluorescentes são usados para determinar a extensão do extravasamento de corante que ocorre devido à quebra da barreira hematoencefálica (BHE). A marcação com esses corantes é um processo complexo influenciado por vários fatores, como a concentração de corantes no sangue, permeabilidade dos vasos cerebrais, duração do extravasamento do corante e redução da concentração do corante no tecido devido à degradação e difusão. Em um modelo de lesão cerebral traumática leve, a exposição a ondas de choque induzidas por explosão (BSWs) desencadeia o colapso da BBB dentro de uma janela de tempo limitada. Para determinar a sequência precisa da quebra da BHE, o azul de Evans e o isotiocianato-dextrano de fluoresceína foram injetados por via intravascular e intracárdica em camundongos em vários pontos de tempo em relação à exposição à BSW. A distribuição da fluorescência do corante em fatias de cérebro foi então registrada. As diferenças na distribuição e intensidade entre os dois corantes revelaram a sequência espaço-temporal da quebra da BHE. A imunocoloração das fatias cerebrais mostrou que as respostas astrocíticas e microgliais se correlacionaram com os locais de quebra da BHE. Este protocolo tem amplo potencial de aplicação em estudos envolvendo diferentes modelos de quebra de BHE.

Introdução

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A quebra e disfunção da barreira hematoencefálica (BHE) são causadas por inflamação sistêmica, infecções, doenças autoimunes, lesões e doenças neurodegenerativas1. No traumatismo cranioencefálico leve (TCEm) resultante da exposição a ondas de choque induzidas por explosão (BSWs), foi observada uma correlação significativa entre a intensidade dos BSWs e a quantidade de vazamento de corante fluorescente devido à quebra do BBB 2,3,4. Uma característica notável da quebra da BBB no mTBI é que ela começa imediatamente ou dentro de algumas horas após a exposição a BSWs e geralmente é um processo transitório que dura cerca de uma semana antes do surgimento de distúrbios neurológicos crônicos tardios 3,5,6,7. Embora os detalhes permaneçam obscuros, a quebra da BHE faz parte da cascata patológica de longa duração e também pode servir como um fator prognóstico no mTBI6. Portanto, é importante entender as distribuições espaciais e temporais da quebra da BHE no cérebro.

Corantes fluorescentes são usados para determinar a extensão da quebra da BHE 3,8. Como a concentração sanguínea dos corantes e a magnitude e extensão da quebra da BHE mudam com o tempo, é necessário cautela ao interpretar imagens de extravasamento de corante. Por exemplo, a ausência de extravasamento de corante não indica necessariamente a ausência de quebra de BBB. Nenhuma quebra de BBB pode ser detectada antes ou depois de um aumento na concentração sanguínea do corante. Mesmo que o corante tenha se acumulado com sucesso onde ocorreu a quebra do BBB, ele pode ter sido perdido ao longo do tempo após o término da quebra. Em geral, substâncias solúveis em água e biologicamente inertes são rapidamente excretadas na urina9. Portanto, para determinar se a quebra da BBB ocorre em um momento específico, os resultados mais confiáveis são obtidos quando um corante fluorescente é administrado na corrente sanguínea por um curto período imediatamente antes da fixação do animal. Isotiocianato de fluoresceína (FITC)-dextrano comercialmente disponível com um peso molecular específico deve ser usado dessa maneira.

O azul de Evans é um corante azo azul amplamente reconhecido com uma forte afinidade pela albumina sérica. O corante exibe fluorescência vermelha quando excitado pela luz verde em sistemas biológicos2. Devido à sua natureza inerte, o complexo albumina de soro azul de Evans permanece no sangue por até 2 h, tornando-o um marcador útil de 69 kDa para marcar regiões com BBB comprometida por pelo menos esse período10,11. Portanto, é importante considerar possíveis incertezas em torno da farmacocinética e toxicidade do azul de Evans9. No entanto, um estudo recente mostrou que o azul de Evans continua a se acumular em áreas onde a BHE está ausente ou interrompida7. Esse recurso permitiu que o Evans Blue registrasse o histórico da quebra do BBB, enquanto o FITC-dextrano foi usado para registrar o colapso do BBB em um ponto de tempo específico após a exposição ao BSW. Embora o azul de Evans possa ser administrado por via intravenosa ou intraperitoneal10, a administração intravenosa é preferida para experimentos sensíveis ao tempo. Este estudo teve como objetivo demonstrar o uso do azul de Evans e do FITC-dextrano para detectar a distribuição espaço-temporal da quebra da BHE após a exposição à BSW.

Em segundo lugar, o estudo apresentou uma técnica para congelar fatias de cérebro após observar a fluorescência da quebra da BHE e preparar fatias mais finas adequadas para procedimentos imuno-histoquímicos. O uso de glicerol como meio de montagem e crioprotetor simplifica o processo de imuno-histoquímica. Ao comparar as imagens de quebra de BBB com as de imuno-histoquímica, a distribuição espaço-temporal de BBB

Protocolo

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Todos os experimentos foram conduzidos de acordo com as diretrizes éticas para experimentos com animais estabelecidas pelo National Defense Medical College (Tokorozawa, Japão). O protocolo do estudo foi aprovado pelo Comitê de Pesquisa Animal da Faculdade de Medicina da Defesa Nacional (parecer nº 23011-1). Camundongos C57BL/6J machos com 8 semanas de idade e pesando 19-23 g foram utilizados neste estudo. Conforme ilustrado na Figura 1, uma única injeção de azul de Evans e perfusão de FITC-dextrana foram realizadas em vários momentos em relação a uma única exposição BSW. Os detalhes dos reagentes e equipamentos usados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Anestesia

NOTA: Este é um protocolo modificado que aumenta a quantidade de medetomidina em 2,5 vezes em comparação com o original12. As dosagens de cloridrato de medetomidina, midazolam e butorfanol foram de 0,75 mg / kg, 4 mg / kg e 5 mg / kg, respectivamente.

  1. Prepare uma mistura de cloridrato de medetomidina (75 μg / mL), midazolam (400 μg / mL) e butorfanol (500 μg / mL) em solução salina fisiológica.
  2. Administrar a mistura por via intraperitoneal para anestesiar o camundongo (10 μL/g)13.
  3. Após aproximadamente 5-10 min, verifique anestesia suficiente observando a ausência de pinça da cauda e reflexos de retirada do pedal.
  4. Mantenha o mouse aquecido até que ele se recupere dos efeitos da anestesia.

2. Exposição BSW

NOTA: Um tubo de choque interno foi usado neste estudo14.

  1. Anestesiar o mouse conforme descrito na etapa 1.
  2. Posicione o mouse a 5 cm de distância da extremidade de saída do tubo de choque, certificando-se de que o eixo do corpo esteja paralelo, mas não alinhado com o eixo do tubo.
  3. Forneça uma única exposição BSW com um pico de sobrepressão de 25 kPa na cabeça.
    NOTA: Mantenha o mouse aquecido até que ele se recupere dos efeitos da anestesia. Monitore regularmente a condição do camundongo tratado. Se forem observados sinais de angústia, como dificuldade para se alimentar ou beber, curvar-se ou aparência anormal prolongada sem sinais de recuperação, sacrificar o camundongo e encerrar o experimento mais cedo. Evite administrar analgésicos, pois eles podem afetar a resposta glial.

3. Injeção azul de Evans na veia da cauda

NOTA: A solução de azul de Evans deve ser administrada por via intravenosa sem anestesia. Na presença de anestesia, o corante muitas vezes não penetra suficientemente no corpo, provavelmente devido à diminuição da pressão arterial e da temperatura corporal13. O azul de Evans foi administrado na dose de 100 mg / kg.

  1. Prepare a solução de azul de Evans (4% p / v em solução salina) em um microtubo, depois vortex e armazene-o no escuro antes de usar.
  2. Injetar a solução na veia caudal (2,5 μL/g)13.

4. Perfusão transcárdica com solução de FITC-dextrana e fixação

  1. Adicione heparina à solução salina tamponada com fosfato (PBS) para obter uma concentração de 1 U/mL e, em seguida, adicione FITC-dextrano ao PBS heparinizado para atingir uma concentração de 3 mg/mL.
  2. Dissolva completamente o pó de dextrano FITC antes de usar. Para fazer isso, agite suavemente a solução por 30 min ou mais. Antes de usar, verifique cuidadosamente se há pó de dextrano FITC não dissolvido. Se sobrar algum, continue agitando até que esteja completamente dissolvido.
  3. Anestesiar o mouse conforme descrito na etapa 1.
  4. Prossiga com o protocolo padrão de fixação de perfusão usando uma bomba peristáltica15,16. Primeiro, perfunda com PBS heparinizado contendo FITC-dextrano por 2 min a uma taxa de 4,0 mL / min. Em seguida, perfunda com solução tampão neutra de formalina a 10% ou paraformaldeído-PBS a 4% por 2 min a uma taxa de 4,0 mL / min, seguido de 8 min a uma taxa de 3,5 mL / min.
  5. Remova cuidadosamente o cérebro com tesoura cirúrgica e pinça15,16. Após a dissecção, pós-fixar o cérebro durante a noite no mesmo fixador (ou seja, solução tampão neutra de formalina a 10% ou paraformaldeído-PBS a 4%) a 4 °C.
  6. No dia seguinte, substitua o fixador por PBS.

5. Processamento de tecido cerebral

NOTA: Mesmo que a fixação da perfusão esteja completa, o azul de Evans e o dextrano FITC podem se dispersar no tampão. Portanto, os procedimentos que levam ao passo 6.8 devem ser concluídos dentro de uma semana após a fixação da perfusão. Além disso, evite expor a amostra à luz.

  1. Prepare uma placa de 24 poços com 500 μL de glicerol a 20% em tampão fosfato (PB; pH 7,4) em cada poço.
  2. Usando um cortador de cérebro, corte o cérebro coronalmente em 12 fatias, cada uma com 1 mm de espessura.
  3. Transferir cada fatia para o alvéolo correspondente da placa de 24 poços e conservá-la a 4 °C durante, pelo menos, 2 h.
  4. Substitua a solução por glicerol-PB a 50% e armazene-a a 4 ° C por pelo menos 2 h.
  5. Por fim, substitua a solução por glicerol 100%. Para observação microscópica imediata, deixar as fatias repousarem durante pelo menos 2 h à temperatura ambiente ou conservá-las a 4 °C. As fatias agora serão translúcidas e prontas para observação microscópica.

6. Medição de fluorescência do extravasamento de corante

NOTA: A eficiência da rotulagem de fluorescência varia de mouse para mouse. Portanto, a intensidade da fluorescência precisa ser normalizada. Os valores de fluorescência são expressos em relação aos do núcleo reticular gigantocelular (GRN) porque essa região é minimamente afetada pelo tratamento BSW.

  1. Adicione 500 μL de glicerol ao fundo de um prato com fundo de vidro de 35 mm.
  2. Transfira a fatia para a solução de glicerol e cubra sua superfície com uma lamínula.
  3. Remova o excesso de glicerol da borda da lamínula.
  4. Meça a intensidade de fluorescência da fatia sob um microscópio de fluorescência.
  5. Após a medição microscópica, retorne a fatia ao poço.
  6. Repita a medição para todas as 12 fatias.
  7. Adicionar 500 μL de PB a cada alvéolo e conservar a placa de 24 poços a 4 °C durante a noite; no dia seguinte, as fatias serão saturadas com glicerol-PB a 50%.
  8. Substitua a solução por glicerol-PB a 30% e armazene-a a 4 °C por pelo menos 2 h.
  9. Execute os procedimentos na etapa 7 dentro de algumas semanas.

7. Crioseccionamento e imuno-histoquímica

  1. Prepare uma placa de 24 poços adicionando 1000 μL de uma mistura de volumes iguais de meio de congelamento de tecido e 30% de glicerol-PB ao poço 1. Em seguida, adicione 1000 μL de meio de congelamento de tecido ao poço 2.
  2. Transfira a fatia para o poço 1 e agite a placa a 4 °C durante 1 h.
  3. Transferir a fatia para o poço 2 e agitar a placa a 4 °C durante 1 h.
  4. Congele rapidamente a fatia com isopentano usando gelo seco, tomando cuidado para não dobrar a fatia. Conservar as fatias a -80 °C até à criosecção.
  5. Criosecção: a fatia com uma espessura de 6 μm. Após a secagem na lâmina do microscópio, armazene as seções a -80 °C.
  6. Para a recuperação do antígeno17, mergulhe as seções em citrato de sódio 10 mM (pH 6,0), aqueça a 100 ° C uma vez e mantenha a 98 ° C por 1 h.
  7. Lave extensivamente as seções em água destilada. As seções agora estão prontas para coloração imuno-histoquímica.

Resultados

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A Figura 1A mostra o curso do tempo de injeção do corante em relação ao início da BSW, com um pico de sobrepressão de 25 kPa. No protocolo 'Pós', a solução de azul de Evans foi administrada por via intravascular 2 h antes da perfusão com dextrana FITC, que foi realizada 6 h, 1 dia, 3 dias e 7 dias após a exposição ao BSW. No protocolo 'Pré', a solução de azul de Evans foi injetada imediatamente antes da exposição ao BSW. No protocolo 'Pós', espera-se que a concentração de azul de Evans atinja seu máximo aproximadamente 2 h antes da fixação da perfusão, enquanto no protocolo 'Pré', espera-se que atinja seu máximo por volta do momento da exposição à BSW (Figura 1B). A concentração de FITC-dextrano nos vasos hematoencefálicos foi mantida constante por 2 min durante a perfusão.

A marcação azul de Evans mostrou que a quebra da BHE começou dentro de 6 h e continuou até 7 dias após a exposição à BSW (Figura 2A). Notavelmente, a quebra da BHE não ocorreu imediatamente após a exposição à BSW, pois não houve extravasamento do corante azul de Evans em 3 h no protocolo 'Pré' (Figura 2B). Surpreendentemente, a marcação de longo prazo com azul de Evans indicou sua natureza cumulativa no protocolo 'Pré' (Figura 2B)7.

O uso de dois corantes distintos, cada um introduzido em intervalos de 2 h ou mais, permitiu o exame das mudanças temporais na integridade da BHE comparando sua distribuição. A Figura 3 mostra imagens de fluorescência dos cortes que exibiram uma diferença significativa na distribuição do azul de Evans e do FITC-dextrano.

Numerosos pontos de fluorescência de vários tamanhos foram observados. Embora alguns pontos quentes fossem brilhantes o suficiente para se classificar entre os 0,1% principais dos pixels, muitos eram apenas um pouco mais brilhantes do que os tecidos circundantes. A discrepância entre os corantes sugere que as mudanças ocorreram dentro desse intervalo. Os pontos quentes exibindo apenas fluorescência azul de Evans indicaram quebra contínua de BBB no momento da injeção de azul de Evans, que foi posteriormente reparada pela injeção de dextrana FITC. Em contraste, os pontos de acesso mostrando apenas fluorescência FITC-dextrana sugeriram que a ruptura do BBB ocorreu entre as duas injeções de corante. Por fim, os pontos quentes que exibem fluorescência de ambos os corantes indicaram quebra contínua do BBB durante todo o período de injeção.

A Figura 4A apresenta o número de pontos de acesso positivos para o azul de Evans (incluindo os pontos de acesso duplo-positivos de Evans somente azul e azul de Evans/FITC-dextrano), FITC-dextrano (incluindo os pontos de acesso duplo-positivos apenas de FITC-dextrana e azul de Evans/FITC-dextrano) ou ambos os corantes (apenas pontos de acesso duplo-positivos de azul de Evans/FITC-dextrano). No protocolo 'Pré' às 3 h, foram observados vários hotspots somente FITC-dextrana. Às 6 h e 1 dia no protocolo 'Post', foram detectados pontos quentes somente azul de Evans e somente dextrana FITC. No entanto, aos 3 dias e 7 dias no protocolo 'Pós', os hotspots foram predominantemente positivos para ambos os corantes. Esses achados sugerem que a quebra da BHE ocorreu em 3 h, foi remodelada em 1 dia e persistiu até 7 dias após a exposição à BSW (Figura 4B). É importante ressaltar que a extensão da quebra do BBB tende a diminuir em 7 dias, como mencionado anteriormente.

Após a conclusão dos experimentos de extravasamento do corante, foi realizada a coloração imuno-histoquímica das fatias7. As imagens imuno-histoquímicas foram consistentemente comparadas com as dos extravasamentos de corante, confirmando que o efeito de carry-over das substâncias fluorescentes foi praticamente insignificante7. Conforme mostrado na Figura 5, aglomerados de astrócitos reativos estavam intimamente associados a locais de quebra de BBB. Outras observações revelaram que a micróglia ativada e amebóide estava presente ao lado de astrócitos reativos 3 dias após a exposição à BSW.

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Figura 1: Desenho experimental. (A) Curso de tempo do experimento. A solução de azul de Evans foi injetada por via intravenosa após (protocolo 'Pós') ou imediatamente antes (protocolo 'Pré') exposição à BSW, enquanto o dextrano FITC foi perfundido por via transcárdica por 2 min antes da fixação. (B) Concentrações esperadas de azul de Evans e FITC-dextrano nos vasos sanguíneos nos protocolos 'Pós' e 'Pré', respectivamente. BSW, ondas de choque induzidas por explosão; FITC, isotiocianato de fluoresceína Essa figura é adaptada de Nishii et al.7. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 2: Comparação da intensidade de fluorescência em fatias de cérebro. A intensidade de fluorescência dos 0,1% mais brilhantes dos pixels no cérebro foi avaliada em todas as 12 fatias e comparada entre as condições 'Pós' (A) e 'Pré' (B). A variabilidade e a significância das diferenças são indicadas. xxx denota p < 0,001; xxxx denota p < 0,0001 (valores de p do teste F). *p < 0,05; p < 0,0001 (análise de variância com teste post hoc de comparações múltiplas de Dunnett). Essa figura é adaptada de Nishii et al.7. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 3: Quebra da BBB observada em vários pontos de tempo usando marcação dupla com azul de Evans e FITC-dextrano. São mostradas as imagens azul de Evans (magenta), FITC-dextrano (verde) e mescladas. Os protocolos de injeção de corante são apresentados no lado esquerdo. Alguns hotspots mostraram fluorescência predominante de azul de Evans (seta) ou FITC-dextrano (pontas de setas). Os asteriscos indicam o plexo coróide e os vasos relacionados. BHE, barreira hematoencefálica; FITC, isotiocianato de fluoresceína; CVO, órgãos circunventriculares do terceiro ventrículo. Barra de escala: 1 mm. Essa figura é adaptada de Nishii et al.7. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 4: Quantificação dos pontos de fluorescência. (A) Números de pontos quentes positivos para azul de Evans (magenta), FITC-dextrano (verde) e ambos os corantes (cinza). Foram coletadas a partir das imagens obtidas às 3 h no protocolo 'Pré', bem como das imagens obtidas às 6 h, 1 dia, 3 dias e 7 dias no protocolo 'Pós'. De 3 h a 1 dia, uma parcela significativa dos hotspots de fluorescência apresentou um descasamento entre os corantes, enquanto que, de 3 dias a 7 dias, esse descasamento foi dificilmente observado. (B) Esquema resumindo o curso de tempo da quebra do BBB. O eixo vertical representa conceitualmente a intensidade do vazamento de corante devido à quebra do BBB. O padrão em zigue-zague de 3 h a 1 dia indica que a localização e a intensidade do vazamento de corante são instáveis durante este período. FITC, isotiocianato de fluoresceína; BHE, barreira hematoencefálica; BSW, ondas de choque induzidas por explosão. Essa figura é adaptada de Nishii et al.7. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 5: Expressão de GFAP e Iba1 como marcadores para astrócitos e micróglia, respectivamente. Cada coluna da figura contém imagens de fluorescência do extravasamento de corante com azul de Evans ou FITC-dextrana, juntamente com imagens imuno-histoquímicas GFAP ou Iba1. A barra de cores indica intensidades de fluorescência normalizadas de azul de Evans e FITC-dextrano usando aquelas dentro do GRN. Os protocolos de injeção de corante são apresentados no lado esquerdo. A fatia de 1 dia no protocolo 'Pré' mostra fluorescência de azul de Evans e FITC-dextrana, enquanto a fatia de 3 dias no protocolo 'Pré' mostra apenas fluorescência de azul de Evans (setas). As regiões denotadas pelas setas nas imagens de extravasamento de corante se alinham com as imagens imuno-histoquímicas. As pontas das setas indicam aglomerados de astrócitos reativos. O anticorpo policlonal GFAP marcou astrócitos dentro e ao redor da substância branca, bem como no tecido nervoso adjacente à pia-máter. Como resultado, os astrócitos dentro e perto do dcw são rotulados nesta figura. As imagens ampliadas correspondentes ao quadro ou seta na coluna Iba1 são representadas nas inserções. Barras de escala: 1 mm e 200 μm para as imagens de extravasamento de corante e imuno-histoquímica, respectivamente. GFAP, proteína ácida fibrilar glial; Iba1, molécula adaptadora de ligação ao cálcio ionizado 1; FITC, isotiocianato de fluoresceína; BSW, ondas de choque induzidas por explosão; DCW, substância branca cerebral profunda. Essa figura é adaptada de Nishii et al.7. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

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Uma nova técnica de rotulagem dupla usando azul de Evans e FITC-dextrano foi usada para visualizar com precisão a distribuição espaço-temporal precisa da quebra da BBB em um único cérebro. No modelo BSW de baixa intensidade, variações perceptíveis na extensão, localização e grau de extravasamento de corante foram observadas nos cérebros examinados (Figura 2 e Figura 3). As incompatibilidades entre os corantes revelaram que a quebra do BBB começou aproximadamente 3 h após a exposição ao BSW, com remodelação substancial ocorrendo no dia 1 e continuando até o dia 7 (Figura 4). Em casos graves, a microglia ativa foi recrutada para os locais de quebra da BHE, e grupos de astrócitos reativos estavam intimamente ligados a essas áreas (Figura 5). Ao realizar imuno-histoquímica nas mesmas fatias usadas para análise de extravasamento de corante, foi estabelecida uma correlação precisa entre as reações gliais e o extravasamento de corante. Para dados e análises mais detalhados, consulte Nishii et al.7.

Como o FITC-dextrano foi perfundido em uma concentração constante por uma duração idêntica imediatamente antes da fixação da perfusão, a distribuição e a intensidade do corante provavelmente representam com precisão a extensão da quebra da BHE no momento da fixação da perfusão. No entanto, foi demonstrado em um relatório anterior que a fluorescência do FITC-dextrano tende a ser fraca em um modelo BSW de baixa intensidade7. A marcação com azul de Evans por maior duração foi vantajosa, pois pôde detectar mudanças mais sutis na quebra da BHE (Figura 2). No entanto, devido à maior duração da rotulagem, pode ser necessário cuidado ao interpretar imagens fluorescentes do azul de Evans. A concentração sanguínea de azul de Evans foi a mais alta imediatamente após a injeção e diminuiu gradualmente ao longo de algumas horas (Figura 1)11. Especula-se que a intensidade da marcação se correlacionaria com a gravidade e duração da quebra da BHE, bem como com a concentração sanguínea de azul de Evans; no entanto, diminuiria exponencialmente uma vez reparado. Todos esses fatores variam de tempos em tempos e de um experimento para outro. Portanto, uma conclusão não deve ser tirada de uma única imagem de extravasamento de corante, e considerações estatísticas são sempre necessárias.

Dependendo do objetivo do experimento, pode ser interessante alterar o peso molecular, bem como a combinação de corantes. Neste estudo, foi utilizada uma combinação de Evans Blue e FITC-dextrana. Após a ligação com a albumina sérica, o azul de Evans se comportou como um traçador de 69 kDa, e o FITC-dextrano de 40 kDa usado neste estudo mostrou uma extensão semelhante de quebra da BHE como o azul de Evans. A distribuição espaço-temporal da quebra da BHE foi sistematicamente investigada usando uma combinação de corantes que emitem diferentes fluorescências7. Em um estudo anterior que utilizou uma combinação de azul de Evans e fluoresceína de sódio (376 Da), a fluoresceína de sódio, devido ao seu menor peso molecular, poderia rotular uma faixa mais ampla de quebra de BBB após a exposição ao BSW3. Em outros estudos, combinações de azul de Evans e FITC-dextrano de maior peso molecular foram usadas para comparar a extensão da quebra da BHE18,19. Todos os relatórios anteriores administraram azul de Evans e FITC-dextrano quase simultaneamente. O aspecto único do protocolo apresentado aqui é que os dois corantes foram introduzidos em momentos diferentes, permitindo o exame da progressão temporal da quebra da BHE.

A natureza cumulativa do azul de Evans pode ser benéfica em diferentes modelos de quebra BBB. Por registrar a história de colapso da BHE, a compreensão do início e da progressão da doença pode ser facilitada. Os pesquisadores devem estar cientes das características positivas e negativas dos corantes e utilizá-los ao máximo9. Este protocolo tem uma ampla gama de aplicações para vários modelos de quebra BBB.

Divulgações

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Os autores não têm nada a divulgar.

Agradecimentos

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Agradecemos a Mayumi Watanabe pela técnica de criossecção. Este trabalho foi apoiado por uma bolsa de Pesquisa Avançada em Medicina Militar do Ministério da Defesa do Japão.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Solução tampão neutro de formalina a 10%FUJIFILM Wako Chemicals062-01661
Anti GFAP, CoelhoDAKO-AgilentIR524
Anti Iba1, CoelhoFUJIFILM Wako Chemicals019-19741
Anticorpo secundário de adsorção cruzada anti-rato IgG de frango (H + L), Alexa Fluor 488Thermo Fisher ScientificA-21200
Cryo MountMuto Pure Chemicals33351meio de congelamento de tecidos
DomitorOrion Corporationmedetomidina
IgG anti-coelho de burro (H+L) Anticorpo secundário altamente adsorvido cruzado, Alexa Fluor 546Thermo Fisher ScientificA10040
Evans BlueSigma-Aldrich E2129
Falcon 24-well Poliestireno Fundo Plano Transparente Não Tratado Placa de Cultura de Células, com Tampa, Embalada Individualmente, Estéril, 50/CaixaCORNING351147
Isotiocianato de Fluoresceína– peso médio de mol de dextrano 40.000Sigma-Aldrich FD40SFITC-dextran
Prato de Base de Vidro 27mm (Vidro No.1)AGC TECHNO GLASS3910-035Prato de fundo de vidro de 35 mm
IX83 Microscópio InvertidoOLYMPUS
MAS Lâminas de Microscópio de Adesão HidrofílicaMatsunami GlassMAS-04
Matsunami  Tampa de Vidro (No.1)  18 x 18mmMatsunami GlassC018181
Midazolam Injection 10mg [SANDOZ]Sandoz
Paraformaldeído EMPROVE ESSENTIAL DACMerck Millipore1.04005.1000
Bomba PeristálticaATTOSJ-1211 II-H
ROEDOR BRAIN MATRIX
Adult Mouse, 30 g, Coronal		ASI INSTRUMENTSRBM-2000Cbrain slicer
VetorphaleMeiji Saúde AnimalVETLI5butorfanol

Referências

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  1. Sweeney, M. D., Zhao, Z., Montagne, A., Nelson, A. R., Zlokovic, B. V. Blood-brain barrier: From physiology to disease and back. Physiol Rev. 99 (1), 21-78 (2019).
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