Este protocolo permite a quantificação in vivo da complacência venosa e da distensibilidade usando cateterismo e angiografia 3D como procedimento de sobrevida, permitindo uma variedade de aplicações potenciais.
Artigo de método
Quantificando a complacência e a distensibilidade da veia cava inferior em um modelo ovino in vivo usando angiografia 3D
* These authors contributed equally
Neste artigo
Resumo
Resumo
Os enxertos vasculares sintéticos superam alguns desafios de aloenxertos, autoenxertos e xenoenxertos, mas geralmente são mais rígidos e menos complacentes do que o vaso nativo no qual são implantados. A correspondência de complacência com o vaso nativo está emergindo como uma propriedade fundamental para o sucesso do enxerto. O padrão ouro atual para avaliar a conformidade do vaso envolve a excisão do vaso e o teste mecânico biaxial ex vivo . Desenvolvemos um método in vivo para avaliar a complacência e a distensibilidade venosa que reflete melhor a fisiologia natural e leva em consideração o impacto de uma mudança de pressão causada pelo fluxo sanguíneo e por quaisquer alterações morfológicas presentes.
Este método é projetado como um procedimento de sobrevivência, facilitando estudos longitudinais e potencialmente reduzindo a necessidade de uso de animais. Nosso método envolve a injeção de um bolus de soro fisiológico de 20 mL/kg na vasculatura venosa, seguida da aquisição de angiografias 3D pré e pós-bolus para observar alterações induzidas pelo bolus, concomitantemente com medidas de pressão intravascular nas regiões-alvo. Podemos então medir a circunferência e a área da seção transversal do vaso pré e pós-bolo.
Com esses dados e a pressão intravascular, podemos calcular a complacência e a distensibilidade com equações específicas. Este método foi usado para comparar a complacência e a distensibilidade da veia cava inferior em ovinos nativos não operados com o conduto de ovinos implantados com enxerto de politetrafluoretileno expandido (PTFE) de longo prazo. O vaso nativo mostrou-se mais complacente e distensível do que o enxerto de PTFE em todos os locais medidos. Concluímos que este método fornece com segurança medidas in vivo de complacência e distensibilidade venosa.
Introdução
Pacientes com anomalias cardíacas críticas requerem cirurgia reconstrutiva. A maioria das operações reconstrutivas requer o uso de materiais protéticos, incluindo enxertos vasculares. Os possíveis canais para preencher esse espaço incluem materiais sintéticos ou biológicos. Inicialmente, os homoenxertos foram usados como conduto de Fontan, mas desde então foram abandonados devido à alta incidência de calcificação e incidentes de fase aguda1. Atualmente, são utilizados enxertos vasculares sintéticos derivados de polímeros inorgânicos. Permanece o desafio de que esses enxertos sejam menos complacentes do que o vaso nativo no qual são implantados e tenham complicações a longo prazo, como estenose, oclusão e calcificação 1,2,3,4,5.
A estrutura dos enxertos vasculares sintéticos se presta à resistência à tração mecânica, levando à sua complacência invariavelmente menor em comparação com o tecido nativo2. A complacência vascular, que define a mudança de volume do vaso sobre uma mudança na pressão, serve como um indicador da capacidade de resposta de um vaso a cargas mecânicas. A diferença entre o material do enxerto e as propriedades do vaso nativo cria uma incompatibilidade de complacência, que demonstrou interromper os padrões de fluxo sanguíneo, resultando em áreas de recirculação e separação de fluxo 2,6,7,8,9. Esse fenômeno altera a tensão de cisalhamento na parede endotelial e induz hiperplasia intimal 2,7,8,9. Tais respostas podem levar a complicações relacionadas ao enxerto, necessitando de substituição ou reintervenção do enxerto6.
Como a complacência vascular assume um papel fundamental na determinação dos resultados do enxerto, a medição precisa dessa propriedade é essencial. O padrão-ouro atual para medir a complacência vascular é o teste mecânico biaxial tubular ex vivo . Este método envolve a excisão de um enxerto ou vaso de interesse, conectando-o a tubos de látex e pressurizando-o para avaliar o comportamento circunferencial de estiramento por estresse em várias pressões. A conformidade é determinada comparando a pressão com uma medição do diâmetro interno10. No entanto, os métodos ex vivo têm algumas desvantagens. Ao avaliar a funcionalidade dos enxertos implantados pelo método ex vivo , é necessário sacrificar os animais e explantar os enxertos, impossibilitando a realização de exames prolongados. Portanto, desenvolvemos um protocolo de medição de conformidade in vivo .
Nosso grupo se concentra no desenvolvimento de enxertos vasculares de engenharia de tecidos (TEVGs) para uso na cirurgia de Fontan para melhorar a síndrome do coração esquerdo hipoplásico congênito (SHCE). Desenvolvimentos recentes no campo da cirurgia cardíaca congênita melhoraram os resultados pós-operatórios, levando a uma expectativa de vida mais longa. Isso torna as propriedades de longo prazo e o sucesso do conduto vascular implantado cada vez mais cruciais. Atualmente, não existe nenhum modelo animal de SHCE, portanto, avaliamos nossos enxertos em um modelo acelerado de enxerto de interposição de veia cava inferior (VCI) de grandes animais. Embora este modelo não tente criar o fluxo da circulação de Fontan, ele efetivamente recapitula as condições hemodinâmicas únicas. Nosso uso recente deste protocolo in vivo demonstrou diferenças significativas na adesão do enxerto entre nosso TEVG e enxertos convencionais de politetrafluoretileno expandido (PTFE)11. Como este estudo anterior não se concentrou na metodologia, realizamos experimentos adicionais detalhando este novo método in vivo .
Implantamos o enxerto sintético atualmente servindo como padrão de tratamento, composto de politetrafluoretileno expandido (PTFE), em animais de estudo de ovinos Dorset e o comparamos com a VCI nativa em animais controle virgens de cirurgia. Este protocolo foi realizado no grupo PTFE 5-7 anos após o implante de um tubo de PTFE e animais controle não operados de idades variadas. Assim, nas seções subsequentes que descrevem o protocolo e os resultados representativos, ocasionalmente nos referiremos à região de interesse como, por exemplo, o meio da região do enxerto (enxerto médio) do enxerto de interposição da VCI.
Este protocolo nos permite analisar a complacência in vivo do tubo de PTFE, sabidamente não compatível em um ponto de tempo de longo prazo, com o veio nativo. Optou-se por comparar o material padrão clínico, PTFE, com a veia nativa não operada. Selecionamos um ponto de tempo de longo prazo porque o conduíte de PTFE é conhecido por permanecer não compatível e propenso a calcificar, reduzindo ainda mais sua conformidade11. Optou-se por realizar todas as comparações in vivo, pois as alterações hemodinâmicas sistêmicas são refletidas com precisão nas medidas obtidas por meio de métodos in vivo. A partir dessa comparação, verificamos que esse protocolo é capaz de confirmar a não conformidade do PTFE e obter medidas de complacência venosa in vivo de forma segura e reprodutível. Este método foi implementado com sucesso em um estudo publicado para demonstrar diferenças estatisticamente significativas entre condutos de PTFE e enxertos vasculares de engenharia de tecidos (TEVGs) in vivo11.
O objetivo geral deste protocolo é calcular a complacência e a extensibilidade da VCI torácica em um modelo animal ovino de grande porte usando medições in vivo de um procedimento de sobrevivência. Para tanto, visualizamos e medimos as mudanças na circunferência e na área de secção transversa da VCI torácica para um bolo de fluido. Medimos simultaneamente a mudança intravascular na pressão e usamos essas medidas para calcular a complacência e a distensibilidade. O uso de imagens de angiografia 3D nos permite várias vantagens, incluindo a capacidade de ajustar a visualização da imagem após a captura para garantir que nossas medições sejam feitas a partir de uma seção transversal da veia, além de nos permitir medir vários locais ao longo do vaso. As três áreas de interesse neste estudo foram a região do enxerto médio, bem como os dois locais de anastomose adjacentes do enxerto de PTFE e as áreas comparáveis na VCI nativa. Ao realizar experimentos in vivo, há vantagens em avaliar a funcionalidade dos enxertos dentro do fluxo real de sangue e cercados por tecidos e órgãos. Acredita-se que as medições obtidas por meio desse método reflitam a funcionalidade real dos enxertos em um organismo vivo.
O protocolo é dividido em seis seções principais, incluindo preparação pré-procedimento das ovelhas, cateterismo, coleta de dados pré-bolus de linha de base, coleta de dados do estudo, recuperação de animais e análise de dados. Na seção de preparação animal, discutimos sedação, início da anestesia e colocação de equipamentos de monitoramento usados durante o procedimento de cateterismo. Na segunda seção, explicamos o processo de colocação das duas bainhas de cateter necessárias para a aquisição de dados. Para este protocolo, ambas as bainhas são colocadas na veia jugular interna direita (IJV) para permitir que dois cateteres multipista sejam introduzidos no vaso. Um será posicionado na região de interesse para registrar a mudança na pressão e o outro será colocado mais abaixo na veia para injeção de contraste. Uma vez que os cateteres são colocados, um angiógrafo 3D pré-bolus basal é feito para comparação. A coleta de dados do estudo começa com a preparação do bolus salino em um sistema de bolsa pressurizada para administração, fornecendo o bolus salino com registro de pressões intravasculares e fazendo o angiógrafo 3D pós-bolus. Em seguida, descrevemos o processo para facilitar a recuperação dos ovinos após o protocolo. Por fim, discutimos o método para obter as imagens adequadas e medidas transversais para análise e comparação estatística.
Protocolo
O protocolo do estudo foi aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Nationwide Children's Hospital Abigail Wexner Research Institute (AR22-0004). Todos os animais receberam cuidados humanitários em conformidade com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório, publicado pelo National Institutes of Health.
1. Preparação animal
- Peça a uma equipe veterinária que avalie as ovelhas 1 semana antes do cateterismo, incluindo um exame físico e análise dos sinais vitais, para garantir que o animal possa receber anestesia com segurança.
- Jejue o animal durante a noite, ou até 12 h antes do procedimento, para limitar o risco de aspiração do conteúdo estomacal após a indução da anestesia.
- Pressione o botão liga / desliga no painel de controle para ligar o arco cirúrgico e o sistema de angiografia 3D (Figura 1A). Aguarde até que o sistema esteja totalmente carregado.
NOTA: Certifique-se de que a fluoroscopia esteja pausada até que esteja pronta para a imagem e que todo o pessoal esteja usando chumbo protetor. - Prepare a solução salina heparinizada para uso no procedimento adicionando 1 mL de heparina (concentração de 1.000 unidades USP/mL) a 1.000 mL de solução salina a 0,9%.
- Raspe o lado esquerdo do pescoço e esfregue com álcool. Administre sedação injetando uma combinação de cetamina (4 mg / kg), butorfanol (0,1 mg / kg) e diazepam (0,5 mg / kg) na veia jugular esquerda.
- Coloque a ovelha sedada em uma cama de hospital e posicione-a em decúbito esternal para intubação. Intubar com um tubo endotraqueal (TE) de 9-14 mm, com base no tamanho da ovelha, pressionando a língua e a epiglote com um laringoscópio e inserindo o tubo ET na traqueia.
- Posicione as ovelhas em uma posição lateral direita. Conecte o tubo ET a um ventilador e ventile mecanicamente com oxigênio a 100% a 1-3 L/min.
- Mantenha a anestesia com isoflurano inalado a 1-3%. Defina a frequência respiratória em 15-30 respirações/min e o volume corrente final em 8-10 mL/kg.
- Coloque o equipamento de monitoramento padrão, incluindo um manguito de pressão arterial na perna dianteira direita, um clipe de orelha para monitorar a saturação de oxigênio na orelha direita, uma sonda de temperatura no esôfago e um monitor de CO2 expirado no tubo ET. Raspe a lã do aspecto caudal de cada casco entre os ergôs e o calcanhar. Coloque os nódulos de eletrocardiograma (ECG) e prenda os nódulos de ECG com fita adesiva.
- Lubrifique os dois olhos aplicando pomada oftálmica e insira um tubo orogástrico para garantir a evacuação de gases e alimentos.
- Estabeleça uma linha IV na VJI esquerda para permitir a administração de infusão de taxa constante de propofol (IRC) (20-40 mg∙kg-1∙h-1), fluidos de manutenção (10 mL∙kg-1∙h-1) e o bolus salino.
- Posicione as ovelhas em decúbito lateral esquerdo. Raspe o lado direito do pescoço para ter acesso ao local do cateterismo (Figura 2A). Limpe a área com clorexidina e álcool.
- Desconecte-se do equipamento de monitoramento e do ventilador e mova as ovelhas para a mesa do laboratório de cateterismo. Novamente, posicione o animal em decúbito lateral esquerdo (Figura 3A).
- Reconecte ao ventilador e ao equipamento de monitoramento (eletrodos de ECG, sonda de temperatura, manguito de pressão arterial, oxímetro de pulso).
- Mantenha a anestesia durante o procedimento administrando isoflurano inalatório a 1-3% com 100% de O2 e/ou propofol CRI (20-40 mg∙kg-1∙h-1).
NOTA: Avalie o plano da anestesia medindo o movimento do animal, a resposta a estímulos dolorosos, a frequência respiratória, a frequência cardíaca e a pressão arterial. Faça ajustes na sedação conforme apropriado, como usar um bolus de 5-10 mL de propofol para induzir um plano mais profundo de anestesia. - Meça a largura da ovelha na área do coração usando paquímetros grandes. Divida a largura por 2 para definir o transdutor de pressão.
- Limpe assepticamente o local da cirurgia e drapeje-o de forma estéril (Figura 2B, C).
2. Cateterismo
- Mova o arco cirúrgico da posição estacionada para o baú da ovelha e levante a mesa conforme necessário. Pressione os botões 7 e 3 no painel de controle e, em seguida, segure o botão Iniciar para usar as configurações pré-programadas para posicionar automaticamente a mesa e o arco cirúrgico no lado esquerdo da mesa (Figura 1A).
- Acesse o IJV direito usando uma agulha de micropunção de 21 G e uma seringa Luer Slip de 10 cc; acessar a VJI na direção cranial/caudal através da pele enquanto puxa o êmbolo da seringa para trás. Certifique-se de que o sangue seja aspirado para confirmar que a agulha está no vaso (Figura 2A, B).
- Desconecte cuidadosamente a seringa enquanto segura a agulha com firmeza.
- Insira um guia de fio de aço inoxidável (SS) de 0.018 polegadas através da agulha no recipiente aproximadamente na metade. Remova a agulha sobre o fio SS.
- Coloque um dilatador de 5 French (Fr) sobre o fio SS e no recipiente. Remova a parte interna do dilatador e do fio SS. Passe um fio-guia de 0,038 polegada através do dilatador até a metade e remova o dilatador.
- Use um bisturi de 11 lâminas para cortar a pele acima da veia por onde o fio entra. Passe uma bainha de 9 Fr sobre o fio-guia e no recipiente. Remova a seção interna da bainha e o fio-guia.
- Confirme a colocação adequada da bainha aspirando sangue e, em seguida, lavando a bainha com solução salina heparinizada.
- Repita as etapas 2.2-2.7 para que haja duas bainhas de 9-Fr no IJV direito.
- Administre 150 U/kg de heparina através do IV para evitar a coagulação.
- Use o pedal para iniciar a fluoroscopia (Figura 1B). Insira um cateter Judkins Right (JR) através da bainha, seguindo a VCI torácica através do diafragma até a VCI abdominal.
- Passe um fio de Rosen pelo cateter JR até atingir a VCI abdominal e a ponta emergir do cateter JR. Enquanto segura o fio Rosen no lugar, remova cuidadosamente o cateter JR.
- Repita as etapas 2.10-2.11 com a segunda bainha.
- Passe um cateter Multitrack de 7 Fr sobre cada fio Rosen.
- Sob orientação de fluoroscopia, coloque um cateter angiográfico multipista na VCI abdominal para injeção de contraste.
- Usando fluoroscopia, coloque outro cateter angiográfico multipista na região específica de interesse (por exemplo, o centro do enxerto) para medição da pressão (Figura 2C).
Figura 1: Painel de controle. (A) Painel de controle do sistema de angiografia 3D (B) Pedais de fluoroscopia Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Cateterismo animal. (A) O principal local cirúrgico, preparado para o cateterismo. (B) Técnica para visualização da veia jugular interna direita (setas pretas). (C) Dois cateteres angiográficos multipistas são colocados através da veia jugular interna direita (seta azul: medida da pressão no enxerto; seta vermelha: injeção de contraste na VCI abdominal; seta branca: fios rígidos). Abreviatura: IVC = veia cava inferior. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
3. Reunindo os pré-dados
- Conecte o multipista centralizado na região de interesse ao transdutor de pressão usando uma torneira de três vias. Com a torneira aberta para a multipista, puxe para trás com uma seringa de 10 mL até que as bolhas de ar sejam removidas e o sangue seja visto.
- Com a seringa de 10 mL virada de cabeça para baixo, devolva o sangue às ovelhas com cuidado para não empurrar o ar de volta para a multipista. Lave o multitrack com solução salina heparinizada.
- Vire a posição desligada da torneira para a seringa de modo que o transdutor de pressão e o multitrack fiquem abertos um para o outro.
- Prepare o injetor de contraste adicionando um agente de contraste. O volume mínimo para uma angiografia 3D é de 60 mL e o contraste total não pode exceder 5 mL/kg ou 250 mL.
- Conecte o injetor de contraste ao multitrack centralizado na VCI abdominal. Usando o injetor de contraste, gire o botão no sentido anti-horário lentamente para puxar as bolhas de ar do multitrack até que o sangue seja visto. Gire o botão no sentido horário para empurrar o contraste lentamente para a frente no multitrack.
- Use fluoroscopia para confirmar quando o contraste atingiu a ponta do multitrack.
- Pegue o contraste total usado para o angiograma 3D e divida por 5 para obter mL / s. Defina o aumento da taxa para 0 e 600 psi.
- Defina o arco cirúrgico para o modo pré-programado clicando no botão Programa na parte superior direita da tela e no botão 3D DSA 110 8'' (Angiografia 3D com SID de 110 cm e Field View em 8 polegadas).
- Afaste todos os objetos e pessoas da frente ou dos lados da mesa. Inicie o programa C-Arm clicando no botão número 3 no painel de controle. Posicione a região alvo (por exemplo, enxerto médio) no centro do plano xy (Figura 3A-C).
- Avance para o segundo programa clicando no botão numerado 4 no painel de controle. Ajuste a altura da mesa de acordo com o centro da região de interesse.
- Pressione o botão numerado 5 e tire a imagem de teste.
- Pré-teste a amplitude de movimento do arco cirúrgico clicando no botão Confirmar condições | Início (Figura 3D,E).
- Peça ao anestesiologista para manter a ventilação e fazer uma angiografia rotacional 3D com injeção de contraste, iniciando o programa com o pedal de aquisição do meio. Medir e registrar simultaneamente a pressão média da região alvo.
Figura 3: Posicionamento do braço em C e amplitude de movimento. (A) Posicionamento das ovelhas para o início do procedimento (B) Primeira posição para o programa de angiografia 3D (C) Arco C movido no eixo xy (D) Braço C movido no eixo z (E) Arco C completando o teste de giro com amplitude total de movimento. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
4. Administração do bolo salino e coleta de dados
- Prepare 20 mL/kg de soro fisiológico a 0,9%.
- Para preparar a bolsa pressurizada em bolus, adicione uma bolsa de 1.000 mL de solução salina a 0,9% em uma unidade de bolsa pressurizada. Use uma segunda unidade, se necessário, para atingir o volume total a ser administrado.
- Aperte o bulbo de enchimento até que o manômetro suba para a zona verde, imediatamente antes da linha vermelha (pressão 250-300 mmHg). Lave a solução salina através da linha e remova as bolhas de ar.
- Conecte a bolsa salina pressurizada a uma bainha de 9 Fr e mantenha 250-300 mmHg para manter uma velocidade constante do bolus. Deixar fluir até que os ovinos tenham recebido um bolo alimentar equivalente a 20 ml/kg ou a pressão média atinja 15 mmHg.
- Enquanto o bolo está fluindo, registre as pressões intravasculares da região-alvo a cada minuto.
- Tenha o arco cirúrgico pronto para uma segunda angiografia rotacional 3D repetindo as etapas 3.9-3.12. Assim que o bolo terminar, antes que a pressão comece a cair, faça a segunda angiografia 3D e a medição simultânea da pressão intravascular iniciando conforme descrito na etapa 3.13.
5. Recuperação
- Após a conclusão da imagem, coloque o arco cirúrgico de volta na posição estacionada pré-programada digitando o número 77 e segurando o botão Iniciar até que o arco cirúrgico se posicione.
- Remova os cateteres de angiografia multipista e os fios de Rosen.
- Remova ambas as bainhas enquanto aplica pressão direta sobre os locais de inserção com um adesivo de hemostasia por pelo menos 7 min para parar o sangramento.
- Enrole um rolo estéril de gaze ao redor dos adesivos e do pescoço, de modo que o envoltório fique seguro para manter a pressão, mas não muito apertado para correr o risco de cortar a circulação ou impedir a respiração.
- Desligue os anestésicos (isoflurano e/ou propofol CRI).
- Mantenha as ovelhas no ventilador com 100% de O2 até que respirem consistentemente por conta própria.
NOTA: Os sinais de que a ovelha está acordando incluem movimento, piscar, resposta a estímulos dolorosos, tônus da mandíbula ou tentativas de mastigar e respirar sem a ajuda de um ventilador. - Assim que a ovelha for capaz de respirar por conta própria, extube (remova o tubo ET) e remova o tubo orogástrico.
- Remova todo o equipamento de monitoramento e transfira as ovelhas para uma cama de hospital. Mova-o de volta para a sala de alojamento.
- Ajude as ovelhas a permanecerem em decúbito esternal ou ao tentar ficar em pé até que as ovelhas consigam manter o equilíbrio por conta própria. Evite que eles batam nas paredes.
- Quando eles parecerem acordados o suficiente, dê pequenas quantidades de feno ou grãos.
6. Análise dos dados
- Exporte os dados brutos originais de angiografia 3D do software de imagem de angiografia no formato de arquivo DICOM.
- Inicie o software DICOM viewer. Arraste e solte o arquivo de angiografia 3D no visualizador para abrir (Figura 4A).
- No software DICOM viewer, selecione a ferramenta 3D MPR (Multi-Planar Reconstruction) para gerar uma visão reconstruída em 3D dos dados da angiografia. Isso apresentará três vistas 2D distintas de três ângulos diferentes: planos axial, sagital (Figura 4B) e coronal (Figura 4C).
- Ajuste o posicionamento e a orientação da região-alvo nos planos sagital e coronal para obter a posição vertical desejada, colocando a região-alvo no centro e girando a direção das linhas de referência em cada plano com uma ferramenta manual (Figura 4D).
- Utilize a ferramenta lápis no visualizador DICOM para delinear a parede do vaso na visualização axial da região alvo (Figura 4E). O software calcula e mostra automaticamente a área e o perímetro (Circunferência) da região no meio da vista axial.
- Utilize a equação (1) para calcular a complacência, onde A é a área da seção transversal (cm2) e P é a pressão (mmHg):
Características (1) - Empregue a equação (2) para calcular a extensibilidade onde C é a circunferência (cm) e P é a pressão (mmHg):
(2)
Figura 4: Análise de dados no visualizador DICOM. (A) Dados brutos do angiograma 3D carregados no visualizador DICOM. (B) A seção sagital do enxerto. (C) A seção coronal. (D) Uma seção transversal verdadeira é visualizada após o ajuste do ângulo nas seções sagital e coronal. (E) A ferramenta lápis é usada para delinear o vaso alvo para fazer medições da circunferência e da área da seção transversal. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Resultados
Realizamos com sucesso este procedimento com mais de 25 ovelhas. É importante ressaltar que não houve casos de morbidade e mortalidade relacionados a esse procedimento. Todas as ovelhas exibiram recuperações sem complicações. Esses resultados representativos foram obtidos de três ovelhas implantadas com enxertos de PTFE e três ovelhas nativas não operadas. A Figura 5 fornece as medidas de pressão intravascular realizadas em ambos os grupos de animais do estudo durante o protocolo. Esses valores são importantes para os cálculos de complacência e distensibilidade, mas também para demonstrar a segurança desse protocolo, pois mantemos a mudança na pressão intravascular abaixo de 15 mmHg.
Figura 5: Pressões intravasculares para equações de complacência e distensibilidade. (A) Representação gráfica das medidas absolutas de pressão intravascular feitas na área do enxerto médio, ou área correspondente do vaso nativo, durante o curso da administração do bolus. (B) Tabela resumo das mudanças de pressão intravascular para cada animal do estudo. Esses valores foram utilizados nos cálculos de complacência e distensibilidade. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
A Figura 6A, B são imagens representativas das medições do visualizador DICOM nos grupos nativo e PTFE. A figura demonstra a mudança na circunferência observada nos ovinos nativos em resposta ao bolo alimentar, o que não é observado no grupo PTFE. A partir das medidas, calculamos a complacência e a distensibilidade, que são apresentadas na Figura 6C. Esses valores foram então representados graficamente e analisados estatisticamente. A comparação da complacência e distensibilidade entre ovinos nativos e ovinos de PTFE demonstra que os vasos de ovinos nativos são mais complacentes e distensíveis do que os enxertos de PTFE. Todas as diferenças observadas tenderam à significância estatística, sendo que apenas as comparações de complacência distal e complacência proximal foram estatisticamente significativas (p < 0,05).
Figura 6: Resultados representativos. (A) Imagens representativas da circunferência do vaso nativo medidas no visualizador DICOM pré e pós-bolus. Um contorno circunferencial (verde) foi traçado no visualizador DICOM. Os valores da circunferência e da área da seção transversal (texto verde em caixa) foram gerados automaticamente pelo visualizador DICOM. (B) Imagens representativas da circunferência do enxerto de PTFE medida no visualizador DICOM pré e pós-bolus. Um contorno circunferencial (verde) foi traçado no visualizador DICOM. Os valores da circunferência e da área da seção transversal (texto verde em caixa) foram gerados automaticamente pelo visualizador DICOM. (C) Tabela de complacência e distensibilidade calculadas para cada animal do estudo em cada local do recipiente. Os valores negativos de complacência e distensibilidade foram ajustados para zero. (D) Representação de dados de conformidade e distensibilidade. A normalidade dos dados foi testada antes de todas as comparações estatísticas. Os valores de complacência e distensibilidade foram analisados com um teste t de Student não pareado, onde a correção de Welch foi aplicada para todas as medidas, exceto para complacência distal. Os valores de complacência distal e proximal foram significativamente maiores no grupo nativo em comparação com o grupo PTFE (distal: p = 0,0485, proximal: p = 0,0247). A adesão do enxerto médio não foi estatisticamente significativa entre os grupos, mas a adesão do enxerto médio nativo foi sempre maior do que a do PTFE. Abreviatura: PTFE = politetrafluoretileno. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Discussão
A complacência e a distensibilidade são propriedades-chave para a função dos vasos sanguíneos, servindo como indicadores de possíveis complicações e intervenções. Quantificar e comparar com precisão as alterações nesses parâmetros é importante para avaliar a eficácia do enxerto. Nosso método in vivo supera as limitações da análise ex vivo e mantém resultados comparáveis. Comparando nossos dados in vivo com os dados ex vivo apresentados por Blum et al., ambos os métodos demonstram diferenças marcantes entre o material de enxerto sintético de interesse e a veia nativa10. Nossa significância estatística foi limitada pelo baixo tamanho da amostra. Apesar de seu foco em um conduto de enxerto diferente, achamos que os protocolos são cientificamente comparáveis em relação às saídas de dados, sendo o método in vivo preferível pelas razões mencionadas anteriormente.
Várias etapas críticas neste procedimento requerem atenção cuidadosa, particularmente na inserção do cateter e administração em bolus. Se o acesso à veia for um desafio, ajustar o ângulo da cabeça da ovelha ou usar auxiliares de posicionamento pode ser benéfico. A colocação do cateter JR na área precisa de interesse pode ser facilitada usando um fio deslizante. Outra etapa crítica pode ocorrer ao trocar as bolsas salinas devido a uma grande necessidade de bolus. Uma troca rápida é essencial para evitar flutuações significativas da pressão intravascular. Para evitar esse problema, preparamos as duas bolsas salinas para corresponder exatamente ao volume necessário e conectamos ambas à bainha com uma torneira. Antes do início do bolus, pressurizamos ambas as bolsas, reduzindo o tempo necessário para a transição de fluxo de uma bolsa para a outra. É crucial manter uma abordagem eficiente em termos de tempo, pois períodos prolongados de anestesia podem afetar negativamente a recuperação dos ovinos.
É fundamental testar o alcance do arco cirúrgico antes de iniciar o protocolo. Ao testar o arco cirúrgico, certifique-se de que ele centralize a região de interesse com precisão. O reposicionamento adequado do arco cirúrgico garantirá a visualização completa da área de interesse na imagem final. O tempo é fundamental para obter imagens do bolo alimentar de forma eficaz. Inicie a sequência de imagem assim que a bolsa pressurizada for esvaziada. Garantir que o giro de teste do arco cirúrgico seja feito antes da administração do fluido pode ajudar a capturar esse momento crítico.
É importante observar que a angiografia 2D não é um substituto adequado para a angiografia 3D. As equações de complacência e distensibilidade requerem valores precisos de área e circunferência da seção transversal, que a imagem 2D não pode fornecer devido aos ângulos naturais dos vasos e variações na morfologia. A ultrassonografia intravascular, embora considerada, é tecnicamente desafiadora e carece de ajuste pós-captura.
Este método é atualmente aplicável à vasculatura venosa e exigirá modificação antes de ser aplicado à circulação arterial. As aplicações potenciais deste método incluem a comparação de materiais transplantados ou enxertos no sistema venoso, bem como a avaliação longitudinal das alterações de complacência associadas ao envelhecimento. Antes da administração de um bolus de fluido, o método atual usando angiografia 3D não eliminou o efeito da pulsatilidade da VCI dos batimentos cardíacos.
Divulgações
Este estudo foi patrocinado em parte pela Gunze Ltd.
Agradecimentos
Este trabalho foi apoiado por R01 HL163065 e W81XWH1810518. Estendemos nossa gratidão à equipe dedicada do Animal Research Core. Também desejamos expressar nossa gratidão a Carmen Arsuaga por sua inestimável experiência e cuidado vigilante durante todo o estudo.
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| 0.035" x 260 cm Rosen Curved Wire Guide | Cook Medical | G01253 | Guia para segurar caths de troca de colocação (Multi-track, IVUS, etc) |
| 0.035"x 150 cm Glidewire | Terumo | GR3507 | Guia para cateterismo JR |
| 0.9% Cloreto de Sódio Salino | Baxter Healthcare Corporation | NCH farmácia | Para diluir norepinferina, monitoramento de pressão |
| 10.0 Tubo endotraqueal | Coviden | 86117 | Para garantir as vias aéreas |
| 16 G IV cateter | BD | 382259 | Para administrar fluidos e drogas anestésicas |
| 22 G IV cateter | BD | 381423 | Para pressão arterial invasiva |
| 5Fr x .35" JR2.5 | Cook Medical | G05035 | Guia para fio rosen álcool |
| isopropílico 70% | Aspen Vet | 11795782 | Solução de limpeza tópica |
| 7Fr x 100 cm Multi-track | B. Braun | 615001 | Pressão de coleta, Administrando contraste para localização intravascular específica |
| 9Fr Bainha introdutora | Terumo | RSS901 | Acesse o cateter através da pele até o vaso para que os fios passem pelo |
| cartucho ACT | Abbot Diagnostics | 03P86-25 | Tempo de coagulação ativado |
| Seringa angiográfica com espigão de enchimento | Guerbet | 900103S | Para injetor de contraste |
| Saco decantador | Advance Medical Designs, LLC | 10-102 | Punções saco de solução salina para derramar e encher tigela estéril com solução salina |
| Butorfanol | Zoetis | NCH farmácia | Medicamento de sedação: Concentração 10 mg/mL, Dosagem 0,1 mg/kg |
| Pacote de pesquisa de cateterismo | Cardinal Health | SAN33RTCH6 | Pacote de cateterismo com suprimentos diversos |
| Cetacaine | Cetylite | 220 | Spray anestésico tópico |
| Chloraprep | BD | 930825 | Solução de limpeza tópica |
| Solução de clorexidina 2% | Vedco INC | VINV-CLOR-SOLN | Solução de limpeza tópica |
| Bandagem elástica em conformidade | Coviden | 2232 | Envoltório de pescoço para evitar sangramento |
| Tubo de conexão | Deroyal | 77-301713 | Conecta a porta t a linhas de fluidos/medicamentos |
| Diazepam | Hospira Pharmaceuticals | NCH farmácia | Medicamento de sedação: Concentração 5 mg/mL, Dosagem 0,5 mg/kg |
| Pontos de monitoramento de eletrocardiograma | 3M | 2570 | |
| Conjunto de administração de fluidos | Alaris | 2420-0007 | |
| Conjunto de aquecimento de fluidos | Carefusion | 50056 | |
| Hemcon Patch | Tricol Biomedical | 1102 | Patch para hemostasia |
| Heparina | Hospira, Inc | NCH farmácia | Angicoagulante: 1.000 unidades USP/mL |
| Infinix-i INFX-8000C | Toshiba Medical Systems | 2B308-124EN*E | Sistema de angiografia intervencionista |
| Transdutor de pressão invasivo | Medline | 23DBB538 | Para pressão arterial invasiva |
| Isoflurano | Baxter Healthcare Corporation | NCH farmácia | Anestésico usado na sala de preparação |
| Cetamina | Hospira Pharmaceuticals | NCH farmácia | Medicamento de sedação: Concentração 100 mg / mL, Dosagem 4 mg / kg |
| Geléia lubrificante | MedLine | MDS0322273Z | ET lubrificante de tubo |
| Micropuntura Conjunto Introdutor | Cook Medical | G47945 | Acesso através da pele ao vaso |
| Agulha e seringas | Cardinal Health | 309604 | Para sedação |
| Injeção de bitartarato de norepinferina, USP | Baxter Healthcare Corporation | NCH farmácia | 1 mg/mL |
| Optiray 320 | Liebel-Flarsheim Company, LLC | NCH farmácia | Contraste |
| Optixcare | Aventix | OPX-4252 | Lubrificante da córnea |
| OsiriX MD | Pixmeo SARL-DICOM | Viewer and Analysis software | |
| Bolsa infusora de pressão | Carefusion | 64-10029 | Para manter a pressão arterial invasiva |
| Propofol | Fresenius Kabi | NCH farmácia | Droga anestésica: Concentração 10 mg/mL, Dosagem 20-45 mg· kg-1· h-1 |
| Sutura de seda 3-0 | Ethicon | C013D | Para fixar o cateter IV |
| Maca SoftCarry | Four Flags Over Aspen | SSTR-4 | |
| Tubo de estômago | Jorgensen Lab, INC | J0348R | Para liberar sucos e gases gástricos e prevenir inchaço |
| T-port | Medline | DYNDTN0001 | Conecta-se ao cateter IV |
| Bolsa de drenagem de urina | Coviden | 3512 | Conecta-se ao tubo do estômago para coletar sucos gástricos |
| Manta | de aquecimentoLaboratório Jorgensen, INC | J1034B |
Referências
- Hagler, D. J., et al. Fate of the Fontan connection: Mechanisms of stenosis and management. Congenit Heart Dis. 14 (4), 571-581 (2019).
- Nezerati, R. M., Eifert, M. B., Dempsey, D. K., Cosgriff-Hernandez, E. Electrospun vascular grafts with improved compliance matching to native vessels. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 103 (2), 313-323 (2015).
- Bates, O., Semple, T., Krupickova, S., Bautisa-Rodriguez, C. Case report of a Gore-Tex TCPC conduit dissection causing severe stenosis. Eur Heart J Case Rep. 5 (11), 1-6 (2021).
- Sathananthan, G., et al. Clinical importance of Fontan Circuit thrombus in the adult population: Significant association with increased risk of cardiovascular events. Can J Cardiol. 35 (12), 1807-1814 (2019).
- Kumar, P., Bhatia, M. Computed tomography in the evaluation of Fontan Circulation. J Cardiovasc Imaging. 29 (2), 108-122 (2021).
- Abbott, W. M., Megerman, J., Hasson, J. E., L'Italien, G., Warnock, D. F. Effect of compliance mismatch on graft patency. J Vasc Surg. 5 (2), 376-382 (1987).
- Weston, M. W., Rhee, K., Tarbell, J. M. Compliance and diameter mismatch affect the wall shear rate distribution near an end-to-end anastomosis. J Biomech. 29 (2), 187-198 (1996).
- Ballyk, P. D., Walsh, C., Butany, J., Ojha, M. Compliance mismatch may promote graft-artery intimal hyperplasia by altering suture-line stress. J Biomech. 31 (3), 229-237 (1997).
- Lemson, M. S., Tordoir, J. H. M., Daemen, M. J. A. P., Kitslaar, P. J. E. H. M. Intimal hyperplasia in vascular grafts. Eur J Vasc Endovasc Surg. 19 (4), 336-350 (2000).
- Blum, K. M., et al. Tissue engineered vascular grafts transform into autologous neovessels capable of native function and growth. Commun Med. 2, 3(2022).
- Turner, M. E., et al. Tissue engineered vascular grafts are resistant to the formation of dystrophic calcification. Nat Commun. 15, 2187(2024).
Reimpressões e permissões
