Descrevemos um protocolo para isolar células microgliais do hipotálamo de camundongo (ou pequenas estruturas cerebrais equivalentes) usando classificação de células ativadas magneticamente (MACS), em um tempo relativamente curto. A microglia hipotalâmica classificada por MACS pode ser usada para análise ex vivo e pode ser plaqueada para realizar ensaios in vitro .
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Artigo de método
Isolamento da microglia hipotalâmica do cérebro de camundongo adulto recém-perfundido por classificação de células ativadas por magnetismo
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Resumo
Resumo
A microglia, como macrófagos residentes do cérebro, é essencial para manter a homeostase cerebral. Eles moldam os circuitos neuronais durante o desenvolvimento, pesquisam seu ambiente em busca de detritos ou células mortas, bem como respondem a infecções e lesões no cérebro, entre muitas outras funções. No entanto, seu importante papel no neurodesenvolvimento e na plasticidade e fisiopatologia sináptica não foi totalmente definido, destacando a necessidade de mais investigações. Para obter uma compreensão mais abrangente do papel da microglia nesses processos, precisamos isolar a microglia e caracterizá-la geneticamente, metabolicamente e funcionalmente. No entanto, o isolamento da microglia de camundongos adultos, especialmente de pequenas estruturas cerebrais, é um desafio, pois eles representam uma pequena porcentagem do total de células cerebrais, e o rendimento da microglia isolada costuma ser muito baixo. Aqui, o isolamento magnético da microglia usando microesferas CD11b + nos permite classificar as células microgliais do hipotálamo de um cérebro de camundongo adulto recém-perfundido. O método atual nos permite alcançar pureza e rendimento relativamente altos em um curto período, mantendo a viabilidade celular.
Introdução
A microglia corresponde a 5-20% do total de células neurais e são as únicas células gliais que se originam de progenitores eritromieloides no saco vitelino e começam a colonizar o cérebro em desenvolvimento por volta do dia embrionário E9.5 1,2. São células de vida longa com a capacidade de se auto-renovar lentamente, independentemente das células derivadas da medula óssea3. Como algumas das células mais altamente dinâmicas, elas são capazes de adquirir diversos fenótipos em resposta a pistas contextuais e ambientais 2,4. Entre os sinais capazes de modular sua atividade, os danos ao sistema nervoso central (SNC), a atividade neuronal, bem como os nutrientes, são os mais potentes. Um crescente corpo de pesquisas demonstrou o papel fundamental da microglia em lesões, doenças neurodegenerativas e obesidade 2,5,6. No entanto, o papel preciso da microglia nos processos fisiológicos e na fisiopatologia requer mais estudos. Portanto, sua caracterização transcricional, metabólica e funcional em diferentes condições é de grande importância e requer seu isolamento, uma vez que estudos in situ são apropriados para localização de DNA, RNA e proteínas e comparações qualitativas, bem como caracterização morfológica da microglia.
Existem várias técnicas descritas para o isolamento da microglia, entre as quais estão o método do gradiente de Percoll7, a classificação de células por citometria de fluxo (FACS) 8 e a classificação de células ativadas magneticamente (MACS). A seleção do método apropriado depende dos objetivos do estudo e do nível de pureza necessário para aplicações a jusante. O isolamento da microglia pura do cérebro de camundongos adultos, especialmente de pequenas estruturas cerebrais como o hipotálamo, é um desafio devido ao número limitado de células microgliais. A dissociação suave automatizada do hipotálamo usando a tecnologia Miltenyi permite a purificação de um rendimento relativamente alto da microglia em um curto espaço de tempo com a capacidade de processar até oito amostras ao mesmo tempo com um gentleMACS Octo Dissociator.
A homogeneização do tecido é seguida pela purificação da microglia usando a tecnologia baseada em coluna MACS e os grânulos CD11b + de tamanho nanomagnético supermagnético. Portanto, todas as amostras são processadas exatamente da mesma maneira, produzindo células CD11b + intactas. Vale ressaltar que o CD11b não está presente exclusivamente na microglia, mas também é expresso em outras células da linhagem mieloide, incluindo macrófagos e monócitos9. Para limitar isso, a perfusão cerebral com solução salina gelada antes da extração do hipotálamo (consulte a etapa 2.6 do protocolo) garante a eliminação da maioria das células mieloides, deixando apenas uma fração potencialmente pequena de macrófagos residentes ou aderidos aos vasos sanguíneos. Os macrófagos e monócitos residentes de um SNC saudável em estado estacionário constituem uma pequena porcentagem do total de células imunes cerebrais (~ 10% e <2%, respectivamente) 10 , 11 . Portanto, quando as células cerebrais são classificadas com esferas CD11b +, tanto a microglia quanto os macrófagos podem ser isolados, embora a grande maioria seja microglia.
O rendimento final da microglia e a manutenção de sua viabilidade nos permitem realizar ensaios ex vivo, bem como in vitro, com a vantagem de analisar regiões cerebrais específicas de interesse. As evidências mais recentes mostraram que a população de micróglias é altamente heterogênea, representando a expressão gênica específica da região e características morfológicas e função 2,12,13. Portanto, o protocolo atual visa isolar e analisar a micróglia adulta de maneira específica da região. De fato, podemos caracterizar os perfis genéticos, transcricionais e translacionais da microglia hipotalâmica adulta usando métodos como RT-qPCR e sequenciamento de RNA, bem como realizando análises funcionais in vitro.
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Protocolo
Todos os experimentos em animais descritos foram conduzidos em estrita conformidade com as recomendações da União Europeia (2013/63/UE) e foram aprovados pelo comitê de ética local da Universidade de Bordeaux (CEEA50) e pelo Ministério Francês de Ensino Superior, Pesquisa e Inovação (resumo não técnico do projeto aprovado NTS-FR-619193 v.1, 23-12-2022).
O protocolo a seguir é realizado em camundongos C57BL/6 adultos com idade média de 2 a 4 meses. No entanto, pode ser realizado em todas as idades e condições de camundongos, levando em consideração que a paisagem celular imune do SNC pode ser alterada e a porcentagem de macrófagos e monócitos residentes pode ser aumentada (por exemplo, no envelhecimento e neurodegeneração).
1. Preparação das soluções
NOTA: Os seguintes volumes e soluções referem-se estritamente ao isolamento de células Cd11b+.
- Determine o volume total de D-PBS/0,5% de albumina de soro bovino (BSA) necessário com base no número de amostras. Prepare a solução usando o D-PBS disponível comercialmente com cálcio e magnésio e pó de BSA (consulte a Tabela de Materiais).
- Prepare os tubos de dissociação rotulados (C-Tubes) e encha cada um com 1.900 μL de tampão Z, fornecido no kit de dissociação do tecido cerebral adulto (consulte a Tabela de Materiais). Descongele as enzimas e mantenha-as no gelo, juntamente com todos os tampões necessários nas etapas a seguir.
- Prepare e coloque o volume apropriado de 1x solução salina tamponada com fosfato (PBS) (consulte a Tabela de Materiais) necessário para a perfusão (etapa 2.6) no gelo. Calcule 10 mL para cada animal mais 10% em excesso.
- Para análise de RT-qPCR, prepare tampão qPCR por amostra: 2,5 μL de tioglicerol + 250 μL de tampão de lise, usando um kit disponível comercialmente para purificar o RNA (consulte a Tabela de Materiais).
- Para quantificação de proteínas, prepare o tampão de lise diluindo o coquetel de inibidores de fosfatase e o coquetel de inibidores de protease 1:100 em um tampão de extração de mamíferos (consulte a Tabela de Materiais).
- Para a detecção de Espécies Reativas de Oxigênio (ROS) e ensaio de fagocitose, prepare 1x HBSS a partir do 10x HBSS disponível comercialmente (consulte a Tabela de Materiais). Em seguida, prepare o buffer FACS adicionando 0,2% BSA a 1x HBSS.
2. Remoção do cérebro
- Sedar o animal com uma dose de 20 mg/kg de xilazina; Em seguida, eutanasiar o camundongo com uma overdose de 400 mg / kg de pentobarbital e colocá-lo em decúbito dorsal em uma bandeja de dissecação.
NOTA: Outras combinações anestésicas para sacrificar o animal também podem funcionar. - Encha uma seringa de 10 mL com 10 mL de 1x PBS gelado e coloque-a em uma agulha borboleta 21 G.
- Uma vez que o camundongo esteja completamente anestesiado (verifique beliscando as patas para garantir a falta de resposta), a respiração interrompida e o coração esteja em fibrilação, cubra a pele com uma pinça e abra a cavidade torácica com uma tesoura, ao nível das últimas costelas e do esterno.
- Use a tesoura para fazer um corte profundo ao longo das laterais da caixa torácica em direção ao topo da caixa torácica para expor o coração.
- Insira a agulha 21 G na parte distal do ventrículo esquerdo (certifique-se de que aproximadamente 1/3 da agulha esteja dentro do ventrículo). Faça imediatamente uma incisão no átrio direito usando a tesoura.
- Infunda 10 mL de 1x PBS gelado para limpar o cérebro de quaisquer células imunológicas circulantes.
NOTA: Verifique visualmente o cérebro para garantir que esteja limpo e bem perfundido. - Corte a cabeça do rato, extraia cuidadosamente o cérebro e coloque-o em uma placa de Petri cheia de gelo e coberta com papel alumínio.
NOTA: A placa de Petri e a folha ajudam a ver os pedaços do cérebro. É benéfico manter um ambiente fresco durante o corte das peças cerebrais para limitar as atividades metabólicas. - Isole o hipotálamo usando uma pinça e corte-o em pedaços pequenos com lâminas de barbear.
- Para identificar e dissecar o hipotálamo, coloque o cérebro de cabeça para baixo de modo que o córtex fique ventral e o hipotálamo visível dorsalmente na superfície superior. Separe o hipotálamo, que está localizado na parte inferior do cérebro em ambos os lados do terceiro ventrículo, usando uma pinça curva. O peso médio do hipotálamo de camundongos C57BL/6 adultos é de 15 mg.
NOTA: Os pedaços de cérebro devem ser o menor possível (<0,5 mm). Cortar em pedaços pequenos é uma etapa crítica, pois permite uma melhor dissociação e um maior rendimento de células.
- Para identificar e dissecar o hipotálamo, coloque o cérebro de cabeça para baixo de modo que o córtex fique ventral e o hipotálamo visível dorsalmente na superfície superior. Separe o hipotálamo, que está localizado na parte inferior do cérebro em ambos os lados do terceiro ventrículo, usando uma pinça curva. O peso médio do hipotálamo de camundongos C57BL/6 adultos é de 15 mg.
- Colete os pedaços do hipotálamo em tubos de dissociação (tubos C) previamente preenchidos com 1.900 μL de tampão Z (etapa 1.2).
NOTA: Para ter um bom rendimento de células microgliais suficiente para realizar ensaios, agrupe um mínimo de dois (para quantificação de proteínas) ou três (para qPCR e RNAseq) hipotálamos por tubo.
3. Dissociação tecidual
NOTA: Todas as etapas devem ser executadas no gelo. Não vórtice a suspensão celular em nenhuma etapa; misture cuidadosamente apenas com uma pipeta de 1.000 μL.
- Preparar a mistura enzimática 2 de acordo com a Tabela 1 (calculando o volume total para todos os tubos + 10% em excesso). Em cada tubo C, adicione 50 μL da enzima contida na mistura 1 (ver Tabela 1) e 30 μL da mistura enzimática 2. Todas as enzimas são fornecidas no kit de dissociação do tecido cerebral adulto (consulte a Tabela de Materiais).
- Feche os tubos C e coloque-os de cabeça para baixo no dissociador com os suportes de aquecimento de acordo com as instruções do fabricante. Execute o programa 37C_ABDK_02.
- Prepare tubos de pressão de 15 mL (consulte a Tabela de Materiais) com filtros de 70 μm em cima deles. Molhe o filtro com 2 mL de D-PBS.
- Quando o programa de dissociação/digestão terminar, esvazie o tubo C no filtro e raspe com uma ponta de 200 μL para reduzir a perda celular, aumentando a filtração celular e reduzindo a aderência do homogeneizado de tecido no filtro.
- Lave o tubo com 2 x 5 mL de D-PBS, esvazie as lavagens no filtro e raspe com uma ponta de 200 μL entre as lavagens.
- Centrifugar a 300 × g durante 10 min a 4 °C e aspirar completamente o sobrenadante. Ressuspenda cuidadosamente o pellet celular com o volume apropriado de D-PBS frio de acordo com a Tabela 1.
- Misture imediatamente cuidadosamente com 450 μL de reagente de gradiente de densidade (Solução de Remoção de Detritos, consulte a Tabela de Materiais) e cubra muito suavemente com 2 mL de D-PBS frio (consulte a Tabela 1).
NOTA: Para obter as diferentes camadas de gradiente de densidade, o D-PBS deve ser sobreposto suavemente gota a gota, com o mínimo de "perturbação" possível, 1 mL de cada vez com uma pipeta de 1 mL. - Centrifugue a 3.000 × g durante 10 min a 4 °C com aceleração lenta e travão lento (se 9 for equivalente a cheio, utilizar 5).
- Três fases são formadas. Aspire as duas fases superiores completamente e descarte-as. Certifique-se de não aspirar a terceira fase inferior.
- Encha com 1800 μL de D-PBS frio e inverta suavemente o tubo 3 vezes.
- Centrifugar a 1.000 × g durante 10 min a 4 °C com aceleração total e travão total e aspirar completamente o sobrenadante. Ressuspenda cuidadosamente o pellet celular pipetando lentamente para cima e para baixo com 2 mL de D-PBS / BSA.
4. Isolamento magnético de células CD11b +
- Centrifugar a 300 × g durante 10 min a 4 °C e aspirar completamente o sobrenadante. Ressuspenda cuidadosamente o pellet celular em 90 μL de tampão D-PBS/BSA.
- Adicione 10 μL da mistura de microesferas CD11b e misture bem com a pipeta.
- Incubar durante 15 min a 2-8 °C no frigorífico, não no gelo; lavar as células adicionando 1 ml de D-PBS/BSA e centrifugar a 300 × g durante 10 min a 4 °C; aspirar completamente o sobrenadante. Ressuspenda cuidadosamente em 500 μL de D-PBS/BSA.
- Inicie o programa POSSEL2 no separador seguindo as instruções na tela. Coloque as pequenas colunas (consulte a Tabela de Materiais) no campo magnético.
NOTA: Colunas pequenas ou grandes podem ser escolhidas para classificação de células magnéticas, de acordo com o número médio de células esperado. Colunas pequenas têm capacidade de até 1 × 107 células rotuladas e colunas grandes de até 1 × 108. Ao isolar células de pequenas estruturas, como o hipotálamo, pequenas colunas são aconselhadas. Os volumes dos reagentes são diferentes quando se utilizam colunas grandes (ver instruções do fabricante). - Umedeça as colunas (consulte a Tabela de Materiais) com 500 μL de D-PBS/BSA. Se a fração negativa de células (CD11b-) for necessária para análise posterior, coloque uma placa coletora sob as colunas e, em seguida, aplique a suspensão celular nas colunas.
- Execute três etapas de lavagem adicionando 500 μL de D-PBS/BSA de cada vez na coluna, cada vez esperando que o tampão passe pela coluna.
NOTA: é importante evitar que a parte superior da coluna seque, por isso é aconselhável não esperar até que todo o buffer tenha passado. - Transferir o efluente total da fração CD11b- dos poços da placa coletora para tubos de 15 mililitros.
- Remova a coluna do separador, coloque-a em um tubo de 5 mL e pipete 1 mL de D-PBS / BSA na coluna.
- Lave imediatamente a fração de célula marcada magneticamente aplicando firmemente o êmbolo fornecido com a coluna.
- Eventualmente, conte as células CD11b + com um hemacitômetro ou qualquer outro método; Espere ~ 15.000 células por hipotálamo.
- Centrifugar a suspensão celular a 300 ×g durante 10 min a 4 °C e rejeitar o sobrenadante.
5. Análises
- Para a análise de RT-qPCR, ressuspenda os grânulos celulares com tampão qPCR (para preparação, ver passo 1.3) e armazene os tubos a -80 °C até à extração do ARNm. Isole o RNA total, processe-o e analise-o seguindo as diretrizes do MIQE14. Finalmente, sintetize o cDNA e execute qPCR usando um dispositivo RT-PCR. Consulte a Tabela de Materiais para todos os kits usados disponíveis comercialmente.
- Para quantificação de proteínas, lave os pellets celulares com D-PBS (sem BSA) pelo menos 2x para eliminar o BSA. Em seguida, ressuspenda os grânulos celulares de dois hipotálamos com 20 μL de tampão de lise. Prossiga com a quantificação de proteínas com um kit de ensaio de proteínas (consulte a Tabela de Materiais).
NOTA: Seguimos as instruções do fabricante15 para quantificar proteínas para realizar o ensaio de atividade de serina/treonina quinases. - Para a detecção de Espécies Reativas de Oxigênio (ROS) em células microgliais, ressuspenda o pellet em 1x HBSS. Trate as células seguindo o protocolo do fabricante do kit para Ensaio de Citometria de Fluxo (consulte a Tabela de Materiais). Em seguida, ressuspenda as células tratadas em 200 μL de tampão FACS (para preparação, consulte a etapa 1.5) e execute o FACS para detectar células estressadas oxidativamente.
- Para o ensaio de fagocitose, incube as células classificadas em D-PBS/BSA com esferas de látex fluorescentes (consulte a Tabela de Materiais) por 30 min. Adapte o número de contas para ter 4 contas por célula em média. Em seguida, centrifugar a 300 × g durante 7 min a 4 °C, ressuspender em 200 μl de tampão FACS e ler a emissão de fluorescência por FACS (λex 575 nm; λem 610 nm).
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Resultados
A avaliação do rendimento final depende do nível de pureza e da quantidade de células isoladas e pode ser determinada por RT-qPCR, contagem de células e quantificação de proteínas. A pureza das células magnéticas isoladas do hipotálamo foi confirmada pela análise da expressão gênica de CD11b, C1qa, Gad1 e GFAP com RT-qPCR (Figura 1). CD11b e C1qa são predominantemente expressos pela micróglia em um estado estacionário do SNC16 e Gad1 e GFAP servem como marcadores neur...
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Discussão
O protocolo atual apresenta o isolamento da microglia hipotalâmica do cérebro de camundongos adultos recém-perfundidos por Magnetic-Activated Cell Sorting. Os resultados apresentados acima confirmam a pureza e viabilidade das células isoladas, bem como a eficácia deste método para caracterizar funcionalmente a microglia ex vivo, por exemplo, através da atividade fagocítica e quantificação da produção de ROS. Métodos clássicos para o isolamento de uma população de células específica também podem ser usados para c...
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Divulgações
Os autores declaram não ter conflitos de interesse.
Agradecimentos
A AN é apoiada pelo Institut Universitaire de France (IUF), pela Universidade de Bordeaux, pela Fundação Francesa para Pesquisa do Cérebro (FRC), pelo GLN (Grupo de Nutrição Lipídica) e pela Agência Nacional de Pesquisa (ANR, PRC 2023-MicroNRJ). A CA foi apoiada pela Fondation pour la Recherche Médicale (FRM-ARF201809006962). Este projeto recebeu financiamento do Programa de Pesquisa e Inovação Horizon Europe da União Europeia no âmbito das Redes de Doutorado MSCA 2021, nº 101072759 (FuElThEbRaiNIn healtThYaging and age-related diseases, ETERNITY.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Kit de Dissociação Cerebral Adulto | Miltenyi | 130-107-677 | O kit contém tampão Z, tampão Y, enzimas A e P, Solução de Remoção de Detritos, tampão A (para dissolver a enzima A). |
| Albumina Bovina FrV BSA | EuroMedex | 04-100-812-C | |
| CD11b (Microglia) MicroBeads, humano e camundongo - tamanho pequeno | Miltenyi | 130-093-636 | |
| CellROX | Invitrogen | C10492 | |
| , Tampa Snap-Pop 15 mL | CellTreat | 978449 | |
| DPBS, cálcio, magnésio, glicose, piruvato | Gibco | 14287-072 | |
| gentleMACS C Tubes | Miltenyi | 130-093-237 | |
| gentleMACS Octo Dissociator com Aquecedores | Miltenyi | 130-096-427 | |
| Halt Phosphatase Inhibitor Cocktail (100x) | Thermofisher | 78420 | |
| Halt Protease Inhibitor Cocktail, sem EDTA (100x) | Thermofisher | 78437 | |
| HBSS (10x), cálcio, magnésio, sem fenol vermelho | Thermofisher | 14065056 | |
| contas de látex, poliestireno modificado com carboxilato, vermelho fluorescente | Sigma-Aldrich | L3280 | |
| LightCycler 480 SYBR Verde I Master | Roche | 4707516001 | Este reagente foi usado para realizar PCR. |
| MACS SmartStrainers (70 µ m) | Miltenyi | 130-110-916 | |
| Kit de Ensaio de Proteína Micro BCA | Thermofisher | 23235 | |
| Tampão de Extração de Mamíferos M-PER | Thermofisher | 78503 | |
| Colunas MS | Miltenyi | 130-042-201 | Referidas como pequenas colunas no protocolo. |
| Separador MultiMACS Cell24 Plus | Miltenyi | 130-098-637 | |
| PBSS, pH 7.4 | Thermofisher | 10010023 | |
| qScript XLT cDNA SuperMix | Quanta biosciences | 733-1177 | O kit foi usado para sintetizar o cDNA. |
| ReliaPrep RNA Miniprep Systems | Promega | Z6011 | O kit contém 1-tioglicerol e tampão BL (referido como tampão de lise no protocolo) e foi usado para isolar o RNA total. |
| Aspirador de segurança 21 G | Becton Dickinson | 367282 |
Referências
- Ginhoux, F., Lim, S., Hoeffel, G., Low, D., Huber, T. Origin and differentiation of microglia. Front Cell Neurosci. 7, 45(2013).
- Paolicelli, R. C., et al. Microglia states and nomenclature: A field at its crossroads. Neuron. 110 (21), 3458-3483 (2022).
- Ajami, B., Bennett, J. L., Krieger, C., Tetzlaff, W., Rossi, F. M. V. Local self-renewal can sustain CNS microglia maintenance and function throughout adult life. Nat Neurosci. 10 (12), 1538-1543 (2007).
- Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Helmchen, F. Resting microglial cells are highly dynamic surveillants of brain parenchyma in vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
- Alexaki, V. I. The impact of obesity on microglial function: immune, metabolic and endocrine perspectives. Cells. 10 (7), 1584(2021).
- Gao, C., Jiang, J., Tan, Y., Chen, S. Microglia in neurodegenerative diseases: mechanism and potential therapeutic targets. Sig Transduct Target Ther. 8 (1), 359(2023).
- Lee, J. -K., Tansey, M. G. Microglia isolation from adult mouse brain. Microglia: Methods Mol Biol. 1041, 17-23 (2013).
- Schwarz, J. Using fluorescence activated cell sorting to examine cell-type-specific gene expression in rat brain tissue. J Vis Exp. (2015), (2015).
- Lee, E., Eo, J. -C., Lee, C., Yu, J. -W. Distinct features of brain-resident macrophages: microglia and non-parenchymal brain macrophages. Mol Cells. 44 (5), 281-291 (2021).
- Korin, B., et al. single-cell characterization of the brain's immune compartment. Nat Neurosci. 20 (9), 1300-1309 (2017).
- Mrdjen, D., et al. High-dimensional single-cell mapping of central nervous system immune cells reveals distinct myeloid subsets in health, aging, and disease. Immunity. 48 (2), 380-395 (2018).
- Grabert, K., et al. Microglial brain region−dependent diversity and selective regional sensitivities to aging. Nat Neurosci. 19 (3), 504-516 (2016).
- Tan, Y. -L., Yuan, Y., Tian, L. Microglial regional heterogeneity and its role in the brain. Mol Psychiatry. 25 (2), 351-367 (2020).
- Bustin, S. A., et al. The MIQE Guidelines: minimum information for publication of quantitative real-time PCR experiments. Clin Chem. 55 (4), 611-622 (2009).
- PamGene International B. V. 1160-Preparation-Lysates-of-Cell-Lines-or-Purified-Cells.pdf. PamGene International B. V. , (2022).
- Fonseca, M. I., et al. Cell-specific deletion of C1qa identifies microglia as the dominant source of C1q in mouse brain. J Neuroinflamm. 14 (1), 48(2017).
- Simpson, D. S. A., Oliver, P. L. ROS generation in microglia: understanding oxidative stress and inflammation in neurodegenerative disease. Antioxidants. 9 (8), 743(2020).
- Galloway, D. A., Phillips, A. E. M., Owen, D. R. J., Moore, C. S. Phagocytosis in the brain: homeostasis and disease. Front Immunol. 10, 790(2019).
- Marsh, S. E., et al. Dissection of artifactual and confounding glial signatures by single-cell sequencing of mouse and human brain. Nat Neurosci. 25 (3), 306-316 (2022).
- DePaula-Silva, A. B., et al. Differential transcriptional profiles identify microglial- and macrophage-specific gene markers expressed during virus-induced neuroinflammation. J Neuroinflammation. 16 (1), 152(2019).
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Reimpressões e permissões
