Gravações agudas de vários eletrodos de unidade única do tronco encefálico de camundongos com cabeça fixa

Summary

Este protocolo descreve um método para obter gravações in vivo de neurônio único de alta densidade do tronco cerebral de camundongos com cabeça fixa. Essa abordagem é implantada para medir o potencial de ação disparado de neurônios no cinza periaquedutal ventrolateral - uma região do tronco encefálico inativa durante o sono REM (Rapid Eye Movement) - antes e durante a anestesia geral.

Abstract

As gravações baseadas em multieletrodos de silício são cada vez mais populares para estudar a atividade neuronal na resolução temporal dos potenciais de ação em muitas regiões do cérebro. No entanto, o registro da atividade neuronal de estruturas caudais profundas, como o tronco encefálico, usando sondas multicanal continua sendo um desafio. Uma preocupação significativa é encontrar uma trajetória para a inserção da sonda que evite grandes vasos sanguíneos, como o seio venoso sagital superior e o seio venoso transverso. Ferir essas veias grandes pode causar sangramento extenso, danos ao tecido cerebral subjacente e potencialmente a morte. Essa abordagem descreve o direcionamento de estruturas do tronco encefálico acoplando coordenadas anteriores com uma abordagem angular, permitindo que a sonda de registro penetre no cérebro abaixo de estruturas vasculares de alto risco. Em comparação com uma abordagem estritamente vertical, a abordagem angular maximiza o número de regiões cerebrais que podem ser direcionadas. Usando essa estratégia, o cinza periaquedutal ventrolateral (vlPAG), uma região do tronco encefálico associada ao sono REM, pode ser acessado de forma reprodutível e confiável para obter registros de unidade única e vários eletrodos em camundongos com cabeça fixa antes e durante a anestesia com sevoflurano. A capacidade de registrar a atividade neuronal no vlPAG e nos núcleos circundantes com alta resolução temporal é um passo à frente no avanço da compreensão da relação entre o sono REM e a anestesia.

Introduction

As gravações baseadas em multieletrodos de silício estão se tornando cada vez mais populares para medir a atividade neuronal em muitas regiões do cérebro com resolução de potencial de ação única 1,2,3,4. Na última década, a tecnologia de gravação de alta densidade cresceu consideravelmente. Os eletrodos de registro atuais à base de silício podem acomodar altas contagens de canais, fibras ópticas e dispositivos de registro de eletrocorticografia (ECoG) ^5,6. Além disso, o implante crônico desses eletrodos permite registros de longo prazo ^7,8.

Apesar dos recentes avanços tecnológicos, o direcionamento de estruturas caudais profundas, como o tronco cerebral, com sondas multicanais continua sendo um desafio. Ao direcionar estruturas do tronco encefálico, como o cinza periaquedutal ventrolateral (vlPAG), um obstáculo significativo é identificar uma trajetória de sonda que evite os principais vasos sanguíneos, por exemplo, o seio venoso sagital superior e o seio venoso transverso. A lesão dessas grandes veias pode causar sangramento extenso, danos ao tecido cerebral subjacente e até a morte ^9,10. Propomos direcionar as estruturas do tronco encefálico a partir de coordenadas anteriores em um ângulo, permitindo que a sonda de registro penetre no cérebro abaixo dessas estruturas vasculares de alto risco (ver Figura 1). Essa abordagem angular, em comparação com uma vertical, maximiza o número de regiões cerebrais acessíveis para gravação. Além disso, em circunstâncias experimentais em que as gravações de ECoG são desejadas, a abordagem anterior angulada oferece mais superfície craniana disponível para o implante do fone de ouvido ECoG, pois a janela de craniotomia para inserção da sonda é posicionada mais anteriormente^10,11.

Identificar os grupos de células e circuitos específicos responsáveis pelas alterações do sono REM induzidas pela anestesia continua sendo um dos principais objetivos da pesquisa em anestesia. Assim, o objetivo aqui foi acessar de forma reprodutível e confiável o vlPAG - uma região do tronco encefálico associada ao sono REM - para obter registros de uma única unidade e múltiplos eletrodos em camundongos com cabeça fixa antes e durante a anestesia com sevoflurano^12,13. Estudos anteriores usaram medições eletrofisiológicas de potencial de campo local (LFP) do vlPAG em camundongos acordados para identificar alterações no estado neural associadas à anestesia^14,15. No entanto, as medições de LFP são principalmente sensíveis à atividade sináptica, não aos potenciais de ação, dentro da área registrada¹⁶. Consequentemente, permanece uma compreensão limitada de como os anestésicos afetam diretamente os padrões de atividade neural produzidos pelos neurônios vlPAG. Aqui, um método é descrito para obter gravações de neurônio único de alta densidade do tronco cerebral de camundongos com cabeça fixa. Este método também pode ser adaptado para registrar a atividade de um único neurônio de várias outras estruturas profundas e posteriores do tronco encefálico.

Protocol

Todos os estudos foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade da Virgínia (Charlottesville, Virgínia). Foram utilizados cinco camundongos C57BL/6J machos, com idade entre 3 e 7 meses, pesando 25-30 g. Os detalhes dos reagentes e do equipamento usado aqui estão listados na Tabela de Materiais.

1. Implantação de placa de cabeça e fone de ouvido

1. Faça um fone de ouvido ECoG soldando fio de aço inoxidável revestido com perfluoroalcoxi (PFA) a um conector de 3 pinos (Figura 2A).
2. Identifique as coordenadas de inserção com base em um atlas estereotáxico^{de camundongo 17}. Usar o teorema de Pitágoras para calcular o ângulo e a profundidade de inserção da sonda - particularmente quando há pouca informação na literatura - é um ponto de partida razoável (Figura 1)¹⁸.
   NOTA: Em última análise, as coordenadas serão ajustadas por tentativa e erro. Para direcionar o vlPAG, as seguintes coordenadas foram usadas em camundongos adultos: anteroposterior (AP) -3,6 mm, mediolateral (ML) +0,5 mm, dorsoventral (DV) -4 mm. A sonda foi inserida em um ângulo de 20° (AP).
3. Induza a anestesia geral colocando o camundongo na câmara de indução (1,5% -3% de isoflurano em oxigênio). Uma vez anestesiado, posicione o mouse no quadro estereotáxico, colocando o nariz do animal no cone do nariz e estabilizando a cabeça com barras de cabeça.
4. Aplique pomada oftálmica nos olhos para evitar danos à córnea. Use um sistema de controle de temperatura para manter a temperatura corporal em 37 °C.
5. Aplique creme depilatório ou raspe o pelo sobre o couro cabeludo e desinfete com iodopovidona e álcool 70%. Use a técnica asséptica "somente pontas" para manter um campo cirúrgico estéril.
6. Realize um teste de pinça do dedo do pé para verificar a profundidade da anestesia.
7. Administrar analgesia: carprofeno 2,5 mg/kg, administrado por via subcutânea nas costas.
8. Faça uma incisão no couro cabeludo de 5 mm para remover uma mancha circular de pele acima dos ossos parietal e occipital. Remova suavemente as meninges raspando-as com a lâmina do bisturi.
9. Use a lâmina do bisturi para cortar as inserções musculares e expor os ossos parietal e occipital¹⁹. Aplique peróxido de hidrogênio conforme necessário para controlar o sangramento e secar a superfície do crânio. É crucial aplicar cimento dental e resina no crânio seco para obter uma ligação forte.
10. Primeiro, identifique os pontos de referência bregma e lambda no crânio²⁰. Em seguida, ajuste a posição do cone do nariz para nivelar a posição ântero-posterior do crânio, garantindo que não exista mais de 100 μm de diferença de altura entre os dois pontos de referência.
11. Para nivelar a posição médio-lateral do crânio, escolha dois pontos opostos entre bregma e lambda, cada um a 1 mm da sutura sagital e verifique seu nível. Se houver mais de 100 μm de diferença de altura entre eles, ajuste a posição medial-lateral do crânio manipulando as barras da cabeça.
12. Meça a distância entre bregma e lambda e compare-a com a distância relatada no atlas estereotáxico de Franklin-Paxinos (geralmente 4,2 mm)¹⁷. Use a diferença entre as distâncias medidas e relatadas para dimensionar sua coordenada PA proporcionalmente. Marque as coordenadas da craniotomia no crânio com um lápis esterilizado.
    NOTA: Se a distância bregma-lambda medida for diferente de 4.2 mm, as coordenadas precisam ser dimensionadas proporcionalmente. Todas as coordenadas AP relatadas em um atlas estereotáxico correspondem a uma distância bregma-lambda padronizada. Como o tamanho do crânio de um rato é variável, é importante ajustar suas coordenadas de acordo.
13. Usando um micromanipulador estereotáxico, posicione a placa da cabeça diretamente no topo da sutura lambda e prenda-a ao crânio aplicando cimento dentário na placa da cabeça e ao redor dela (Figura 3A, B). Deixe pelo menos 10 min para o cimento secar.
14. Faça furos de rebarba (0,5 mm de diâmetro) para dois eletrodos corticais (córtex frontal e parietal) e para um que servirá como eletrodo de referência (cerebelo). Coloque as extremidades descascadas (0.5 mm) dos eletrodos de fio de prata revestidos dentro dos orifícios das rebarbas e prenda com resina ativada por luz ultravioleta.
15. Cubra completamente os fios de aço inoxidável revestidos com cimento dental para que nenhum fio fique exposto. Cubra a parte inferior e as laterais do fone de ouvido com cimento dental para que fique firmemente no lugar. Certifique-se de que as suturas bregma e lambda permaneçam visíveis quando o fone de ouvido estiver preso no lugar (Figura 2B).
16. Deixe o camundongo se recuperar por um mínimo de 7 dias, examine o animal e o local da cirurgia diariamente em busca de irregularidades. Administre analgésicos (Carprofeno 2,5 mg / kg, SC) conforme necessário.

2. Colocação e gravação da sonda de silício

1. Habitue o mouse ao equipamento de gravação e fixação da cabeça (pelo menos 1.5 h em dois dias separados) (Figura 2D).
2. No dia da gravação, coloque o camundongo na câmara de anestesia (Isoflurano 1,5%-3% em oxigênio).
3. Posicionar o mouse em uma moldura estereotáxica, ajustar o cone do nariz e as barras de cabeça conforme descrito em 1.3. Mantenha a anestesia (isoflurano 1,5% -3% em oxigênio) durante toda a cirurgia estereotáxica. Realize um teste de pinça do dedo do pé para verificar a profundidade da anestesia.
4. Aplique pomada oftálmica nos olhos e mantenha a temperatura corporal adequada.
5. Identifique bregma e lambda, garantindo que não exista mais de 100 μm de diferença de altura entre os dois marcos anatômicos.
6. Encontre e marque as coordenadas calculadas no crânio com um lápis estéril e, em seguida, crie um contorno da janela de craniotomia de 2 mm x 2 mm ao redor das coordenadas.
7. Realize um teste de pinça do dedo do pé para verificar a profundidade da anestesia.
8. Use uma broca de alta velocidade para criar uma janela de craniotomia de 2 mm x 2 mm. Aplique 0,5-1 mL de solução salina normal para evitar que a superfície do cérebro seque. Remova a dura-máter usando uma agulha de seringa e uma pinça fina.
   NOTA: Observe os vasos principais (seio sagital superior, seio transverso) para evitar sangramento excessivo (Figura 3).
9. Use uma broca de alta velocidade para criar um orifício de rebarba separado para o eletrodo de referência da sonda de silício, geralmente ~ 1-2 mm da janela craniana.
10. Aplique 0,2 mL de adesivo de silicone de baixa toxicidade no crânio para selar completamente a craniotomia, usando o aplicador anexado.
11. Deixe o mouse se recuperar por aproximadamente 1 h.
12. Fixe a cabeça do mouse no equipamento de registro de eletrofisiologia usando a placa de cabeça e os parafusos (Figura 2D).
13. Revestir a haste da sonda de silício com o corante fluorescente DiI (1:4 DiI:Etanol) para que a trajetória da sonda possa ser reconstruída após o experimento.
14. Monte a sonda no manipulador e defina o ângulo desejado. Para atingir o vlPAG, foi aplicado um ângulo AP de 15-20°.
15. Abaixe a sonda de registro até a superfície do cérebro dentro do centro da janela craniana. Primeiro, insira manualmente a sonda a uma profundidade de ~300 μm. Uma vez inserida nessa profundidade, abaixe lentamente a sonda automaticamente (por exemplo, 200 μm/min) até a profundidade desejada para minimizar o dano tecidual²¹ (Figura 2C).
    NOTA: A inserção manual da sonda é inicialmente recomendada. A inserção manual da sonda garante a capacidade de parar e retrair a sonda caso ela dobre na inserção inicial. Uma vez que a sonda penetra totalmente no tecido, geralmente é seguro continuar descendo a sonda no modo automático.
16. Aplique óleo mineral na superfície do cérebro dentro da janela de craniotomia para evitar que seque.
17. Deixe a sonda de gravação descansar por 10 minutos após a inserção.
18. Grave dados da sonda de silício e ECoG a 30kHz usando um controlador de gravação Intan.
19. 1-2 h após o registro, use a técnica de perfusão transcárdica para fixar o cérebro em paraformaldeído a 4%²².
    NOTA: Por causa do cimento, pode ser difícil remover a parte rostral do crânio. É por isso que é preferível extirpar o cérebro removendo as partes dorsais do crânio.
20. Decapite o rato, corte a pele seguindo a linha média do lado dorsal, do pescoço até a mandíbula inferior. Remova os músculos e tecidos ligados ao crânio, corte a mandíbula inferior para facilitar o acesso ao cérebro.
21. Se a perfusão for feita corretamente, o cérebro deve encolher um pouco, deixando espaço suficiente para inserir uma tesoura fina na parte dorsal do forame magno. Faça um corte medial, um corte lateral e um contralateral, com cerca de 1 mm de tamanho, no osso occipital.
22. Remova cuidadosamente a parte dorsal do crânio usando uma pinça oftálmica. Comece no osso occipital, remova todos os fragmentos do crânio até que toda a parte dorsal do cérebro esteja exposta.
23. Deslize uma micro espátula sob o cérebro, começando pelos bulbos olfativos para retirar o cérebro.
24. Uma vez perfundido e removido, o cérebro pode ser armazenado em paraformaldeído a 4% a 4 ° C por 24-48 h.

3. Histologia para reconstrução da trajetória da sonda

1. Corte o cérebro em seções coronais de 70 μm usando um vibratome.
2. Monte as seções em lâminas usando um meio de montagem DAPI que cora os núcleos das células. Cubra a lamínula e sele as lâminas com esmalte transparente.
3. Visualize as lâminas em um microscópio de fluorescência. Ajuste o contraste/brilho para que os rastros da sonda fiquem claramente visíveis. Certifique-se de que os tamanhos de arquivo de imagem tiff resultantes sejam inferiores a 10 MB, para que os códigos MATLAB sejam executados sem problemas. Reconstrua as trilhas da sonda usando um código MATLAB²³.

4. Análise de dados eletrofisiológicos

1. Analise os sinais neurais gravados da sonda de silício usando um software de detecção off-line e classificação automática (Kilosort)²⁴.
2. Classifique manualmente os clusters detectados com Phy como unidades múltiplas ou únicas²⁵. Classifique os clusters como unidades únicas quando eles têm uma forma de onda de pico fisiológico, mostram um período refratário no corlograma cruzado e uma distribuição normal de visualização de amplitude.
3. Importe dados de unidade única para o MATLAB e analise²³.

Results

Cinco C57BL/6J machos foram implantados com fone de ouvido ECoG e placa de cabeça (Figura 4A). Após a recuperação, os camundongos foram habituados à fixação da cabeça e ao equipamento de registro de eletrofisiologia durante duas sessões de 1,5 h em dias separados ( Figura 4B ). Em seguida, foi criada uma janela de craniotomia de 2 mm x 2 mm (Figura 4C) e inserida uma sonda de silicone com o mouse acordado e com a cabeça fixa (Figura 4D). Dois tipos de sondas UCLA de silício foram usados: (1) 64 M: uma sonda de uma haste e 64 eletrodos; e (2) 256 ANS: uma sonda de quatro hastes e 256 eletrodos. O sevoflurano e o oxigênio foram administrados por meio de um cone nasal fixado ao equipamento de eletrofisiologia. Os níveis de oxigênio e sevoflurano foram monitorados a cada 5 minutos usando um analisador de gases em linha. Após a perfusão transcárdica, o cérebro foi colhido (Figura 4E) e avaliado quanto à trajetória da sonda (Figura 4F). Os potenciais de ação registrados foram então selecionados em dados de unidade única (Figura 4G).

Foram realizadas cinco gravações em que a colocação da sonda foi validada com algoritmos de reconstrução de sonda disponíveis desenvolvidos no MATLAB²³. Usando esses algoritmos, cada eletrodo da sonda de silício foi localizado em uma estrutura cerebral específica para que uma perspectiva tridimensional da colocação da sonda dentro do cérebro fosse adquirida (Figura 5). Esses algoritmos de reconstrução foram acoplados a marcadores imuno-histoquímicos para validar ainda mais as trajetórias da sonda (Figura 6). Os dados foram então combinados com unidades únicas selecionadas (Figura 7).

Um total de 64 neurônios individuais foi capturado, dos quais 13 estavam localizados no vlPAG. Os 51 neurônios restantes estavam em núcleos próximos: mesencéfalo, núcleo reticular do mesencéfalo, núcleo paratroclear, núcleo cuneiforme, núcleo tegmental laterodorsdal, núcleo parabraquial e pedúnculos cerebelares superiores. A atividade de disparo dos neurônios em cada camundongo é apresentada como mapas de calor (Figura 7). O camundongo 3 foi excluído da análise devido à baixa qualidade do registro de unidade única. A maioria dos neurônios registrados diminuiu seu disparo durante a anestesia com sevoflurano.

O disparo médio de neurônios vlPAG foi comparado para cada camundongo em 5 minutos de linha de base (ou seja, 10-15 minutos após a gravação) e 5 minutos durante o sevoflurano (ou seja, 40-45 minutos após a gravação). O disparo de vlPAG foi significativamente diminuído (Figura 8A) e, além disso, esse aumento foi consistente em todos os neurônios vlPAG (Figura 8B).

Figura 1: Cálculo de coordenadas estereotáxicas para inserção de sonda. Painel esquerdo: Usando a geometria para calcular a aproximação angular para inserção da sonda. Os seguintes componentes de um triângulo retângulo foram identificados: (a) profundidade DV da estrutura alvo da superfície do cérebro (adquirida usando o atlas estereotáxico), (b) distância entre a coordenada AP assumindo uma descida estritamente vertical e a coordenada AP da estrutura alvo. Painel direito: Com (a) e (b), pode-se usar o teorema de Pitágoras para calcular o ângulo AP (β) e o comprimento (c) da inserção da sonda. As seguintes coordenadas foram usadas para direcionar o vlPAG: (AP) -3,6 mm, (ML) +0,5 mm, (DV) -4 mm. Utilizou-se um ângulo AP (β) de 20°. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Implante de placa de cabeça e gravação de unidade única. (A) Colocação do fio do fone de ouvido ECoG durante a implantação. (B) Vista superior do crânio do camundongo após o implante do fone de ouvido ECoG e da placa de cabeça. (C) Hastes de sonda de silício inseridas no cérebro. (D) Mouse com a cabeça fixa durante uma gravação de sonda de silício. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3: Colocação da janela craniana, em relação aos principais vasos sanguíneos. Representação esquemática da vasculatura na superfície do cérebro do camundongo com seio sagital superior e seio transverso marcados. O quadrado branco indica a localização da janela craniana e o ponto vermelho representa o ponto de inserção da sonda. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4: Desenho experimental. Cinco camundongos C57BL/6J machos foram implantados com fone de ouvido ECoG e placa de cabeça (A). Após a recuperação, eles foram habituados à fixação da cabeça e ao equipamento de gravação (B). Em seguida, foi realizada uma craniotomia (C) e uma sonda de silicone inserida com o camundongo acordado e em posição de cabeça fixa. Anestésicos voláteis e oxigênio foram administrados usando um cone nasal (D). Após o registro, o cérebro foi colhido (E) e analisado por meio de técnicas de imuno-histoquímica para reconstruir a trajetória da sonda (F). Os potenciais de ação registrados foram então selecionados em dados de unidade única (G). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5: Modelo 3D do cérebro com rastros de sonda reconstruídos. Cada linha reta colorida representa uma trajetória de sonda. Cada ponto marca a localização do corante DiI visível nas fatias cerebrais coronais. A trajetória da sonda é reconstruída para cada haste da sonda de silício. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 6: Reconstrução post hoc da colocação da sonda dentro do vlPAG. Fatia de cérebro coronal representativa para cada camundongo registrado (1-5) corado com DAPI (azul) mostrando rastros de sonda ((DiI, vermelho, marcado por setas verdes) com um contorno de regiões cerebrais. Barra de escala: 500 μm. O camundongo 1-3 foi registrado com sondas de silício de haste única (ou seja, 64 canais), enquanto o camundongo 4 e 5 foram gravados com sondas de silício de quatro hastes (ou seja, 256 canais). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 7: Atividade de disparo em caixa antes e durante a anestesia com sevoflurano. Os mapas de calor representam o número de potenciais de ação disparados por 64 neurônios individuais em intervalos de um minuto. Neurônios individuais receberam uma estrutura de origem com base na reconstrução da trajetória da sonda. A linha tracejada branca indica o início da administração de sevoflurano, n = 4 camundongos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 8: Disparo abolido de neurônios vlPAG durante a anestesia com sevoflurano. (A) Número médio de potenciais de ação disparados antes e durante a anestesia para cada camundongo. (B) Número de potenciais de ação disparados por cada neurônio vlPAG (B). Teste t-student pareado, **P = 0,0036, P = 0,0053 respectivamente. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 9: Exemplo de como o posicionamento irregular da placa de cabeça pode afetar a trajetória da sonda. (A) Posicionamento irregular da placa de cabeça na cabeça do mouse. (B, C) Reconstrução cerebral de camundongo 3D com trajetória de sonda renderizada, onde há um ângulo mediolateral não intencional causado pela colocação irregular de placas de cabeça na cabeça do camundongo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

Os núcleos do tronco encefálico medeiam funções fundamentais como respiração, consciência e sono 26,27,28. A localização do tronco cerebral (profundo e posterior) apresenta um desafio no estudo de sua atividade neuronal in vivo usando técnicas padrão. Aqui, uma abordagem anterior angular é apresentada para permitir o registro reprodutível de unidade única em camundongos com cabeça fixa.

A inserção cuidadosa da sonda de silício com vários eletrodos é fundamental para garantir o direcionamento consistente das estruturas do tronco cerebral relacionadas ao sono REM, evitando danos aos principais vasos sanguíneos. Um grau considerável de sutileza, concentração e paciência são necessários para resolver as melhores coordenadas e trajetória de entrada¹³.

Devido à trajetória da sonda em ângulo e à distância necessária para atingir estruturas profundas, mesmo pequenas inconsistências nas coordenadas e no posicionamento da placa de direção provavelmente resultarão na perda da estrutura alvo. É imperativo que Bregma e Lambda estejam no mesmo nível durante a implantação da placa de cabeça e que a distância entre eles seja medida com precisão. Notavelmente, como as cirurgias são realizadas em uma estrutura estereotáxica e as gravações são realizadas em um equipamento de eletrofisiologia separado, é fundamental que as placas de cabeça sejam fixadas a um crânio nivelado. A introdução de ângulos adicionais (ou seja, cabeça inclinada) aumenta o risco de erro, que é particularmente alto para estruturas cerebrais pequenas e profundas (Figura 9).

Como as sondas de silício são frágeis, é importante remover a dura-máter da superfície do cérebro e garantir que nenhum fragmento ósseo esteja obstruindo a janela craniana. Pode ocorrer sangramento leve após a remoção da dura-máter, por isso é crucial limpar a superfície da craniotomia do sangue congelado que pode fazer com que a sonda se dobre. Se a inserção da sonda de silicone no cérebro for difícil (por exemplo, a sonda está dobrando), é importante verificar se há alguma dura-máter restante ou se a superfície do cérebro secou, pois uma membrana fina pode se formar quando deixada com pouco ou nenhum líquido. Em humanos²⁷, as áreas próximas aos vasos sanguíneos têm uma dura-máter mais espessa, e um problema semelhante é encontrado em camundongos, onde remover a dura-máter sem romper os vasos pode ser um desafio. Embora a remoção cuidadosa da dura-máter geralmente resulte em uma inserção suave da sonda, ângulos de inserção maiores podem apresentar dificuldades adicionais.

O rendimento dos registros pode variar consideravelmente entre os animais e depende de inúmeras variáveis. Um fator significativo é a densidade de neurônios na estrutura alvo; Áreas com baixa densidade de neurônios (por exemplo, córtex) tendem a ter um menor rendimento de neurônios individuais registrados. Além disso, danos teciduais, como a ruptura de um vaso abaixo da superfície do cérebro, podem levar à morte ou lesão neuronal, reduzindo ainda mais o rendimento^21,29. A qualidade das gravações também é crucial, pois gravações de maior qualidade facilitam a distinção de neurônios individuais. Uma trajetória de sonda fora do alvo também pode resultar em rendimentos mais baixos. Embora desenvolvido para gravações no vlPAG, este protocolo pode ser usado para gravar a partir de estruturas próximas no tronco cerebral.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Controlador de gravação RHD de 1024 canais	Intan Technologies, Los Angeles, Califórnia, EUA	C3008	Gravação por sonda de silício; hardware e software de gravação
24 mm x 50 mm No. 1.5 VWR lamínula	VWR, Radnor, Pensilvânia, EUA	48393-081	Histologia
4% PFA em PBS	ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA	J61899. AK	Histologia; solução de perfusão
C& B metabond	Patterson Dental, Richmond, Virginia, EUA	pó: 5533559, base rápida: 5533492, catalisador: 55335007	Headplate & Implante de fone de ouvido Camundongos
C57/6J 4-6 semanas, machos	The Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine, EUA	000664
Capnomac Ultima	Datex, Helsinque, Finlândia	Analisador de Gás ULT-SVi-27-07	; descontinuado; analisador de gás alternativo pode ser adquirido na Bionet America
CM-DiI	ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA	V22888	Corante fluorescente vermelho para revestimento da sonda de silício
Conector Header	DigiKey, Thief River Falls, Minnesota, EUA	1212-1788-ND	ECoG Headset
DAPI Fluoromount-G	SouthernBiotech, Birmingham, Alabama, EUA	0100-20	Histologia
iBOND Universal	Patterson Dental, Richmond, Virgínia, EUA	044-1113 Placa de	cabeça e Implantação de fone de ouvido; para  fixação de fios de aço inoxidável ao crânio
Adesivo de silicone de baixa toxicidade	World Precision Instruments, Sarasota, Flórida, EUA	Placa de Cabeça	KWIK-SIL
	New Scale Technologies, Victor, Nova York, EUA	Manipulador Multi-Sonda: XYZ Montagem do Palco: 06464-0000, Kit do Sistema MPM: 06267-3-0001, MPM-Platform-360, Anel MPM para Braços Manuais MPM, MPM_Ring-72 DEG: 06262-3-0000	Gravação de sonda de silício; inserção da sonda no cérebro
Microssondas	UCLA, Los Angeles, Califórnia, EUA	256 ANS, 64M	Descontinuado; sondas de silício alternativas podem ser adquiridas na Neuropixels
Mineral Oil	Sigma Aldrich, Saint Luis, Missouri, EUA	M8410-100ML	Gravação de sonda de silício; evitando que o tecido seque durante a gravação
Solução salina normal	ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA	Z1376	Placa de cabeça e Implantação de fone de ouvido; evitando que o cérebro seque durante a cirurgia Diâmetro do
fio de aço inoxidável revestido com PFA 0,008 pol. revestido com extremidades listradas	Sistemas A-M, Sequim, Washington, EUA	791400	Fone de ouvido ECoG e eletrodo de referência para ECoG
Fio de platina 24AWG	World Precision Instruments, Sarasota, Flórida, EUA	PTP201	Eletrodo de referência para gravação de sonda de silício
Lâminas de microscópio Shandon Colorfrost Plus	ThermoFisher Scientific, Waltham, Massachusetts, EUA	99-910-01	Histologia
Placa de cabeça de aço inoxidável	Star Rapid, China	peça feita sob medida	Placa de cabeça e Implantação de fone de ouvido; design disponível mediante solicitação
Aparelho estereotáxico	KOPF, Tujunga, Califórnia, EUA	Modelo 940 Instrumento Estereotáxico para Pequenos Animais com Display Digital	Console Headplate & Implantação de fone de ouvido