O presente estudo destaca as vantagens de empregar o método desenvolvido por Jeffrey e Humphrey para extrair e quantificar pigmentos lipossolúveis de microalgas. Este método serve como uma ferramenta valiosa para avaliar a influência dos fatores de crescimento na produção de clorofila e no conteúdo celular nesses organismos.
Artigo de método
Avaliação do Efeito dos Fatores de Crescimento na Produção de Clorofilas a e b a partir de Microalgas
Neste artigo
Resumo
Resumo
As microalgas contêm dois grupos principais de pigmentos: clorofilas e carotenóides. A clorofila é um pigmento verde que absorve a energia da luz e a transforma em energia química para facilitar a síntese de compostos orgânicos. Este pigmento serve como uma valiosa fonte primária para produtos de insumos biotecnológicos nas indústrias alimentícia, farmacêutica e cosmética devido às suas altas propriedades antioxidantes e capacidade de coloração. O objetivo desta pesquisa foi avaliar o efeito de fatores de crescimento (concentração de CO2 , cor clara e intensidade de luz) por meio de um delineamento experimental de Taguchi L4 sobre o crescimento celular e o conteúdo celular de clorofila a e b em Chlorella sorokiniana, seguido da validação do método utilizando Haematococcus pluvialis microalgas como modelo de estudo adicional. O crescimento celular foi quantificado usando a técnica espectrofotométrica de densidade óptica em um comprimento de onda de 550 nm. Para a quantificação das clorofilas, obteve-se um extrato celular utilizando uma solução de acetona pura a 90% e, posteriormente, as concentrações de clorofilas a e b foram quantificadas por meio de técnicas espectrofotométricas nos comprimentos de onda de 647 nm e 664 nm, de acordo com o método descrito por Jeffrey e Humphrey. Os resultados experimentais indicaram que o controle de condições de baixa adição de CO2 , luz roxa e baixa intensidade de luz aumenta o crescimento celular e a concentração de clorofilas a e b dentro das células. A implementação deste método de quantificação de clorofila permite uma determinação rápida, simples e precisa do teor de clorofila, uma vez que os comprimentos de onda utilizados estão nos picos de absorbância de ambos os tipos de clorofilas, tornando esta técnica facilmente reprodutível para qualquer microalga em estudo.
Introdução
Nos últimos anos, os crescentes problemas ambientais causados pelas atividades antrópicas e seus efeitos adversos na saúde e no equilíbrio dos ecossistemas têm impulsionado a busca por sistemas de produção mais eficientes e ecologicamente corretos. Isso acelerou os processos nas indústrias e promoveu a implementação de tratamentos de biorremediação e o desenvolvimento de biocompostos para mitigar esses efeitos nocivos1.
Este contexto tem levado a um crescimento significativo no estudo das microalgas, impulsionado pela necessidade de encontrar soluções inovadoras para os desafios ambientais e económicos atuais. As microalgas prosperam em ambientes aquáticos, usando luz solar e dióxido de carbono como fontes de energia e carbono, respectivamente. Essa característica os torna uma alternativa sustentável e promissora para a produção de diversos produtos de valor. As pesquisas nesse campo têm se concentrado na compreensão da fisiologia e do metabolismo dessas células, bem como no desenvolvimento de tecnologias eficientes para seu cultivo e processamento2.
Há uma clara necessidade de desenvolver ferramentas acessíveis e confiáveis para estudar microalgas para acelerar os processos de pesquisa e aprofundar a compreensão de sua fisiologia, metabolismo e aplicações potenciais. Essas ferramentas devem permitir uma análise rápida do efeito de fatores ambientais e de produção em parâmetros-chave, como a concentração de clorofila, que é um indicador fundamental da saúde e do desenvolvimento desses organismos. Uma diminuição no teor de clorofila pode indicar estresse ambiental, deficiências nutricionais ou doenças.
Esses pigmentos verdes desempenham um papel crucial na fotossíntese, capturando a energia solar para converter dióxido de carbono e água em glicose e oxigênio e constituem entre 0,5% e 5% da biomassa das microalgas3. Além de seu papel essencial na sustentação dos processos vitais, as clorofilas encontraram aplicações em várias indústrias. Os extratos de clorofila são utilizados no processamento de alimentos e bebidas como corantes naturais, conferindo tons verdes vibrantes aos produtos e, ao mesmo tempo, fornecendo propriedades antioxidantes. Além disso, os suplementos à base de clorofila estão ganhando popularidade no setor de saúde e bem-estar devido aos seus supostos efeitos desintoxicantes e anti-inflamatórios. Ao aproveitar as propriedades multifacetadas da clorofila, as indústrias podem desenvolver produtos inovadores que contribuem tanto para o apelo visual quanto para o bem-estar do consumidor1.
Nesse sentido, uma microalga de grande relevância biotecnológica é C. sorokiniana. Este microrganismo se destaca por sua rápida taxa de crescimento, tornando-o altamente eficiente na produção de biomassa. Além disso, C. sorokiniana exibe um conteúdo diversificado de compostos altamente nutricionais, incluindo proteínas, lipídios e vitaminas, o que o torna valioso para várias aplicações na produção de alimentos, rações e biocombustíveis2. Além disso, descobriu-se que essa espécie de microalga produz enzimas extracelulares com diversas funções, abrindo possibilidades para aplicações biotecnológicas, como tratamento de águas residuais, biorremediação e produtos farmacêuticos4. Além de seu rápido crescimento e aplicações versáteis, C. sorokiniana também demonstra um potencial significativo para a produção de clorofila. Como microrganismo fotossintético, C. sorokiniana possui a maquinaria necessária para a síntese da clorofila, que constitui entre 0,5% e 5% da biomassa das microalgas3. Essa capacidade torna C. sorokiniana um candidato atraente para a produção de clorofila em escala comercial e promete ser uma solução sustentável para desafios ambientais e nutricionais urgentes5.
Por outro lado, outra espécie de microalga de interesse significativo é H . pluvialis. Esta microalga é conhecida por sua produção de astaxantina, um potente pigmento antioxidante com inúmeras aplicações industriais. A astaxantina serve como um mecanismo de proteção para o fotossistema de H. pluvialis , protegendo-o do estresse oxidativo induzido por fatores ambientais. Este pigmento é muito procurado nas indústrias de cosméticos, nutracêuticos e aquicultura, devido às suas propriedades antioxidantes e potenciais benefícios à saúde. Com sua abundante capacidade de produzir astaxantina, o H. pluvialis apresenta um caminho promissor para o desenvolvimento de produtos inovadores que atendem a várias necessidades industriais e de consumo6.
Estudos recentes também destacaram o potencial de H. pluvialis1 para a produção de clorofila, aumentando ainda mais sua importância industrial. Por exemplo, um estudo investigou o teor de clorofila de H. pluvialis sob condições de crescimento variadas e descobriu que, sob parâmetros ideais de cultivo, H. pluvialis exibiu taxas notáveis de produção de clorofila, superando as de outras espécies de microalgas7. Essa descoberta ressalta o potencial de H. pluvialis como fonte sustentável de clorofila, oferecendo novas oportunidades para sua utilização em vários setores industriais.
Protocolo
1. Preparação de meios de cultura e preparação de inóculo
- Preparar 1 L de meio de crescimento 3N-BBM+ V(CCAP) (Macronutrientes: NaNO3 [0,75 g L-1], CaCl2 [0,019 g L-1], MgSO4 [0,019 g L-1], K2HPO4 [0,057 g L-1], NaCl [0,025 g L-1], KH2PO4 [0,175 g L-1]; micronutrientes: Na2 EDTA [0,0186 g L-1], FeCl3 [0,0024 g L-1], MnCl2 [0,001 g L-1], ZnCl2 [1,25 x 10-4 g L-1], CoCl2 [5 x 10-5 g L-1], Na2MoO4 [9,98 x 10-5 g L-1])8 e esterilizar por 15 min a 121 °C e 1,5 psi.
- Inocular um balão com 1 L de meio de cultura a uma concentração aproximada de 3 x 106 células mL-1 para a microalga C. sorokiniana; ou adicionar 5% a 10% (v/v) de inóculo ao meio de cultura.
NOTA: Para manter as condições estéreis, recomenda-se o uso de capuz de fluxo laminar, luvas, jaleco e máscara facial. - Incubar o balão inoculado sob fontes de luz vermelha com uma intensidade aproximada de 3.600 a 4.200 lux, a uma temperatura compreendida entre 22-26 °C, com um fotoperíodo de 12 h de luz e 12 h de escuridão para C. sorokiniana e fotoperíodo de 16 h de luz e 8 h de escuridão para H. pluvialis, e agitar manualmente de 24 em 24 h, aproximadamente por 7 dias para ambas as cepas.
NOTA: Manter em condições de crescimento durante pelo menos 7-10 dias (até obter uma cor verde intensa) para C. sorokiniana e 10-12 dias para H. pluvialis. Para obter o concentrado de microalgas que servirá de inóculo na cinética, é necessário retirar o meio sobrenadante das algas produzidas. - Em um ambiente estéril, encha os tubos de centrifugação cônicos estéreis de 15 mL com aproximadamente 10 mL de meio inoculado e centrifugue a 3.000 x g por 20 min sob 25-30 °C.
- Em condições estéreis, remova o sobrenadante usando uma micropipeta ou despejando e concentrando a biomassa em um tubo de centrifugação cônico estéril de 50 mL.
- Repetir este processo se necessário até obter o volume de inóculo necessário para a cinética.
- Meça a densidade óptica (OD550 nm) do inóculo para determinar a concentração celular das microalgas e armazene-a a uma temperatura de 3-4 °C até que esteja pronta para uso.
NOTA: A contagem celular direta foi inicialmente realizada para correlacionar a concentração celular com a absorbância. Uma vez contado, o inóculo pode ser armazenado sob refrigeração por no máximo 4 dias.
2. Estudo da cinética de crescimento
- Preparar o volume necessário de 3N-BBM+ V(CCAP) adequado para cada experiência (8 L para os testes de nível do fotobiorreator para C. sorokiniana e 0,5 L para os testes de nível do frasco para H. pluvialis) de acordo com os procedimentos laboratoriais padrão, garantindo uma esterilização adequada.
- Para o fotobiorreator e os frascos, configure a fonte de luz para o espectro de cores desejado (azul a 460 nm, roxo, mistura de 460 nm e 630 nm para C. sorokiniana e vermelho a 630 nm para H. pluvialis); Cubra ambos os sistemas para evitar interferência de luz externa.
NOTA: Devido à variação no comprimento de onda emitido por cada diodo emissor de luz, a espectrorradiometria foi realizada usando um espectrorradiômetro nas fontes de luz para determinar o comprimento de onda e a potência de emissão de cada diodo9. A luz roxa foi obtida combinando LEDs vermelhos e azuis, resultando em comprimentos de onda de 460 nm com uma potência de emissão de 1,65 W nm-1 para os LEDs azuis e 630 nm com uma potência de emissão de 0,6 W nm-1 para os LEDs vermelhos. Essas medidas foram usadas para os testes realizados apenas sob luz azul e vermelha. - Programe o temporizador para alternar entre ciclos de 12 h de luz e 12 h de escuridão para C. sorokiniana e ciclos de 16 h de luz e 8 h de escuridão para H. pluvialis.
- Conecte o sistema de aeração de CO2 ao vaso de cultura do fotobiorreator para fornecer suprimento de dióxido de carbono em intervalos de 12 h para C. sorokiniana.
- Inocular o recipiente de cultura com um volume suficiente de pré-inóculo para atingir uma densidade celular inicial de 3 x10,5 células mL-1 ou o seu equivalente em densidade óptica (DO550 nm) = 0,180.
NOTA: Assegure a técnica asséptica durante a inoculação para evitar contaminação. - Colete amostras da cultura em intervalos regulares de 12 h para C. sorokiniana e 8 h para H. pluvialis para monitorar o crescimento celular e os parâmetros fisiológicos. Colete amostras usando técnicas estéreis para manter a integridade da cultura.
3. Quantificação das clorofilas
NOTA: Os dados para quantificação celular são fornecidos no Arquivo Suplementar 1.
- Coloque 40 mL da amostra em tubos de centrifugação cônicos de plástico.
- Centrifugue a 3.000 x g por 20 min a 15 ° C e descarte o sobrenadante por decantação ou usando uma pipeta Pasteur.
- Transfira o pellet celular para um tubo de vidro coberto com papel alumínio e uma tampa de rosca para evitar a oxidação.
- Ressuspenda o pellet celular com 3 mL de solução de acetona pura a 90% usando um vórtice.
- Sonicar a amostra suspensa num banho de gelo durante dois ciclos de 5 minutos cada e deixá-la repousar a 4 °C durante 16 h10.
- Após 16 h, sonicar novamente nas mesmas condições mencionadas na etapa anterior (etapa 3.5) e centrifugar novamente nas condições descritas anteriormente (etapa 3.2).
- Separe o extrato de pigmento usando uma pipeta Pasteur e transfira-o para outro tubo limpo e protegido da luz.
- Coloque o extrato de pigmento em uma célula de quartzo para ler em um espectrofotômetro nos comprimentos de onda de 630 nm, 647 nm e 664 nm.
NOTA: Calibre o espectrofotômetro com acetona a 90%. - Para calcular as concentrações de clorofila, use as seguintes equações11:
Clorofila a = 11,93 A664 - 1,93 A647
Clorofila b = 20,36 A647 - 5,50 A664
NOTA: Os resultados são expressos em μg mL-1 de extrato, que são multiplicados pelo volume do extrato e divididos pelo número de mL de amostra para obter concentrações de clorofila em μg mL-1 de cultura. - Para obter valores em μg chl cell-1, use a seguinte fórmula:
μg chl célula-1 = μg chl em 1 mL de cultura / concentração de células [células mL-1] na cultura.
Resultados
Para observar a eficiência da técnica em detectar variações na concentração celular de clorofila e avaliar o efeito dos fatores de crescimento em C. sorokiniana, foi estabelecido um delineamento experimental Taguchi L4 , avaliando a adição de volume de CO2 , cor clara e intensidade de luz. Cada fator foi avaliado em níveis baixo e alto, conforme apresentado na Tabela 1, nas condições definidas pelo delineamento experimental da Tabela 2.
Uma vez concluído o processo experimental, os resultados mostraram que a combinação de baixa adição de CO2, luz roxa e alta intensidade de luz (C1, P, I2) correspondente ao tratamento 2, aumentou o crescimento microbiano para 7,83 x 105 células mL-1. Por outro lado, o teor de clorofila foi maior no tratamento 4 nas condições C2, P, I2, atingindo uma concentração de 5,92 x 10-7 μg cel-1 em 132 h (Figura 1) coincidindo com a luz roxa e a alta intensidade de luz como os níveis ótimos dos fatores em ambas as experiências.
Ao mesmo tempo, um comportamento semelhante foi observado nas quatro linhagens avaliadas. No entanto, uma clara favorabilidade foi observada nos testes realizados sob luz roxa. Esse padrão sugere que a luz roxa pode impactar positivamente os resultados, potencialmente promovendo condições ideais para o crescimento ou atividade celular. Essas descobertas ressaltam a importância de considerar cuidadosamente as condições de iluminação em experimentos biológicos.
A partir da análise estatística, obteve-se o gráfico de efeitos principais. Na Figura 2, pode-se observar como cada nível dos fatores avaliados influencia a produção de clorofila em C. sorokiniana. As melhores condições para a produção de clorofila foram alta adição de CO2, luz roxa e alta intensidade de luz (C2, P, I2), onde a cor e a concentração de dióxido de carbono apresentam valores de significância muito próximos, enquanto a intensidade de luz apresenta um efeito menos significativo nas variáveis de resposta avaliadas.
Além disso, foi gerado um diagrama de contraste (Figura 3), mostrando o comportamento da concentração de clorofila celular de acordo com o efeito da adição de volume de CO2 e a cor clara a que foram submetidos.
Observou-se que a luz roxa (uma mistura de luz azul e vermelha) e uma alta intensidade de luz promovem significativamente o crescimento microbiano e a produção de clorofila. Enquanto isso, uma alta adição de CO2 influencia ambos os parâmetros positiva e negativamente, respectivamente, pois aumenta a concentração celular de clorofila ao máximo durante a experimentação, mas dificulta o crescimento microbiano. No entanto, é perceptível que, sob luz roxa, uma adição de volume de CO2 de pulsos de 20 s de CO2 a cada 12 h a uma taxa de fluxo de 8,5 pés³ h-1 permite uma resposta favorável para ambos os parâmetros.
Para validar o método e os resultados obtidos de C. sorokiniana, um teste confirmatório em nível de frasco foi realizado em H. pluvialis sob luz vermelha devido à sua característica natural de degradar a clorofila para sintetizar astaxantina sob condições de estresse, que foram induzidas às 168 h pelo aumento da salinidade do meio. Foi gerado um gráfico de concentração (Figura 4) onde a concentração máxima de clorofila foi obtida em 0 h com 1,41 x 10-7 μg cel-1. Nesse caso, devido ao comportamento natural das microalgas, foi observada uma diminuição na concentração de clorofila, sugerindo potenciais alterações fisiológicas no modelo biológico sob investigação. Isso é ilustrado na Figura 5, que mostra uma micrografia de C. sorokiniana (Figura 5A) e duas micrografias de H. pluvialis: uma na fase verde (Figura 5B) e outra na fase de mudança e produção de astaxantina (Figura 5C). Curiosamente, apesar desse declínio, nenhuma interferência ocorreu com a presença de compostos carotenóides, que são, por sua vez, pigmentos lipossolúveis presentes neles; Esta é uma forte evidência da seletividade e reprodutibilidade da técnica em microalgas com diversas capacidades e comportamentos.
O gráfico mostra uma diminuição na concentração total de clorofila ao longo do experimento. Notavelmente, há um aumento na clorofila a em comparação com a clorofila b em 50 h, onde a concentração de clorofila b diminui significativamente. O declínio mais substancial na concentração de clorofila ocorre no final da fase de crescimento exponencial. Essa diminuição é atribuída à produção de carotenóides em H. pluvialis.
Da mesma forma, a análise da composição da clorofila a e b foi realizada para o tratamento com maior produção de C. sorokiniana (C1, P, I2) na Figura 6. Ao contrário de H. pluvialis, a produção de clorofilas apresentou um aumento consistente ao longo de todo o período de experimentação, que foi analisado apenas durante a fase exponencial. Observa-se que, semelhante ao H. pluvialis, a clorofila a está inicialmente presente em proporções menores do que a clorofila b no início do experimento; No entanto, essas proporções sofrem uma mudança notável na marca de 50 horas, com a clorofila A mostrando uma taxa de produção mais alta do que a clorofila B a partir de então.
A técnica analítica empregada neste estudo provou ser eficiente na detecção de mudanças dentro de um modelo biológico e em diferentes modelos biológicos. Essas descobertas ressaltam a sensibilidade e a precisão do método analítico, permitindo uma compreensão diferenciada da dinâmica da clorofila dentro e entre os sistemas biológicos. Tais insights são inestimáveis para desvendar os intrincados mecanismos que governam a síntese e o metabolismo do pigmento, abrindo caminho para novos avanços na pesquisa biotecnológica e ambiental.
Figura 1: Conteúdo celular de clorofila sob tratamentos de planejamento experimental. Conteúdo celular de clorofila medido em Chlorella sorokiniana em diferentes tratamentos experimentais. Dados apresentados como desvio padrão para n = 3. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Gráfico de efeitos principais para o conteúdo de clorofila celular. Gráfico de efeitos principais ilustrando o impacto de diferentes tratamentos no conteúdo de clorofila celular em Chlorella sorokiniana. Dados apresentados como desvio padrão para n = 3. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Gráfico de contorno da concentração de clorofila celular. Gráfico de contorno mostrando a relação entre a concentração de clorofila celular, concentração de CO2 e cor clara. A cor da luz é representada com o eixo 1 como azul e o eixo 2 como roxo, com níveis intermediários indicando a adição de luz vermelha. Dados apresentados como desvio padrão para n = 3. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Concentração de clorofila durante a cinética de crescimento de H. pluvialis . Concentração de clorofila medida sobre a cinética de crescimento de Haematococcus pluvialis. Dados apresentados como desvio padrão para n = 3. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Micrografias de C. sorokiniana e H. pluvialis. Imagens micrográficas de Chlorella sorokiniana (A) e Haematococcus pluvialis, ilustrando um espécime na fase verde (B) e outro na fase vermelha inicial (C). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Concentração de clorofila durante a cinética de crescimento de C. sorokiniana . Concentração de clorofila medida sobre a cinética de crescimento de Chlorella sorokiniana. Dados apresentados como desvio padrão para n = 3. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Fator | Nível baixo | Alto nível |
| Adição de CO2 (L) | C1 | C2 |
| Cor clara | Azul (B) | Roxo (P) |
| Intensidade da luz (Lux) | Eu1 | Eu2 |
Tabela 1: Fatores cinéticos e níveis. Visão geral dos fatores cinéticos e seus respectivos níveis: C1 = 0,078 L; C2 = 0,15 L; B = Luz azul; P = Luz roxa; I1 = 550 lux; I2 = 1200 lux.
| Tratamento | Adição de CO2 | Cor clara | Intensidade da luz (Lux) |
| (L) | |||
| 1 | C1 | B | Eu1 |
| 2 | C1 | P | Eu2 |
| 3 | C2 | B | Eu1 |
| 4 | C2 | P | Eu2 |
Tabela 2: Desenho experimental e tratamentos. Resumo do delineamento experimental e tratamentos aplicados: C1 = 0,078 L; C2 = 0,15 L; B = Luz azul; P = Luz roxa; I1 = 550 lux; I2 = 1200 lux.
Arquivo Suplementar 1: Dados de quantificação celular. Clique aqui para baixar este arquivo.
Discussão
O estudo comparativo entre H. pluvialis e C. sorokiniana revelou diferenças significativas na dinâmica de produção de clorofila. Enquanto H. pluvialis exibiu uma diminuição na concentração de clorofila ao longo do experimento, C. sorokiniana mostrou um aumento constante. Além disso, houve inicialmente uma menor proporção de clorofila a em ambas as espécies, mas essa proporção se inverteu em condições particulares de crescimento, o que pode dar indícios de uma indução da produção das referidas clorofilas por meio da seletividade ou exposição de comprimentos de onda específicos. Esses achados sugerem uma resposta única de cada espécie às condições experimentais, destacando a sensibilidade da técnica analítica usada para detectar mudanças dentro e entre modelos biológicos. A capacidade de discernir mudanças sutis nas proporções de clorofila a e b fornece novos insights sobre a regulação da síntese de pigmentos em microalgas, o que pode ter implicações significativas em campos como biotecnologia e pesquisa ambiental.
A detecção de períodos de aumento da produção de clorofila é crucial devido ao seu papel como pigmento primário no processo de fotossíntese. A clorofila a é essencial para capturar a energia da luz e convertê-la em energia química, que é então usada para impulsionar o crescimento e o metabolismo celular. Portanto, um aumento na produção de clorofila a indica um aumento na capacidade fotossintética dos organismos, sugerindo condições ideais para o crescimento microbiano12; isso apóia a observação em C. sorokiniana de que os testes que geraram uma maior concentração de clorofila foram aqueles em que foi obtido maior crescimento celular, fornecendo informações valiosas sobre quando as condições ambientais são mais favoráveis para o desenvolvimento e proliferação de microrganismos fotossintéticos.
Em particular, entender as proporções de clorofila em H. pluvialis é especialmente intrigante, pois pode fornecer sinais importantes sobre o estado de estresse das microalgas. Quando as condições se tornam desfavoráveis, como sob alta luz ou privação de nutrientes, as microalgas podem reduzir a produção de clorofila e, em vez disso, sintetizar pigmentos carotenóides como a astaxantina11. Essa transição de fases de crescimento verde, caracterizadas por altas concentrações de clorofila, para fases induzidas por estresse ricas em astaxantina é benéfica para maximizar o rendimento de astaxantina. Ele ressalta a importância de monitorar os níveis de clorofila como um proxy para a resposta ao estresse e a dinâmica de produção de pigmentos no cultivo de H. pluvialis .
Além disso, embora as limitações da técnica sejam poucas devido à sua alta seletividade, precauções como manter os extratos longe da luz para evitar a oxidação e manusear amostras centrifugadas com cuidado para eliminar a turbidez dos resíduos de biomassa são essenciais. Além disso, uma desvantagem do método é a necessidade de volumes de amostra relativamente grandes, especialmente para meios diluídos ou estudos cinéticos de longo prazo no nível do frasco, o que pode representar desafios logísticos. Essas considerações destacam a importância de um projeto experimental cuidadoso e manuseio de amostras para maximizar a eficácia das técnicas de análise de clorofila na pesquisa de microalgas.
Divulgações
Os autores não têm nada a divulgar.
Agradecimentos
Os autores agradecem o financiamento parcial do TecNM no âmbito da Chamada de Pesquisa Científica, Desenvolvimento Tecnológico e Inovação (16898.23-P) para os Institutos Tecnológicos Federais. Eles também agradecem o apoio do Instituto de Ciencia, Tecnología e Innovación del Estado de Michoacán de Ocampo (FCCHTI23_ME-4.1.-0001).
Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| C3H6O | Meyer | 67-64-1 | Acetona 90% |
| 15 mL tubo | Biologix | 10-9502 | Tubo de ensaio |
| 2510-DTH | Branson | D-73595 | Sonicator |
| 5 mL tampa de rosca tubo de ensaio | Kimax | 45066-13100 | Tubo |
| de ensaio 50 mL tubo de centrífuga | Biologix | 10-9151 | |
| Folha de alumínio | Reynolds | 611 padrão, 12" x 1000 pés | Capa de tubo de ensaio |
| CaCl2 | Meyer | 0925-250 | Centrífuga de Cloreto |
| Cálcio | Centrífuga Dynamica | 14 R | CoCl refrigerado |
| 2< / sub> | Merck | 1057-100 | Dicloreto de cobalto |
| FeCl3< / sub> | Merck | 157740 | Cloreto de ferro (III) |
| K2< / sub>HPO4< / sub> | Meyer | 2051-250 | Fosfato dipotássico |
| KH2< / sub>PO4 | Meyer | 2055-250 | Fosfato Monopotássico |
| MgSO4 | Meyer | 1605-250 | Micropipeta de Sulfato de Magnésio |
| Modelo LabNet | Micropipeta | Beta-Pette | |
| MnCl2 | Merck | 429449 | Cloreto de Manganês(II) |
| Na2 EDTA | Merck | 200-449-4 | Edatamil, Edetato Sal Dissódico Dihidratado |
| Na2MoO4 | Merck | 243655 | Molibdato de Sódio |
| NaCl | Meyer | 2365-500 Cloreto de | Sódio |
| NaNO3 | Meyer | 2465-250 | Nitrato de Sódio |
| RGB Faixa LED | Steren | GAD-LED2 | Luz fonte |
| Espectrofotômetro | PerkinElmer | Modelo Lambda35 | Espectrofotômetro |
| espectrorradiômetro | Gigahertz-Optik | modelo BTS256 | |
| Vortex | Scientific Industries | Vortex-Genie® 2 | Vortex |
| ZnCl2 | Merck | 208086 | Cloreto de Zinco |
Referências
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Reimpressões e permissões
