Artigo de método

Injeção intravenosa otimizada em peixe-zebra adulto

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DOI:

10.3791/67463

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20 de dezembro de 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine, School of Clinical Medicine, LKS Faculty of Medicine, The University of Hong Kong, 2ZeBlast Technology Limited, Hong Kong Science Park, 3Centre for Oncology and Immunology, Hong Kong Science Park

Neste artigo

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo otimizado e eficaz para a injeção intravenosa de células ou agentes farmacológicos em peixes-zebra adultos, resultando em enxerto celular aprimorado e aumento das taxas de sobrevivência do peixe-zebra tratado.

Resumo

A injeção intravenosa (IV) é amplamente reconhecida como o método mais eficaz e comumente utilizado para alcançar a entrega sistêmica de substâncias em modelos de pesquisa em mamíferos. No entanto, sua aplicação em peixes-zebra adultos para administração de medicamentos, transplante de células-tronco e estudos regenerativos e de câncer tem sido limitada devido aos desafios impostos por seu pequeno tamanho corporal e vasos sanguíneos intrincados. Para superar essas limitações, técnicas alternativas de injeção, como injeção intracardíaca e retroorbital (RO), foram exploradas no passado para transplante de células-tronco em peixes-zebra adultos. No entanto, essas técnicas têm suas desvantagens, incluindo a necessidade de técnicas de injeção meticulosas ou aumento do risco de mortalidade.

Neste estudo, desenvolvemos um procedimento de injeção IV refinado e otimizado especificamente adaptado ao peixe-zebra adulto, abordando os desafios associados à sua anatomia única. Para demonstrar a eficácia desta técnica, realizamos injeções intravenosas bem-sucedidas de células inteiras da medula renal de peixes Tg (mpo: EGFP) e corante FITC-dextrano em peixes Casper adultos. A visualização subsequente de células injetadas e corantes usando um microscópio de fluorescência confirmou sua entrega e enxerto bem-sucedidos dentro do peixe-zebra. Além disso, demonstramos que, em comparação com as injeções intracardíacas e de RO, a injeção IV resultou em melhores taxas de sobrevivência e eficiência de enxerto em peixes-zebra tratados. Essa abordagem permite a entrega e localização precisas de substâncias e tem grande potencial para triagem de drogas e produtos químicos em larga escala usando peixe-zebra adulto. Além disso, a capacidade de rastrear visualmente as células e corantes injetados fornece informações valiosas sobre seu enxerto, migração e interações com os tecidos do hospedeiro, permitindo uma avaliação mais abrangente dos efeitos terapêuticos e processos biológicos em modelos de peixe-zebra.

Introdução

O peixe-zebra (Danio rerio) emergiu como um organismo modelo valioso na pesquisa biomédica, principalmente devido à sua semelhança genética com os humanos, com mais de 70% dos genes humanos tendo contrapartes do peixe-zebra 1,2. Essa semelhança genética, combinada com o tamanho compacto do peixe-zebra, o rápido ciclo de desenvolvimento e a capacidade de manipulação genética extensiva, o torna uma ferramenta poderosa para a exploração científica. Esses atributos são particularmente vantajosos para experimentos envolvendo transplante de células, entrega de medicamentos e rastreamento celular. Além disso, a clareza óptica de larvas transparentes e mutantes de pigmentação específicos, como o peixe-zebra Casper, permite a visualização precisa de células ou substâncias transplantadas, oferecendo uma alternativa mais eficiente e econômica aos modelos animais tradicionais.

O peixe-zebra é amplamente utilizado para desenvolver modelos de transplante de câncer e para realizar exames de drogas para doenças graves como glioma, melanoma, tumores pancreáticos e leucemia 3,4,5,6,7,8,9,10. Normalmente, esses modelos são iniciados no estágio larval para aproveitar o sistema imunológico imaturo das larvas e a transparência inerente, o que simplifica o processo de injeção e aumenta a viabilidade de estudos de curto prazo. No entanto, o uso de larvas limita a duração da avaliação do enxerto e das intervenções terapêuticas 7,11. A transição desses protocolos experimentais para o peixe-zebra adulto apresenta desafios como procedimentos de injeção mais complexos, eficiência de enxerto reduzida, taxas de mortalidade mais altas e maior variabilidade nas respostas individuais. Esses desafios destacam a necessidade crítica de melhorar as técnicas de injeção e entrega de substâncias, particularmente para estudos envolvendo peixes-zebra adultos que requerem períodos de observação prolongados.

Historicamente, as injeções intracardíacas12 e retroorbitais (RO)13 têm sido os principais métodos de administração de medicamentos e transplante de células em peixes-zebra adultos. A injeção intracardíaca, que envolve a injeção de substâncias diretamente no coração, garante a circulação sistêmica imediata de medicamentos, mas está associada a riscos significativos, incluindo lesão cardíaca potencial e alta mortalidade. Por outro lado, a injeção de RO, que fornece materiais para o seio venoso atrás do olho, também promove rápida distribuição sistêmica, mas pode ser estressante para os peixes e exige alta precisão na execução14. As injeções intravenosas, bem estabelecidas para a administração sistêmica de substâncias em camundongos e ratos, são cruciais para estudos farmacocinéticos, avaliações de eficácia de drogas e intervenções terapêuticas nesses modelos 15,16,17,18. Recentemente, as injeções intravenosas ganharam destaque na pesquisa do peixe-zebra, particularmente em estudos de respostas imunes inatas19,20 e lesão renal aguda21 em larvas de peixe-zebra. No entanto, sua aplicação em peixes-zebra adultos permanece limitada.

Neste estudo, desenvolvemos e otimizamos um procedimento de injeção intravenosa adaptado especificamente para peixes-zebra adultos, o que melhora significativamente as taxas de sobrevivência, precisão e eficiência de entrega. Demonstramos visualmente esse método e fornecemos um protocolo detalhado usando essa técnica refinada. Administramos com sucesso injeções intravenosas de células de medula renal total (WKM) de peixes Tg (mpo: EGFP) e corante FITC-dextrana em peixes Casper adultos, com confirmação de parto e enxerto avaliados por microscopia fluorescente. Nossos achados mostram que a técnica refinada de injeção IV é mais eficiente e consistente em comparação com os métodos tradicionais intracardíacos e RO. À medida que o uso do peixe-zebra na pesquisa científica continua a se expandir, a adoção dessa técnica aprimorada de injeção intravenosa provavelmente aumentará nossa compreensão da patogênese da doença e acelerará o desenvolvimento de novas abordagens terapêuticas.

Protocolo

Todos os procedimentos em animais foram aprovados pelo Comitê do Uso de Animais de Laboratório e Pesquisa (CULATR) da Universidade de Hong Kong (HKU).

1. Preparação do material de injeção

  1. Prepare o meio de suspensão celular: 0,9x PBS + 5% de soro fetal bovino (FBS) + 1% de penicilina/estreptomicina (Pen/Strep).
  2. Esterilize a seringa Hamilton e a agulha anexada (34 G, 10 mm de comprimento, capacidade de 10 μL, consulte a Tabela de Materiais) sob luz ultravioleta com comprimento de onda de 270-280 nm e exponha os itens por 2 h.
  3. Prepare cotonetes esterilizados, almofadas de espuma e lenços de papel.
  4. Prepare a mistura anestésica diluindo a tricaína com água de peixe esterilizada até uma concentração final de 0,2 mg / mL.
  5. Para o transplante de células WKM em peixes Casper , 2 dias antes do transplante, administrar uma dose de irradiação subletal de 25 Gy, dividida em duas sessões de 12,5 Gy cada, administradas no mesmo dia com intervalo de 7-8 h entre as doses. Para o processo de irradiação, coloque de 5 a 10 peixes adultos em uma placa de Petri de 100 mm contendo água de peixe e exponha-os em um irradiador gama.
    NOTA: A dose foi determinada como subletal com base na análise de sobrevivência após a exposição do peixe Casper a vários níveis de irradiação de até 35 Gy, monitorados por 30 dias (Figura 1A). A duração exata da exposição deve ser calibrada de acordo com as configurações do irradiador. Nenhuma irradiação é necessária para procedimentos que envolvem apenas a administração de medicamentos.
  6. Use um esterilizador a vapor de autoclave de laboratório para esterilizar a água dos peixes destinada a abrigar peixes tratados (consulte a Tabela de Materiais) para prevenir infecções e garantir um ambiente de recuperação seguro para os peixes após a injeção.
    NOTA: O processo de esterilização é adaptado à unidade de autoclave específica usada e seguimos as diretrizes do fabricante para soluções líquidas de autoclavagem para preparar a água dos peixes.
  7. Prepare o tampão de lavagem da agulha: vários tubos de etanol a 75% e água ultrapura em tubos de microcentrífuga de 1,5 mL.
  8. Prepare o tampão de transplante dissolvendo FITC-Dextran (Peso Molecular: 10.000) no meio de suspensão celular previamente preparado (0,9x PBS com 5% de FBS e 1% de Pen/Strep). Ajustar a concentração para 100 μg/ml.
    NOTA: Este tampão será usado para as injeções, com um volume planejado de 2 μL por peixe.

2. Preparação da medula renal total para transplante

  1. Eutanasiar o número necessário de peixes Tg (mpo: EGFP) submergindo-os em uma solução de tricaína 0,4 mg / mL, garantindo que permaneçam na solução por pelo menos 10 minutos após a cessação do movimento opercular.
  2. Dissecar o peixe Tg(mpo: EGFP) para isolar e transferir a medula renal (KM) para o meio de suspensão celular dentro de um tubo de microcentrífuga de 1,5 mL, conforme descrito anteriormente22.
  3. Desagregar as células KM pipetando e filtrando a suspensão através de um filtro de células de nylon de 40 μm.
  4. Centrifugar a suspensão a 500 × g durante 8 min.
  5. Rejeitar o sobrenadante e ressuspender o sedimento em 500 μl de meio de suspensão celular.
  6. Contar as células utilizando um contador automático com uma alíquota de 10 μL da suspensão celular.
  7. Centrifugar novamente a 500 × g durante 8 min.
  8. Ajuste a concentração celular para 150.000 células/μL usando o tampão de transplante.

3. Procedimento de injeção

  1. Lave bem a seringa Hamilton 3-4x com etanol a 75% antes da injeção. Enxágue a seringa 3-4x com água ultrapura para remover qualquer resíduo de etanol.
  2. Administre anestesia ao peixe-zebra imergindo-o na mistura anestésica até que esteja totalmente anestesiado, evidenciado pela diminuição do movimento e perda das respostas reflexas. Uma vez que os peixes estejam sedados, posicione-os com o lado dorsal voltado para cima e a cabeça voltada para a esquerda (Figura 1B). Coloque cuidadosamente os peixes em papel de seda limpo e úmido, o que ajudará a estabilizá-los para a injeção. Certifique-se de que o tecido esteja suficientemente úmido para evitar que o peixe seque, mas não tão úmido a ponto de causar escorregamento.
  3. Segure a seringa Hamilton com firmeza e incline a agulha a ~45° em relação ao vaso primário (a veia caudal) para direcioná-la de forma eficaz, minimizando os danos aos tecidos circundantes. Para o peixe-zebra Capser , aponte para uma seção do vaso que seja visível através de seu corpo translúcido para um posicionamento preciso da agulha (Figura 1B). Para peixes-zebra do tipo selvagem (Tubingen, TU) com pele pigmentada, procure vasos primários que estejam ao longo do eixo do corpo e posteriores ao ânus na região dos vasos primários (Figura 1B). Insira a agulha com cuidado e suavidade no recipiente designado, administre a injeção (2 μL) lentamente para minimizar o estresse, garantir a absorção ideal da substância e aplique uma leve pressão no local com um cotonete por 10 s para controlar qualquer sangramento após a injeção.
  4. Observe ao microscópio para confirmar a presença de sinais de GFP, garantindo a eficácia da injeção. Confirme se as células ou corantes aparecem como sinais verdes dentro do vaso (Figura 2A).
  5. Deixe o peixe se recuperar em água de peixe recém-esterilizada após a injeção por 10 minutos até a transferência para um tanque estático.
  6. Limpe a agulha conforme descrito anteriormente entre as injeções de diferentes reagentes.
  7. Para evitar a aglomeração de células, mova a suspensão da célula a cada 10 minutos para ressuspender as células.
  8. Manter um máximo de 15 peixes transplantados em um tanque de 4 L em condições estáticas de água durante o período de tratamento. Em alternativa, alojar os peixes transplantados individualmente em tanques estáticos de 1 L. Equipe o tanque com uma bomba de oxigênio e faça trocas diárias de água para minimizar o risco de infecção.
  9. Monitore e avalie a expressão de GFP por citometria de fluxo nos peixes aproximadamente 14 dias após o transplante para avaliar a taxa de enxerto. Registre a mortalidade diária dos peixes para calcular com precisão as taxas de sobrevivência. Realize ANOVA unidirecional para análise de enxerto e o teste Log-rank para a análise de sobrevivência.

Resultados

Para avaliar a eficácia e precisão de diferentes métodos de injeção em peixes Casper adultos, foi realizada uma análise comparativa usando técnicas intracardíacas, RO e IV (Figura 2A). Quantidades variadas de células WKM de peixes Tg (mpo: EGFP) foram injetadas, cada uma misturada com corante FITC-dextrano nas concentrações de 1 × 105 e 3 × 105 células. O sucesso de cada método foi determinado por meio da avaliação microscópica imediata da presença do sinal de GFP pós-injeção. Os resultados revelaram variações significativas no sucesso do parto entre os métodos. O método de injeção IV demonstrou a maior eficácia, com sinais de GFP detectados em 41 dos 43 peixes. Em contraste, o método RO mostrou sucesso limitado, com injeções bem-sucedidas observadas em apenas 3 dos 37 peixes. O método intracardíaco alcançou uma entrega bem-sucedida em 11 dos 40 peixes (Figura 2A). A sobrevivência dos peixes transplantados também foi monitorada. Os peixes injetados por meio dos métodos RO e intracardíaco tiveram taxas de sobrevivência significativamente mais baixas em comparação com aqueles injetados por via intravenosa (Figura 2B). Notavelmente, o número de células injetadas influenciou as taxas de sobrevivência entre os peixes injetados por via intravenosa, com os receptores recebendo 3 × 105 células mostrando melhor sobrevivência. Essas descobertas destacam a eficácia e confiabilidade superiores do método de injeção IV na entrega de células e substâncias em peixes-zebra adultos.

A eficiência de enxerto de células WKM em peixes Casper receptores foi cuidadosamente avaliada pelo monitoramento do sinal GFP das células transplantadas. Em peixes que receberam injeções intravenosas, os sinais de GFP foram detectáveis já no terceiro dia após o transplante (Figura 2C), indicando um processo de enxerto rápido e eficaz. Em contraste, os peixes submetidos a injeções intracardíacas e de RO mostraram uma emergência tardia do sinal de GFP, indicando uma taxa de enxerto mais lenta. No dia 17 após o transplante, as células transplantadas haviam repovoado predominantemente a medula renal, com os sinais de GFP mais pronunciados observados nos peixes injetados por via intravenosa (Figura 2C). A análise citométrica de fluxo do KM dos receptores ressaltou ainda mais a eficácia do método de injeção IV. Nos receptores inicialmente injetados com 3 × 105 células por via intravenosa, aproximadamente 18% das células no KM foram positivas para GFP, uma proporção semelhante à encontrada na medula renal do peixe doador Tg (mpo: EGFP) que não havia sido submetido a nenhum transplante (Figura 2D, E). Em contraste, a injeção intracardíaca resultou em cerca de 5% de células positivas para GFP, enquanto o método RO produziu apenas cerca de 2% de células positivas para GFP na medula renal dos receptores. Além disso, a taxa de enxerto correlacionou-se positivamente com o número de células injetadas, demonstrando que doses celulares mais altas levaram a um maior enxerto. Esses resultados confirmam a robustez da técnica de injeção IV em facilitar o enxerto celular e subsequente repovoamento da medula renal.

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Figura 1: Resultados de sobrevivência pós-irradiação e injeção intravenosa em peixe-zebra adulto. (A) Os peixes Casper foram expostos a até 35 Gy de irradiação e monitoraram a sobrevida por 30 dias, confirmando 25 Gy como uma dosagem subletal (n = 10 para todos os grupos). (B) Diagramas esquemáticos que ilustram os locais de injeção para o peixe-zebra Casper e TU, juntamente com exemplos de peixes injetados com sucesso. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

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Figura 2: Comparação de injeções retroorbitais, intracardíacas e intravenosas em peixe-zebra adulto. (A) Representações esquemáticas e resultados representativos dos métodos de injeção RO, intracardíaca e IV em peixe-zebra adulto. Os números no canto inferior direito indicam a contagem de peixes injetados com sucesso ou incorretamente em relação ao número total tentado para cada método, o sinal GFP foi verificado no microscópio fluorescente imediatamente após a injeção. (B) Sobrevida global dos receptores após transplantados com diferentes números de células da medula renal do doador por diferentes métodos de injeção (IV-100K: n = 24; Intracardíaco-100K: n = 10; RO-100K: n = 12; IV-300K: n = 20; 300K intracardíaco: n = 6; RO-300K: n = 8). (C) Observação da eficiência do enxerto em receptores pós-transplante via métodos de injeção RO, intracardíaca e IV (D) Gráfico de citometria de fluxo representativo para as células GFP-positivas em KM dos receptores 17 dias após o transplante. (E) A porcentagem de células GFP+ no KM dos receptores 17 dias após o transplante, bem como no KM de peixes Tg(mpo:EGFP) doadores sem irradiação (IV-100K: n = 30; Intracardíaco-100K: n = 28; RO-100K: n = 22; IV-300K: n = 22; Intracardíaco-300K: n = 26; RO-300K: n = 18). Os dados são médios ± s.e.m. A ANOVA de uma via foi realizada para D. O teste Log-Rank foi realizado para B. *P < 0,05, **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001. Barras de escala = 1 mm (A, C). Abreviaturas: RO = retro-orbital; IV = intravenosa; GFP = proteína fluorescente verde; KM = medula renal; SSC-A = área do pico de dispersão lateral; FITC-A = área do pico do isotiocianato de fluoresceína. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussão

Neste estudo, desenvolvemos um protocolo de injeção intravenosa adaptado para peixes-zebra adultos para aumentar a precisão e a consistência da entrega de células ou medicamentos. Um elemento crítico desse método é a capacidade de localizar e visualizar a veia primária, o que é crucial para a administração precisa de substâncias. Embora a cepa translúcida de peixe-zebra Casper seja recomendada para visibilidade ideal da embarcação, nosso protocolo é adaptável para uso com várias cepas de peixe-zebra adulto, desde que sejam feitos ajustes adequados para visibilidade e precisão. A seleção de um calibre de agulha apropriado foi essencial para minimizar o dano vascular e garantir o transporte eficaz da substância. Além disso, foram priorizados cuidados abrangentes pós-injeção, incluindo a manutenção de água limpa e bem oxigenada. Essas práticas não apenas simplificaram o processo de injeção, mas também melhoraram significativamente a saúde e a sobrevivência do peixe-zebra, levando a resultados experimentais mais confiáveis e reprodutíveis.

Além disso, realizamos uma análise comparativa das técnicas de injeção intracardíaca, RO e IV em peixes-zebra adultos, demonstrando as vantagens distintas do método IV no aumento das taxas de sobrevivência e na promoção do enxerto celular. Apesar de seu uso tradicional, as injeções intracardíacas estão associadas a altas taxas de mortalidade13, e a precisão necessária para injeções eficazes de RO é difícil de alcançar consistentemente14. A natureza minimamente invasiva da técnica IV mitiga significativamente o estresse e o trauma físico para os peixes, levando a resultados substancialmente melhores de sobrevivência e enxerto após a injeção. Além disso, a rápida detectabilidade dos sinais de GFP no dia 3 após o transplante em peixes injetados por via intravenosa ressalta ainda mais a eficiência do método em facilitar o enxerto celular eficaz. Em contraste, o surgimento mais lento de sinais de GFP em peixes injetados intracardíacos e a quase ausência de sinais em peixes injetados com RO sublinham as limitações desses métodos alternativos, sugerindo a abordagem IV como uma abordagem mais eficaz.

Embora o método de injeção IV ofereça vantagens significativas, ele tem limitações potenciais, como a necessidade de equipamentos especializados e treinamento para obter alta precisão. Além disso, embora a translucidez da cepa Casper facilite a visualização das veias, adaptar esse método a cepas menos translúcidas pode exigir visibilidade adicional e aprimoramentos tecnológicos. Além disso, é necessária uma investigação mais aprofundada para avaliar os efeitos a longo prazo das injeções intravenosas e avaliar a estabilidade das células enxertadas por longos períodos em peixe-zebra, o que será crucial para validar o sucesso sustentado e a segurança dessa técnica.

A eficácia da técnica de injeção IV na entrega de substâncias na corrente sanguínea e na obtenção de altos níveis de enxerto em peixes-zebra adultos tem várias implicações para pesquisas futuras. Este método permite o uso mais eficaz do peixe-zebra adulto em estudos de longo prazo, abordando algumas limitações associadas aos modelos larvais. A confiabilidade do método IV aumenta a precisão dos modelos para estudar doenças complexas e realizar exames de drogas, potencialmente levando a avanços significativos nas estratégias terapêuticas. Além disso, o sucesso das injeções intravenosas na obtenção de enxerto robusto estabelece uma base sólida para uma maior exploração na manipulação genética e transplante, o que é essencial para investigar distúrbios genéticos e respostas imunológicas. Os avanços neste protocolo de injeção intravenosa estão prestes a fazer contribuições substanciais para a pesquisa do peixe-zebra, refinando ferramentas para pesquisa biomédica e acelerando o progresso na compreensão e tratamento de doenças humanas.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a declarar.

Agradecimentos

Agradecemos ao Zebrafish Facility do Centro de Pesquisa em Medicina Comparada (CCMR) da Universidade de Hong Kong. Agradecemos à Sra. Jo Yiu Ling Wong pela assistência animal. Os trabalhos foram apoiados pelo Esquema de Pesquisa Baseada em Temas (T12-702/20-N), Projetos do Fundo de Pesquisa Médica e de Saúde nº 08192066 e nº 08193106, Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (NSFC)/Conselho de Bolsas de Pesquisa (RGC) Esquema de Pesquisa Conjunta 2021/22 N_HKU745/21, o Programa Nacional de P&D da China (2023YFA1800100) e o Centro de Oncologia e Imunologia sob a Iniciativa Health@InnoHK financiada pela Comissão de Inovação e Tecnologia, o Governo da RAE de Hong Kong, China (A.Y.H.L.).

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Autoclaves Esterilizador a VaporHIRAYAMA HRG-140
Centrífuga 5424Eppendorf
Countess 3 Contador de Células AutomatizadoThermofisher
Countess II FLInvitrogen
Etil 3-aminobenzoato metanossulfonato sal (Tricaína)Sigma-aldrichMKCL9483
Falcon 40 µ m Cell StrainerCORNINGBlue, Estéril, Embalado Individualmente, 50/Caixa
FBS, QualificadoGibco26140079
FITC-Dextran (MW 10000) MedChemExpress60842-46-8
Hamilton HAMI20743434 G, 10 mm de comprimento
Micro seringaHamilton 7635-01 10 µ Capacidade L, Modelo 701 RN
Nikon SMZ18
PBS pH 7.4 (1x)Gibco10010023
Penicilina-Estreptomicina (5,000 U/mL)Gibco™15070063100x
Ponteiras de PipetaEppendorf epTIPS
Pipeta de Canal Únicoeppendorf 05-403-151
Água Destilada UltraPureInvitrogen10977015
Agulha de injeção

Referências

  1. Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
  2. Lieschke, G. J., Currie, P. D. Animal models of human disease: zebrafish swim into view. Nat Rev Genet. 8 (5), 353-367 (2007).
  3. Wu, J. Q., et al. Patient-derived xenograft in zebrafish embryos: a new platform for translational research in gastric cancer. J Exp Clin Cancer Res. 36 (1), 160(2017).
  4. Welker, A. M., et al. Correction: Standardized orthotopic xenografts in zebrafish reveal glioma cell-line-specific characteristics and tumor cell heterogeneity. Dis Model Mech. 9 (9), 1063-1065 (2016).
  5. Stoletov, K., Montel, V., Lester, R. D., Gonias, S. L., Klemke, R. High-resolution imaging of the dynamic tumor cell vascular interface in transparent zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (44), 17406-17411 (2007).
  6. Etchin, J. P. K. J., Look, A. T. Zebrafish as a model for the study of human cancer. Methods Cell Biol. 105, 309-337 (2011).
  7. Khan, N., Mahajan, N. K., Sinha, P., Jayandharan, G. R. An efficient method to generate xenograft tumor models of acute myeloid leukemia and hepatocellular carcinoma in adult zebrafish. Blood Cells Mol Dis. 75, 48-55 (2019).
  8. Corkery, D. P., Dellaire, G., Berman, J. N. Leukaemia xenotransplantation in zebrafish--chemotherapy response assay in vivo. Br J Haematol. 153 (6), 786-789 (2011).
  9. He, B. L., et al. Functions of flt3 in zebrafish hematopoiesis and its relevance to human acute myeloid leukemia. Blood. 123 (16), 2518-2529 (2014).
  10. Wang, D., et al. Transgenic IDH2(R172K) and IDH2(R140Q) zebrafish models recapitulated features of human acute myeloid leukemia. Oncogene. 42 (16), 1331(2023).
  11. Fan, R. Y., et al. Zebrafish xenograft model for studying mechanism and treatment of non-small cell lung cancer brain metastasis. J Exp Clin Cancer Res. 40 (1), 371(2021).
  12. LeBlanc, J., Bowman, T. V., Zon, L. Transplantation of whole kidney marrow in adult zebrafish. J Vis Exp. (2), e159(2007).
  13. Pugach, E. K., Li, P., White, R., Zon, L. Retro-orbital injection in adult zebrafish. J Vis Exp. (34), e1645(2009).
  14. Benjamin, D. C., Hynes, R. O. Intravital imaging of metastasis in adult zebrafish. BMC Cancer. 17 (1), 660(2017).
  15. Hilligan, K. L., et al. Intravenous administration of BCG protects mice against lethal SARS-CoV-2 challenge. J Exp Med. 219 (2), e20211862(2022).
  16. Moreo, E., et al. Intravenous administration of BCG in mice promotes natural killer and T cell-mediated antitumor immunity in the lung. Nat Commun. 14 (1), 6090(2023).
  17. Wang, Z., et al. Intravenous administration of IL-12 encoding self-replicating RNA-lipid nanoparticle complex leads to safe and effective antitumor responses. Sci Rep. 14 (1), 7366(2024).
  18. Saleem, M., et al. A new best practice for validating tail vein injections in rat with near-infrared-labeled agents. J Vis Exp. (146), e59295(2019).
  19. Rojas, A. M., Shiau, C. E. Brain-localized and Intravenous Microinjections in the Larval Zebrafish to Assess Innate Immune Response. Bio Protoc. 11 (7), e3978(2021).
  20. van Soest, J. J., et al. Comparison of static immersion and intravenous injection systems for exposure of zebrafish embryos to the natural pathogen Edwardsiella tarda. BMC Immunol. 12, 58(2011).
  21. Cianciolo Cosentino, C., Roman, B. L., Drummond, I. A., Hukriede, N. A. Intravenous microinjections of zebrafish larvae to study acute kidney injury. J Vis Exp. (42), e2079(2010).
  22. Gerlach, G. F., Schrader, L. N., Wingert, R. A. Dissection of the adult zebrafish kidney. J Vis Exp. (54), e2839(2011).

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