É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Perfusão de Máquinas Normothermicas de Rins de Rato para Transplante

1.4K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/68251

⸱

27 de janeiro de 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Organ Transplantation Center, The First Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Organ Donation and Transplant Immunology, 3Sun Yat-sen University & Huayue Bio-Artificial Kidney and Renal Regeneration Research Laboratory, 4Zhongshan School of Medicine, Sun Yat-sen University, 5Yuxi Zhongshan Hospital

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo descreve a perfusão normotérmica ex vivo de um rim de rato para transplante subsequente em um rato receptor.

Resumo

A técnica de perfusão normotérmica por máquinas (NMP) é uma tecnologia promissora de preservação de órgãos que oferece uma plataforma de avaliação e intervenção ex-vivo de órgãos. Devido à disponibilidade limitada de órgãos descartados clinicamente e ao alto custo dos modelos animais grandes, o modelo NMP em pequenos animais tem sido considerado uma alternativa promissora para pesquisa. Aqui, estabelecemos um protocolo padronizado de PNM e transplante para rins de ratos, fornecendo um guia passo a passo para aquisição de rins, preservação de NMP e transplante. Os detalhes e parâmetros do NMP foram registrados. Todos os receptores de ratos sobreviveram com sucesso a esse procedimento cirúrgico e à técnica NMP, e a função do enxerto renal permaneceu normal após o transplante. A taxa de sobrevivência e a histologia do enxerto da NMP não mostraram diferença significativa em relação à do armazenamento estático a frio (SCS) no dia pós-operatório 7. Essa nova estratégia de NMP em modelos de pequenos animais pode beneficiar estudos básicos relacionados à preservação, avaliação e intervenção de órgãos no futuro. Além disso, esse modelo oferece uma plataforma escalável e custo-efetiva para testes pré-clínicos de terapêuticos, técnicas de imagem e intervenções relacionadas à perfusão.

Introdução

A doença renal em estágio terminal (DSC) é um fardo em rápido crescimento para a saúde e os sistemas de saúde ao redor domundo 1,2,3. Embora a diálise seja a terapia predominante para a DARK na maioria dos países, o transplante renal continua sendo o tratamento padrão-ouro, proporcionando melhor qualidade de vida e melhorando a sobrevivência e o prognóstico em comparação com adiálise 1,3,4,5. No entanto, a escassez de rins doadores limita a disseminação adicional do transplante renal e leva ao aumento do uso de enxertos doados após a morte circulatória (DCD) ou retirados de doadores com critério estendido (ECD)6,7,8.

O armazenamento estático a frio (SCS) é atualmente o método padrão para preservação de órgãos, mas a isquemia fria prolongada aumenta o risco de função retardada do enxerto (DGF) e provoca rejeição aguda e crônica, especialmente em enxertos de DCD ouECD 9,10,11,12. Portanto, buscar um método de preservação de órgãos para minimizar os danos por isquemia a frio e melhorar o prognóstico do enxerto é fundamental. Perfusão de máquinas normothermicas (NMP) é uma técnica emergente para preservação de órgãos que pode imitar condições fisiológicas ao circular o perfusado aquecido e oxigenado peloórgão 12,13,14,15. Isso também pode manter um estado metabólico próximo ao fisiológico, possibilitando avaliar a viabilidade dos órgãos, amenizar lesões isquêmicas a frio e até reparar danos nosórgãos 16,17,18,19,20. Comparado ao SCS, a NMP resulta em uma porcentagem reduzida de DGF e um melhor prognóstico do enxerto tanto em DCD quanto em ECD 17,21,22.

Os rins suínos e rins descartados clínicos em humanos são atualmente usados em pesquisas básicas deNMP 20,23,24. No entanto, deve-se notar que modelos suínos enfrentam limitações significativas, incluindo altos custos de criação, grandes exigências de dosagem de medicamentos e escassez de reagentes específicos para cadaespécie 25. Além disso, o uso de órgãos humanos descartados envolve disponibilidade limitada e processos complexos de revisão ética. Essas restrições restringem coletivamente sua ampla aplicação na pesquisa básica. Em contraste, modelos animais pequenos de roedores (particularmente modelos de ratos), embora atualmente sub-representados na literatura, oferecem custos operacionais substancialmente menores e abundantes reagentes comercialmente disponíveis. Essas vantagens os posicionam como plataformas promissoras para o avanço de estudos fundamentais 26,27,28. Com base nessa justificativa, desenvolvemos e validamos um modelo de NMP e transplante baseado em ratos neste manuscrito.

Este artigo apresenta um protocolo detalhado para estabelecer NMP e transplante em rins de ratos. Inclui a preparação do sistema de perfuso e perfusão, além de uma descrição abrangente do procedimento cirúrgico tanto para rins doadores quanto para receptores. Esse modelo demonstra potencial para ser um modelo animal ideal para o estudo do transplante renal, especialmente como plataforma para processar e monitorar a eficácia de medicamentosrelevantes 19,29,30,31.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Os protocolos de animais foram aprovados pelo Comitê de Cuidado e Uso Animal do Centro de Animais de Laboratório da Universidade Sun Yat-sen (nº SYSU-IACUC-2023-000717). Todos os animais neste estudo eram ratos machos de Sprague–Dawley com idades de 7 a 8 semanas (250–300 g), Livres de Patógenos Específicos (FPS) e atenderam aos requisitos padrão de segurança de animais de laboratório (veja a lista de exclusão de patógenos na Tabela Suplementar S1). Eles recebiam uma dieta padrão e eram alojados em uma sala livre de patógenos no Centro de Animais de Laboratório da Universidade Sun Yat-sen.
Esterilize todos os instrumentos cirúrgicos por autoclavagem (121 °C, 30 min) antes dos experimentos. Utilize exclusivamente consumíveis estéreis de uso único durante os procedimentos e siga rigorosamente os protocolos assépticos em todas as operações.

1. Preparação do perfusado básico

  1. Combine 2,5 g de albumina sérica bovina (BSA), 50 mL de RPMI 1640, 2% de penicilina-estreptomicina e 0,6 mg de creatinina para preparar o perfusado básico (Tabela Suplementar S2).
  2. Adicione 5% de solução de bicarbonato de sódio (0,5-1,2 mL) para ajustar o pH para ~7,3 e o excesso de base (BE, um indicador importante para medir o equilíbrio ácido-base do sistema de perfusão) para ~0, alcançando um volume total de ~60 mL.
  3. Filtre a solução por um filtro de 0,22 μm para remover partículas e bactérias.
    NOTA: O perfusado completo requer 50 mL de perfusado básico e 10 mL de sangue doador (veja o passo 2.13).

2. Extração renal

NOTA: Use 8-0 suturas cirúrgicas para todas as ligaduras.

  1. Induza anestesia com isoflurano a 3% na câmara anestesicária e mantenha anestesia geral usando isoflurano 1,5% durante todo o procedimento cirúrgico.
  2. Preparação antes da cirurgia.
    1. Adicione 20 mL de soro fisiológico pré-resfriado a uma placa de Petri para preservar o rim colhido na etapa 2.12.
    2. Encha uma seringa com 10 mL de solução de adenina de citrato hipertônico frio (HCA) e 1.250 U de heparina. Conecte a seringa com um tubo de extensão de infusão e uma agulha de 24 G.
  3. Selecione e anestesie o rato doador com isoflurano. Confirme profundidade suficiente da anestesia verificando a ausência de reflexos do pé traseiro.2.3. Após a indução da anestesia, use um cortador elétrico para raspar os pelos abdominais (variedade: do processo xifoide à sínfise púbica, ambos os lados até a linha mesoaxilar).
  4. Use a fita médica para fixar o rato em deitado em uma tábua cirúrgica com uma bolsa térmica. Desinfete a pele abdominal com um algodão embebido em iodo, seguido de um algodão embebido em álcool para mais antissepsia. Espalhe a gaze estéril na pele abdominal desinfetada.
  5. Use um bisturi e uma pinça para fazer uma incisão na linha média do processo xifoide até a bexiga (aproximadamente 8 cm de comprimento). Abra sequencialmente a pele abdominal e as camadas musculares.
    NOTA: Clampe os vasos da parede abdominal para evitar sangramento, se necessário.
  6. Retraa a parede abdominal com um gancho de puxar para expor o campo cirúrgico.
  7. Use a pinça do microscópio para dissecar o tecido conjuntivo e isolar o rim e o ureter esquerdos.
  8. Coloque uma ligadura (Ligadura I) ao redor do ureter esquerdo. Dissecar o ureter renal esquerdo 0,5-1,0 cm distal ao hilo renal e cateterizá-lo com um tubo de 26 G ~0,5 cm de comprimento, depois aperte a ligadura I (Figura 1A,B).
  9. Separe os vasos renais esquerdos. Coloque as ligaduras na artéria renal (Ligadura II) e na veia renal (Ligadura III) (Figuras 1A,B).
  10. Aperte sequencialmente as Ligaduras II e III. Dissecar os vasos sanguíneos e o ureter distal ao local da ligadura. Dissecar o tecido conjuntivo perrinal e transferir o rim para a placa de Petri preparada.
  11. Anule a artéria renal esquerda com a agulha pré-montada de 24 G. Fixe a cânula com uma ligadura (Ligadura IV) e perfunda a uma vazão de 100 mL/h até que o rim fique pálido (Figura 1A).
    NOTA: Preencha o tubo de perfusão e a agulha de entrada com solução para evitar bolhas de ar.
  12. Coloque o rim perfundido dentro da placa de Petri no gelo até o início da PNM (veja o passo 2.1.1).
    NOTA: Quanto ao grupo SCS, os rins perfundidos foram preservados em um tubo centrífugo de 15 mL com solução HCA a 4 °C por 3 horas, enquanto os rins do grupo NMP passaram por perfusão de 3 horas.
  13. Injete 1.250 U de heparina da aorta abdominal usando uma agulha de 24 G de inatividade conectada a uma seringa de 20 mL. Em seguida, colete 10 mL de sangue heparinizado usando a agulha de perfusão descrita acima para a preparação completa subsequente de perfusão. Eutanasiar ratos doadores por exsanguinação sob anestesia gasosa mantida.
    NOTA: O perfusado completo mantém níveis de hematócrito (HCT) em 6-8%.

3. Preparação do sistema NMP e perfusão

  1. Montar o sistema de perfusão (Figura 2).
  2. Ajuste o banho-maria para manter a câmara do órgão a 37 °C. Ligue o fluxo de gás 90%O2 para oxigenar o oxigenador de membrana animal.
  3. Misture 10 mL de sangue doador (Passo 2.13) com o perfusado básico (Passo 1) na câmara do órgão após filtração por uma peneira celular para obter o perfusado completo. Deixe ~2 mL da amostra misturada como amostra base.
  4. Ligue a bomba peristáltica e inicie a perfusão (3 mL/min) e encha o tubo de perfusão com a mistura. Prenda um fio redondo estéril sobre a câmara com grampos.
  5. Depois que a mistura enche o tubo e flui para fora, conecte o rim (Passo 2.12) ao sistema de perfusão e inicie a perfusão. Use uma gramposa para fixar o duto (Figura 1A,C).
  6. Conecte a cânula do ureter com um tubo de extensão. Colete urina em um tubo de microcentrífuga durante a perfusão.
  7. Durante a perfusão, mantenha a pressão de perfusão em ~80 mmHg e a temperatura do rim em ~37 °C. Monitore e registre o fluxo de perfusão, a pressão e a resistência vascular (definida como pressão de perfusão dividida pelo fluxo de perfusão).
  8. Adicione 1,0 mL de água estéril e oxigene por 20 s (3 L/min, 90%O2) a cada 30 minutos, e colete 1 mL de perfusado e urina produzidos a cada hora para retenção de amostras, além de medir os gases sanguíneos e a bioquímica do perfusado.
  9. Ao final da perfusão, meça a bioquímica sanguínea do perfusado para calcular a excreção fracionada (FE) de sódio e potássio. As fórmulas de cálculo para os índices mencionados são as seguintes:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    Onde PNa representa a concentração de sódio no perfusado. UCr representa a concentração de creatinina na urina. UNa representa a concentração de sódio na urina. PCr representa a concentração de creatinina no perfusado. representa a concentração de potássio no perfusado. UK representa a concentração de potássio na urina.
    1. Monitore o pH durante a perfusão de acordo com o resultado dos gases sanguíneos. Reduza a ventilação em caso de alcalose respiratória (hiperventilação).
    2. No caso de acidose metabólica, adicione uma quantidade adequada de solução de bicarbonato de sódio ao perfusado.
  10. Após 3 horas de PNN, remova o tubo de extensão do ureter e colete a amostra de urina.
  11. Remova o rim do sistema de perfusão. Conecte a permanência a uma microbomba. Perfunda o rim com solução de HCA pré-resfriada (armazenada na geladeira a 4 °C e puxando apenas o volume apropriado antes do uso) até que o rim fique pálido.
  12. Remova o rim da agulha que permanece interna. Armazene-a em solução de HCA a 4 °C antes do transplante.

4. Transplante renal de rato

NOTA: Use 8-0 pontos para todas as ligaduras e os pontos 11-0 para a realização de anastomose do vaso renal e do ureter. Use os pontos 3-0 para realizar anastomose da pele e músculo abdominais.

  1. Um dia antes da cirurgia, injete meloxicam (2mg/kg) em todos os ratos receptores intraperitonealmente para analgesia. Induza anestesia com 3% de isoflurano em uma câmara de anestesia e mantenha anestesia geral usando 1,5% de isoflurano durante todo o procedimento cirúrgico. Aplique spray de lidocaína a 2% topicamente no local da incisão abdominal após a cirurgia para analgesia local.
  2. Selecione e anestesie o rato receptor na câmara de anestesia. Confirme profundidade suficiente da anestesia verificando a ausência de reflexos traseiros.
  3. Após a indução da anestesia, use uma máquina de cortar a pele abdominal elétrica (variedade: do processo xifoide à sínfise púbica, ambos os lados até a linha mesoaxilar).
  4. Use a fita médica para fixar o rato em deitado em uma tábua cirúrgica com uma bolsa térmica. Desinfete a pele abdominal com um algodão embebido em iodo, seguido de um algodão embebido em álcool para mais antissepsia. Repita o procedimento de desinfecção acima por um total de três vezes. Espalhe a gaze estéril na pele abdominal desinfetada.
  5. Use um bisturi e uma pinça para fazer uma incisão na linha média do processo xifoide até a bexiga (aproximadamente 8 cm de comprimento). Abra sequencialmente a pele abdominal e as camadas musculares. Clampe os vasos da parede abdominal para evitar sangramento.
  6. Retraa a parede abdominal com um gancho de puxar para expor o campo cirúrgico. Isole e exponha o rim direito do tecido conjuntivo. Dissocie e ligue os vasos renais direitos (Ligadura V) e o ureter (Ligadura VI). Retirar o rim direito na extremidade distal da ligadura V e a extremidade proximal da ligadura VI (Figura 1A,D).
  7. Isole e exponha os vasos renais esquerdos. Em seguida, clampe sequencialmente a artéria e a veia renal esquerda com uma pinça vascular. Retirar o rim esquerdo cortando os vasos renais e o ureter (Figuras 1A,E).
  8. Expõe completamente a lumina vascular tanto da artéria quanto da veia. Lave a artéria e veia renal esquerda do receptor com soro fisiológico heparinizado (Tabela Suplementar S2) até que não haja líquido residual no lúmen.
  9. Transfira o rim esquerdo do doador no Passo 3.12 para a cavidade abdominal esquerda do receptor. Após a transferência, aplique irrigação salina gelada no rim a cada 3-5 minutos para manter condições hipometabólicas e mitigar a lesão isquêmica.
  10. Realize anastomose ponta a ponta da artéria renal (Anastomose I) e da veia (Anastomose II) usando suturas 11-0. Irrige a superfície do enxerto com soro fisiológico frio durante o processo de sutura.
    1. Faça um fechamento interrompido tanto do polo superior quanto do polo inferior da artéria renal.
    2. Faça um fechamento contínuo da parte ventral da artéria renal. Expõe a parte dorsal da artéria renal. Faça um fechamento contínuo da parte dorsal da artéria renal.
      NOTA: Aperte os pontos para garantir que não haja espaços na parede do vaso. Garanta a aposição em espessura total da parede vascular em cada colocação do ponto, evitando a penetração transmural para o lado contralateral.
    3. Faça um fechamento interrompido tanto do polo superior quanto do polo inferior da veia renal.
    4. Faça um fechamento contínuo da parte dorsal da veia renal. Fixe a sutura anastomótica contínua antes de prosseguir com o próximo fechamento. Faça um fechamento contínuo da parte ventral da veia renal.
  11. Solte as pinças vasculares e abra a artéria e veia renais.
    NOTA: Se houver um pequeno sangramento, use um algodão limpo para pressionar e parar o sangramento.
  12. Insira a cânula ureteral de 26 G do ureter do doador no ureter do receptor. Fixe o coto ureteral tanto do lado direito quanto do esquerdo (Anastomose III).
  13. Fixe o enxerto suturando o tecido conjuntivo ao tecido adiposo peririnal (Figuras 1A,F).
  14. Observe a aparência do enxerto antes do fechamento abdominal (Figura 1A,G). Após o procedimento, suture suturamente a camada muscular abdominal e a camada de pele e feche a cavidade abdominal. Aplique spray de lidocaína na anastomose. Use uma almofada térmica para manter a temperatura corporal do rato durante a recuperação e coloque-o em uma gaiola metabólica para monitoramento quando estiver andando.
    NOTA: Realize o fechamento em camadas da parede abdominal com aposição precisa do tecido e assegure a tensão em cada colocação da sutura. Ao fechar a pele, incorpore uma parte da camada muscular subjacente para evitar a formação de espaços mortos.

5. Administração perioperatória e detecção pós-operatória

  1. Manejo da medicação perioperatória: Os seguintes medicamentos foram administrados diariamente por injeção intraperitoneal: Meloxicam na dose de 2 mg/kg para analgesia perioperatória, de 1 dia antes da cirurgia até 3 dias após a cirurgia. Metilprednisolona succinato de sódio em dose de 4 mg/kg para prevenção da rejeição do aloenxerto, desde o dia da cirurgia até o dia 7 pós-operatório. Monitore e registre a sobrevivência e a produção diária de urina dos ratos receptores após a cirurgia.
  2. No sétimo dia pós-operatório, anestesie o rato e colete sangue da aorta abdominal para medições bioquímicas. Colhe o enxerto renal. Eutanasiar os ratos por exsanguinação sob anestesia gasosa prolongada após a coleta de tecido.
  3. Fixe amostras de rim em solução de paraformaldeído (PFA) a 4%, depois processe-as por meio de desidratação, limpeza e incorporação de parafina padrão (Tabela de Suplementos S3). Seccione os blocos embutidos em parafina com 4 μm de espessura. Em seguida, colorir com Hematoxilina e Eosina (H&E, Tabela de Suplementos S4) e Ácido Periódico (PAS, Tabela de Suplementos S5)) para avaliação histológica.
    NOTA: Os procedimentos detalhados de coloração estão apresentados na Tabela Suplementar S3, Tabela Suplementar S4 e Tabela Suplementar S5.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Com o método descrito, rins isolados de rato podem permanecer viáveis para perfusão normotérmica ex vivo por pelo menos 3 horas. Durante a NMP, a resistência à perfusão dos rins (Figura 3A, o conjunto de dados completo subjacente das Figuras 3 e 4 está disponível na Tabela Suplementar S6.) é mantida estável em 5,958 ± 1,106 mmHg/(mL/min), demonstrando a estabilidade do noss...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

A NMP pode reduzir a duração da isquemia do enxerto e possibilitar a avaliação e o tratamento da qualidade do enxertoex vivo 16,17,18,19,20,32,33. No entanto, não existe um padrão uniforme para o NMP do modelo de rato. Neste artigo, desenvolvemos um...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores não têm conflitos de interesse a revelar.

Agradecimentos

Esse trabalho foi apoiado por financiamento da Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (Programa Geral, Bolsa nº 82470778); a Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (Projeto da Fundação de Ciências da Juventude, Bolsa nº 82201961); a Fundação de Ciências Naturais da Província de Guangdong (Programa Geral, Bolsa nº 2024A1515011447); e o Laboratório Provincial Chave de Doação de Órgãos e Imunologia de Transplantes de Guangdong (Bolsa nº 2023B1212060020); Laboratório Conjunto de Regeneação e Reconstrução Renal da Universidade Sun Yat-sen - ARM (Bolsa nº SYSU-50000-20240428-0001).

Os autores gostariam de agradecer ao Centro de Animais de Laboratório da Universidade Sun Yat-sen por fornecer animais de laboratório, instalações e instrumentação. A Figura 1 e a Figura 2 foram preparadas usando o FigDraw; A Graphpad Prism oferecia serviços de grafografia de dados, e a Biossci (Hubei) Biotechnologies Company Limited realizava seccionamento com parafina e coloração patológica.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Álcool (75%)MUSIYANJJ-75-1
Aparelho de transfusão de sangueFoshan Youzhan Tech Co., LtdYZDW-15-5
Albumina Sérica Bovina (BSA)Aladdin Scientific Corp.B265991-100g
Filtro celular (70 & mu; m)Corning Life Science (Wujiang) Co., Ltd352350
Tubo centrífuga (1,5 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdMCT-150-C-1
Tubo centrífugo (15 mL)Biografia ExCellCS015-0001
Bola de algodãoHenan PiaoAn Group Co., LtdTamanho pequeno
CotoneteFoshan Shunde Kangzheng Sanitary Material Co., LtdKZ3-12
CreatininaShanghai yuanye Bio-Technology Co., LtdS20198-100g
Sutura de nylon com agulha circular dupla (11-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdSYZ-11-0
Escala eletrônicaSENSSUNEHA17
Dispensador de fluidoZhiyu MedicalYZ-00-0231
GazeZITTARC11001-001
Bolsa térmicaGuangzhou Dewei Biological Technology Co., LtdDK0032
Injeção de Heparina Sódica (12500 U, 2 mL)Chengdu Hepatunn Pharmaceutical Co., LtdH51021209
Termômetro infravermelhoDeliDL333380
Seringa de injeção (1 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 1ml
Seringa de injeção (10 mL) Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 10ml
Seringa de injeção (20 mL)Winner Medical (Human) Co, Ltd.ZT-ZS 20ml
IsofluranoRWD Life Science Co., LTDR510-22-10
i-STAT 1  Analisador de sangueAbbott04P75-03 (EUA)
Cartucho i-STAT CG4+Abbott03P85-25
Cartucho i-STAT CHEM8+Abbott09P31-25
Tubo de extensão líquidaGrupo de Equipamentos Médicos Hongda de Jiangxi LTDZJ983
Micro-1 Oxigenador de RatoDongguan Kewei Medical Instrument Co-, LtdMicro-MO
MicrobombaEDCAPTAINSYS-3011
Filtro de agulha (0,22 & mu; m)Merck milliporeSLGPR33RB
Solução de preservação de órgãosGrupo Farmacêutico do Rio YangtzéHCA II
OxigenadorOwgelsOZ-3-02HWO
Penicilina-Estreptomicina (10.000 U/mL)Thermo Fisher Scientific Inc.15140122
Bomba PeristálticaKamoer Fluid Tech (Shanghai) Co., Ltd.LLS Plus V2
Tubo da bomba peristálticaFoshan Youzhan Tech Co., LtdLG-1-14
Placa de PetriBKMAMBKM001
Sensor de pressãoEdwards Lifesciences CorporationJIBPT-A-01-EDW
Receptor de Sensor de PressãoSingularidade MédicaCB-202309001
RPMI 1640 (1x, 500 mL)Corning Life Science (Wujiang) Co., LtdR10-040-CV
Soro fisiológicoFARMÁCIA YXHA1001346
Ratos SDCentro de Animais de Laboratório da Universidade Sun Yat-SenNA
BarbeadorBeyotimeFS600
Sutura de nylon com agulha de ângulo único (3-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDJZ-3-0
Agulha circular única Sutura de nylon (8-0)Ningbo Medical Needle Co., LtdDYZ-8-0
Máquina de anestesia para pequenos animaisRWD Life Science Co., LTDR500
Máquina de perfusão multiorgânico para pequenos animaisVida  Perfusor  MedicinaPU-100Inclui prato metálico, banho-maria, bomba de aquecimento e sensor de temperatura
Kit de Cirurgia para Pequenos AnimaisBeyotimeFS500
Solução de bicarbonato de sódio (NaHCO3, 5 %)Dongguan Puji Medical Technology Co., LtdH20064480
Folha Cirúrgica EstérilTecnologia HengAoSKR-BY-DD0001
Água estérilBiografia de HaiwangH35021140
Cateter intravenoso de cabo reto (24 G)Foshan Youzhan Tech Co., Ltd20230816-1
Microscópio cirúrgicoMurziderMSD203
FitaMinnesota Mining and Manufacturing Co,. Ltd1527C-0
Conector em TFoshan Youzhan Tech Co., LtdWGST-10
Agulha de cateter intravenoso permanente tipo Y (24 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-5
Agulha de cateter intravenoso tipo Y (26 G)JIANGXI FENGLINYZDW-7-6

Referências

  1. Collins, A. J., et al. Excerpts from the US Renal Data System 2009 Annual Data Report. Am J Kidney Dis. 55 (1 Suppl 1), A6-A7 A1-A420 (2010).
  2. Skorecki, K., Chertow, G. M., Marsden, P. A., Taal, M. W., Yu, A. S. L. Brenner & Rector's The Kidney. , 10th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2016).
  3. Thurlow, J., et al. Global epidemiology of end-stage kidney disease and disparities in kidney replacement therapy. Am J Nephrol. 52 (2), 98-107 (2021).
  4. Schnuelle, P., Lorenz, D., Trede, M., Van Der Woude, F. J. Impact of renal cadaveric transplantation on survival in end-stage renal failure: evidence for reduced mortality risk compared with hemodialysis during long-term follow-up. J Am Soc Nephrol. 9 (11), 2135(1998).
  5. O'Connell, P. J., et al. The role of kidney transplantation as a component of integrated care for chronic kidney disease. Kidney Int Suppl (2011). 10 (1), e78-e85 (2020).
  6. Wu, D. A., Watson, C. J., Bradley, J. A., Johnson, R. J., Forsythe, J. L., Oniscu, G. C. Global trends and challenges in deceased donor kidney allocation. Kidney Int. 91 (6), 1287-1299 (2017).
  7. Fang, X., et al. Long-term outcomes of kidney transplantation from expanded criteria donors with Chinese novel donation policy: donation after citizens' death. BMC Nephrol. 23, 325(2022).
  8. Gill, J., et al. Use and outcomes of kidneys from donation after circulatory death donors in the United States. J Am Soc Nephrol. 28 (12), 3647-3657 (2017).
  9. Debout, A., et al. Each additional hour of cold ischemia time significantly increases the risk of graft failure and mortality following renal transplantation. Kidney Int. 87 (2), 343-349 (2015).
  10. Jing, L., Yao, L., Zhao, M., Peng, L., Liu, M. Organ preservation: from the past to the future. Acta Pharmacol Sin. 39 (5), 845-857 (2018).
  11. Kvietkauskas, M., Leber, B., Strupas, K., Stiegler, P., Schemmer, P. Machine perfusion of extended criteria donor organs: immunological aspects. Front Immunol. 11, 192(2020).
  12. Hosgood, S. A., Brown, R. J., Nicholson, M. L. Advances in kidney preservation techniques and their application in clinical practice. Transplantation. 105 (11), e202-e214 (2021).
  13. Hosgood, S. A., Nicholson, M. L. First in man renal transplantation after ex vivo normothermic perfusion. Transplantation. 92 (7), 735-738 (2011).
  14. Radajewska, A., Krzywonos-Zawadzka, A., Bil-Lula, I. Recent methods of kidney storage and therapeutic possibilities of transplant kidney. Biomedicines. 10 (5), 1013(2022).
  15. Bellini, M. I., et al. Organ reconditioning and machine perfusion in transplantation. Transpl Int. 36, 11100(2023).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Dormer, J., Nicholson, M. L. The use of ex vivo normothermic perfusion for the resuscitation and assessment of human kidneys discarded because of inadequate in situ perfusion. J Transl Med. 13, 329(2015).
  17. Georgiades, F., Hosgood, S. A., Butler, A. J., Nicholson, M. L. Use of ex vivo normothermic machine perfusion after normothermic regional perfusion to salvage a poorly perfused DCD kidney. Am J Transplant. 19 (12), 3415-3419 (2019).
  18. He, X., et al. The first case of ischemia-free kidney transplantation in humans. Front Med (Lausanne). 6, 276(2019).
  19. López-Martínez, S., Simón, C., Santamaria, X. Normothermic machine perfusion systems: where do we go from here. Transplantation. 108 (1), 22(2024).
  20. Zulpaite, R., et al. Ex vivo kidney machine perfusion: therapeutic potential. Front Med (Lausanne). 8, 808719(2021).
  21. Elliott, T. R., Nicholson, M. L., Hosgood, S. A. Normothermic kidney perfusion: an overview of protocols and strategies. Am J Transplant. 21 (4), 1382-1390 (2021).
  22. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  23. Pool, M. B. F., Hartveld, L., Leuvenink, H. G. D., Moers, C. Normothermic machine perfusion of ischaemically damaged porcine kidneys with autologous, allogeneic porcine and human red blood cells. PLoS One. 15 (3), e0229566(2020).
  24. Bouari, S., Eryigit, Ö, de Bruin, R. W. F., IJzermans, J. N. M., Minnee, R. C. Optimizing porcine donor kidney preservation with normothermic or hypothermic machine perfusion: a systematic review. Artif Organs. 45 (11), 1308-1316 (2021).
  25. Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
  26. Czogalla, J., Schweda, F., Loffing, J. The mouse isolated perfused kidney technique. J Vis Exp. (117), e54712(2016).
  27. Mahboub, P., et al. The efficacy of HBOC-201 in ex situ gradual rewarming kidney perfusion in a rat model. Artif Organs. 44 (1), 81-90 (2020).
  28. Czogalla, J., Grahammer, F., Puelles, V. G., Huber, T. B. A protocol for rat kidney normothermic machine perfusion and subsequent transplantation. Artif Organs. 45 (2), 168-174 (2021).
  29. Thompson, E. R., et al. Novel delivery of cellular therapy to reduce ischemia reperfusion injury in kidney transplantation. Am J Transplant. 21 (4), 1402-1414 (2021).
  30. Huijink, T. M., et al. Metformin preconditioning and postconditioning to reduce ischemia reperfusion injury in an isolated ex vivo rat and porcine kidney normothermic machine perfusion model. Clin Transl Sci. 14 (1), 222-230 (2021).
  31. Ferdinand, J. R., et al. Cytokine absorption during human kidney perfusion reduces delayed graft function-associated inflammatory gene signature. Am J Transplant. 21 (6), 2188-2199 (2021).
  32. Urbanellis, P., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion improves early DCD graft function compared with hypothermic machine perfusion and static cold storage. Transplantation. 104 (5), 947-955 (2020).
  33. Tingle, S. J., et al. Normothermic and hypothermic machine perfusion preservation versus static cold storage for deceased donor kidney transplantation. Cochrane Database Syst Rev. 7 (7), CD011671(2024).
  34. Venema, L. H., et al. Effects of oxygen during long-term hypothermic machine perfusion in a porcine model of kidney donation after circulatory death. Transplantation. 103 (10), 2057-2064 (2019).
  35. Sui, M., et al. A new HC-A II solution for kidney preservation: a multi-center randomized controlled trial in China. Ann Transplant. 19, 614-620 (2014).
  36. Hamelink, T. L., et al. Renal normothermic machine perfusion: the road toward clinical implementation of a promising pretransplant organ assessment tool. Transplantation. 106 (2), 268(2022).
  37. Stimmeder, S., Leber, B., Sucher, R., Stiegler, P. Genetic modulation: future trends toward graft optimization during machine perfusion. Transplantation. 108 (3), 614-624 (2024).
  38. You, H., et al. A rat orthotopic renal transplantation model for renal allograft rejection. J Vis Exp. (180), e63464(2022).
  39. Shrestha, B., Haylor, J. Review of surgical techniques of experimental renal transplantation in rats. Exp Clin Transplant. 15 (4), 373-380 (2017).
  40. Ju, C., Xue, L., Cheng, H., Jin, Z. Optimized method to harvest both kidneys from one donor rat for transplantation. BMC Surg. 18, 66(2018).
  41. Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: a novel and simplified surgical approach. J Vis Exp. (147), e59403(2019).
  42. Căluşi, T., Sorohan, B., Iordache, A., Purcaru, F. Cold ischemia time as a risk factor for graft dysfunction types in kidney transplant recipients. Chirurgia. 119 (5), 572(2024).
  43. Gorayeb-Polacchini, F. S., et al. Impact of cold ischemia time on kidney transplant: a mate kidney analysis. Transplant Proc. 52 (5), 1269-1271 (2020).
  44. Weissenbacher, A., et al. Hemodynamics and metabolic parameters in normothermic kidney preservation are linked with donor factors, perfusate cells, and cytokines. Front Med (Lausanne). 8, 801098(2022).
  45. Lantinga, V. A., et al. Impact of device variability and protocol differences on kidney function during normothermic machine perfusion: a comparative study using porcine and human kidneys. Artif Organs. 49 (1), 93-107 (2024).
  46. Fayek, S. A., et al. Ureteral stents are associated with reduced risk of ureteral complications after kidney transplantation: a large single center experience. Transplantation. 93 (3), 304(2012).
  47. Brubaker, D. K., Lauffenburger, D. A. Translating preclinical models to humans. Science. 367 (6479), 742-743 (2020).
  48. Mullins, L. J., Conway, B. R., Menzies, R. I., Denby, L., Mullins, J. J. Renal disease pathophysiology and treatment: contributions from the rat. Dis Model Mech. 9 (12), 1419-1433 (2016).
  49. Gao, S., et al. A rat model of orthotopic kidney transplantation based on nonanastomotic technique. Transplant Proc. 53 (10), 3080-3086 (2021).
  50. Franzin, R., et al. Renal delivery of pharmacologic agents during machine perfusion to prevent ischaemia-reperfusion injury: from murine model to clinical trials. Front Immunol. 12, 673562(2021).
  51. Moeckli, B., et al. Evaluation of donor kidneys prior to transplantation: an update of current and emerging methods. Transpl Int. 32 (5), 459-469 (2019).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Explorar mais artigos

Transplante Renal em RatosPreservação de ÓrgãosPerfusão Ex VivoCaptação de RimModelo de Pequenos AnimaisArmazenamento a Frio EstáticoFunção do Enxerto RenalAnastomose VascularParâmetros de Perfusão
Perfusão de Máquinas Normothermicas de Rins de Rato para Transplante
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.