Artigo de método

Uma abordagem estruturada para extubação em ratos ventilados mecanicamente

DOI:

10.3791/68510

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18 de julho de 2025

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1Department of Neurosurgery, Department of Anesthesiology, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 2Department of Neurosurgery, Department of Intensive Care Medicine, Sanbo Brain Hospital, Capital Medical University, 3Laboratory of In Vivo Electrophysiology, Core Facility Center of Capital Medical University, 4Laboratory for Clinical Medicine, Capital Medical University

Neste artigo

Resumo

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Este estudo propõe uma abordagem de extubação estruturada adaptada a modelos de ventilação mecânica (VM) de ratos. A abordagem facilita uma transição suave da VM para a respiração espontânea, minimizando as complicações relacionadas à extubação. A padronização do desmame, do manejo das vias aéreas e dos cuidados pós-extubação aumenta a confiabilidade e a reprodutibilidade dos estudos experimentais.

Resumo

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A ventilação mecânica (VM) é amplamente utilizada em cuidados intensivos, mas está associada a várias complicações que afetam os resultados de curto e longo prazo, incluindo lesão pulmonar induzida pelo ventilador, disfunção do diafragma induzida pelo ventilador e lesão cerebral associada ao ventilador. Esses são os principais componentes da síndrome da unidade de terapia pós-intensiva (PICS). Os modelos de roedores são vitais para investigar os impactos prolongados e os mecanismos subjacentes da VM, mas os modelos padronizados pós-extubação permanecem limitados. A extubação é uma etapa crítica de transição que muitas vezes é realizada de forma inconsistente em modelos de ratos existentes, levando a falhas e complicações. Este estudo apresenta uma abordagem de extubação estruturada em quatro etapas para modelos de VM em ratos Sprague-Dawley, projetada para otimizar a transição da VM para a respiração espontânea, minimizando as complicações relacionadas à extubação. A abordagem envolveu: (1) iniciar o desmame reduzindo a sedação com propofol para 50% e avaliando a prontidão por meio da frequência respiratória, deslocamento torácico, gasometria arterial e reflexos; (2) preparação para a extubação por meio de desobstrução das vias aéreas e manutenção da oxigenação; (3) execução de extubação com sedação mantida e remoção controlada do tubo; e (4) fornecer cuidados pós-extubação envolvendo monitoramento contínuo e suporte de oxigênio. Validado por meio de 20 extubações bem-sucedidas após falhas iniciais, este modelo oferece uma plataforma valiosa para estudar os efeitos a longo prazo da VM, particularmente no contexto da PICS. Essa abordagem é otimizada para 6 h de VM e é considerada extensível a outras cepas e durações de ventilação mais longas, embora tais adaptações exijam validação e monitoramento cuidadosos para garantir a confiabilidade e o bem-estar animal.

Introdução

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A ventilação mecânica (VM) continua sendo a pedra angular dos cuidados intensivos, fornecendo suporte respiratório essencial para insuficiência respiratória aguda e servindo como adjuvante vital durante a anestesia para procedimentos cirúrgicos1. No entanto, a VM está associada a uma série de complicações, como lesão pulmonar induzida pelo ventilador2, disfunção do diafragma e dos músculos expiratórios induzida pela ventilação 3,4,5,6 e lesão cerebral associada ao ventilador 7,8. Essas complicações contribuem para a falha da extubação, permanência prolongada em unidades de terapia intensiva (UTI) e hospitais e aumento da mortalidade9. À medida que as taxas de sobrevida na UTI melhoram, a atenção se volta cada vez mais para as consequências de longo prazo da VM, com a síndrome pós-UTI (PICS) emergindo como uma preocupação crítica10. Os mecanismos fisiopatológicos subjacentes à PICS permanecem obscuros, em parte devido à falta de modelos animais confiáveis para capturar as nuances da recuperação pós-extubação e as sequelas de longo prazo da VM11.

Os modelos de ratos têm sido fundamentais para avançar na compreensão das lesões induzidas por VM, oferecendo escalabilidade, reprodutibilidade e insights mecanicistas. No entanto, a maioria dos modelos existentes enfoca os efeitos agudos da VM, sendo a traqueostomia o método predominante para VM em ambientes experimentais 12,13,14. Embora a traqueostomia facilite a VM e o desmame após ela, ela contorna as vias aéreas superiores, uma barreira anatômica e funcional crítica. Isso aumenta a suscetibilidade a complicações pulmonares, como pneumonia associada à ventilação mecânica15,16. Além disso, a ausência de fluxo de ar nasal em modelos de traqueostomia interrompe a sincronização da rede cerebral. Isso complica as investigações sobre os resultados cognitivos e neurológicos17,18. Em contraste, os modelos de intubação/extubação endotraqueal mantêm a integridade das vias aéreas superiores. Eles evitam as desvantagens inerentes à traqueostomia e se assemelham mais à trajetória clínica do desmame da VM.

No entanto, os modelos de extubação existentes muitas vezes carecem de padronização, levando a uma variabilidade considerável na transição da VM para a respiração espontânea19,20. Essa falta de estrutura apresenta riscos de complicações relacionadas à extubação, incluindo obstrução das vias aéreas, desconforto respiratório e aspiração, o que pode resultar em mortalidade animal. Tais falhas não apenas comprometem a capacidade de investigar resultados de longo prazo, mas também tornam o modelo inicial de MV ineficaz, desperdiçando tempo, recursos e investimentos financeiros valiosos. Essas questões ressaltam a necessidade crítica de uma abordagem de extubação estruturada para garantir a sobrevida pós-extubação bem-sucedida e estudos robustos de longo prazo.

Para enfrentar esses desafios, uma abordagem de extubação estruturada foi desenvolvida para modelos de ratos Sprague-Dawley (SD) que se alinha estreitamente com as práticas clínicas para o desmame da VM. Essa abordagem abrange quatro estágios principais: abordagem do desmame, preparação para extubação, execução da extubação e cuidados pós-extubação. As principais recomendações de procedimentos incluem manter sedação leve a moderada durante o desmame, especificamente, reduzir a infusão de propofol para 50% da dose usada durante a VM completa - para permitir a respiração espontânea e evitar a agitação. A prontidão para a extubação deve ser avaliada com base em uma frequência respiratória estável de 60-70 respirações por minuto e volumes correntes espontâneos adequados, que podem ser aproximados usando uma escala caseira simples e calibrada. A recuperação total da consciência não é necessária antes da extubação. A infusão de propofol deve ser descontinuada no momento da extubação para reduzir ainda mais o risco de agitação induzida pela intubação. Ao padronizar o processo de extubação, essa abordagem minimizou a variabilidade, evitou complicações relacionadas à extubação e aumentou as taxas de sobrevida. Este modelo foi otimizado para durações de MV de até 6 h; estender a VM além desse período pode exigir protocolos de sedação modificados, estratégias de desmame incremental e monitoramento fisiológico cuidadoso para garantir a sobrevida e desfechos confiáveis. Embora validado em ratos SD, o protocolo pode ser adaptado para outras cepas, ajustando as configurações de ventilação para levar em conta a mecânica respiratória específica da tensão e suscetibilidades variadas a lesões pulmonares. Com as modificações apropriadas, a abordagem estruturada também pode apoiar estudos de ventilação de longo prazo, aumentando a reprodutibilidade e a relevância translacional entre os modelos experimentais.

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Protocolo

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O estudo se concentrou em testes comportamentais pós-extubação e foi aprovado pelo Comitê de Experimentos Animais e Bem-Estar Animal Experimental da Capital Medical University (No. AEEI-2024-391). Todos os ratos com 8 semanas de idade (SD, macho, 200-250 g) foram aclimatados no biotério da Capital Medical University por 3 dias antes do experimento. O rato foi alojado em um ambiente controlado, incluindo um ciclo claro/escuro de 12 horas começando às 8:00 da manhã, uma temperatura de 25 °C ± 1 °C e umidade mantida em 50% ± 10%. Comida e água foram fornecidas ad libitum. Todos os procedimentos que envolveram anestesia, aspiração e manipulação de sangue foram realizados com medidas de segurança adequadas, incluindo o uso de equipamentos de proteção individual, técnicas estéreis e adesão aos protocolos institucionais de biossegurança. Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as diretrizes do ARRIVE. Todos os equipamentos utilizados no presente estudo são apresentados na Figura 1. A lista de reagentes e o equipamento utilizado constam do Quadro de Materiais.

1. Intubação oral assistida por videolaringoscopia

  1. Prepare o dispositivo de intubação.
    1. Use um dispositivo de intubação modificado sob medida, adaptado de um dispositivo de remoção de cera (diâmetro da colher de 5,5 mm, curvado em um abaixador de língua). Este dispositivo está equipado com uma fonte de luz e câmera, conectada por Bluetooth a um smartphone para visualização em tempo real (Figura 2A).
  2. Selecione um tubo endotraqueal.
    1. Escolha um tubo endotraqueal de 16 G com base no peso do rato.
  3. Induzir anestesia (seguindo protocolos aprovados institucionalmente).
    1. Injete propofol (2 mg / 100 g) através da veia da cauda. Confirme a anestesia verificando a ausência de respostas visuais e de pinçamento do dedo do pé. Monitore a cor da pele distal como um indicador do estado de oxigenação.
  4. Posicione o rato.
    1. Prenda o rato anestesiado em uma pequena mesa de animais. Fixe membros e incisivos e mantenha a temperatura corporal em 37-38 °C usando um cobertor de aquecimento para pequenos animais.
  5. Realize a intubação.
    1. Puxe suavemente a língua para o canto oral direito. Insira o dispositivo de intubação na base da língua e avance-o em direção à epiglote.
    2. Levante a ponta do dispositivo para expor a glote. Insira o tubo endotraqueal durante a inalação (Figura 2-C). Uma vez intubado, o rato será conectado ao ventilador.

2. Ventilação mecânica

  1. Conecte o concentrador de oxigênio.
    1. Ajuste a concentração de oxigênio apropriada e conecte-se ao ventilador (geralmente 80%).
  2. Defina os parâmetros do ventilador.
    1. Ventile o rato por 6 h usando um ventilador para pequenos animais com configurações de proteção pulmonar: volume corrente: 4-6 mL / kg, PEEP: 0 cmH2O.
  3. Mantenha a anestesia: Infundir propofol (4 mg/kg/h) através de uma bomba de seringa.
  4. Monitore os gases sanguíneos.
    1. Teste a gasometria arterial a cada 3 h usando um analisador de gases sanguíneos. Monitore continuamente a cor da pele distal entre as gasometria como um indicador do estado de oxigenação.

3. Procedimento de extubação do controle de ponto final da pressão das vias aéreas (APEC)

NOTA: Após a conclusão da duração planejada da ventilação mecânica, prossiga com o protocolo de extubação em quatro etapas: (1) Aproximando-se do desmame, (2) Preparando a extubação, (3) Executando a extubação e (3) Cuidados pós-extubação (Figura 3). Essa abordagem sistemática garante uma transição suave para a respiração espontânea, minimizando as complicações relacionadas à extubação e preservando a integridade do modelo experimental.

  1. Aproximando-se do desmame
    1. Reduza a infusão de propofol: Diminua a taxa de infusão de propofol em 50% para permitir a reativação do diafragma, minimizando os movimentos dos membros e da cabeça.
    2. Avalie a prontidão para o desmame: Verifique os seguintes parâmetros antes de desligar o ventilador - Frequência respiratória: 60-70 respirações/min; Deslocamento do tórax: ≥1 mm (medida com agulha de aço colocada sobre o processo xifóide); PaCO2: 35-45 mmHg; pH: 7,35-7,45; Presença de reflexos de bigode e língua (opcional).
      NOTA: Os reflexos bigode e língua foram definidos como indicadores binários (ausentes ou presentes). O reflexo do bigode refere-se ao movimento involuntário ou espasmos das vibrissas em resposta à estimulação tátil leve. O reflexo da língua foi caracterizado por retirada ou movimento da língua após estimulação suave.
    3. Desconecte o ventilador: Desconecte o ventilador assim que todos os critérios forem atendidos e prossiga para preparar o rato para a extubação.
  2. Preparando-se para a extubação
    1. Garanta a oxigenação: Use uma máscara facial de fabricação própria para manter a oxigenação adequada (geralmente 80%) e use a cor da pele como um indicador do estado de oxigenação.
    2. Limpar as secreções das vias aéreas: Use um dispositivo de sucção feito por você mesmo (cateter peridural encurtado [~ 5,5 cm] conectado a uma seringa de 10 mL). Controle a velocidade de sucção em ~2 mL/s por 3-4 s por sessão.
    3. Após o preparo adequado e a desobstrução das vias aéreas, o procedimento prossegue para a execução da extubação.
      NOTA: O volume de secreção típico é de <0,5 mL por sucção. A sucção é realizada a cada 30 min durante a VM para minimizar o acúmulo. No momento da extubação, a frequência de sucção era comumente de 5 a 8 vezes, com uma quantidade estimada de 2 a 4 mL no total.
  3. Execução da extubação
    1. Mantenha a sedação: Mantenha o propofol na meia dose para evitar agitação durante a extubação.
    2. Remova o tubo endotraqueal: Use uma técnica com as duas mãos e estabilize a cabeça do rato com o dedo indicador e o polegar esquerdos. Remova suavemente o tubo com o dedo indicador e o polegar direitos.
    3. Interrompa o propofol: Interrompa a infusão de propofol imediatamente após a extubação.
      NOTA: A extubação bem-sucedida não deve resultar em hipoxemia ou hipercapnia. E após a extubação bem-sucedida, os cuidados diligentes pós-extubação são essenciais.
  4. Cuidados pós-extubação
    1. Monitore os sinais vitais: Monitore a frequência respiratória, a amplitude inspiratória e a cor distal da pele.
    2. Fornecer oxigenação: Use uma máscara facial feita por você mesmo para garantir um suprimento de oxigênio suficiente (geralmente ~ 80%).
    3. Prepare-se para a reintubação: Mantenha todos os dispositivos de intubação (Figura 1) à mão e prontos para uso imediato, se necessário.
      NOTA: O tempo médio de observação até a restauração do reflexo de endireitamento é de 48,5 min ± 10,4 min. A gasometria arterial foi realizada com mediana de 20 min, com PaO2 de 73,2 mmHg ± 4,6 mmHg e PaCO2 de 48,3 mmHg ± 3,6 mmHg.

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Resultados

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Essa abordagem de extubação estruturada foi desenvolvida em quatro extubações malsucedidas e 20 extubações bem-sucedidas subsequentes. Nas quatro primeiras tentativas, a extubação foi realizada com base na experiência ou no julgamento individual. As razões para a falha na extubação dos quatro ratos incluíram agitação durante a extubação (n = 2), insuficiência respiratória pós-extubação (n = 1) e obstrução das vias aéreas por secreções (n = 1). Essas falhas destacaram que a sedação ideal, ...

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Discussão

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Neste estudo, uma abordagem estruturada de extubação APEC foi estabelecida para um modelo de VM em ratos, inspirada nas quatro primeiras extubações fracassadas e nas causas subjacentes. Todos os 20 ratos extubados usando essa abordagem tiveram sucesso e completaram os testes comportamentais subsequentes nos três dias seguintes. A abordagem, que consiste em quatro etapas principais - Aproximando-se do desmame, Preparando a extubação, Executando a extubação e Cuidados pós-extubação - foi p...

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Divulgações

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Nenhum conflito de interesse, financeiro ou não, é declarado pelos autores.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Tubo Endotraqueal 16GNJKEWBIONATubo endotraqueal
Analisador de Gases SanguíneosEpocal IncLeitor EPOCMonitorar gases sanguíneos
Cateter intravenosoSegurança IntrocanRolamento 4254074BHabitado nas artérias e veias
Bomba de micro-seringaTecnologia Médica SLGOCP-1000Infusão de drogas
Concentrador de oxigênio para animais de estimaçãoPequim zhongshidichuang Ciência e tecnologia desenvolvimento Co., LtdZS-MVFornecimento de oxigênio
Manta de aquecimento para pequenos animaisPequim zhongshidichuang Ciência e tecnologia desenvolvimento Co., LtdZS-TManter a temperatura
Ventilador para animais pequenosNJKEWBIOKW-100Fornecer respiração

Referências

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  1. Dasta, J. F., Mclaughlin, T. P., Mody, S. H., Piech, C. T. Daily cost of an intensive care unit day: The contribution of mechanical ventilation. Crit Care Med. 33 (6), 1266-1271 (2005).
  2. Slutsky, A. S. History of mechanical ventilation. From Vesalius to ventilator-induced lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 191 (10), 1106-1115 (2015).
  3. Reynolds, S. C., et al. Mitigation of ventilator-induced diaphragm atrophy by transvenous phrenic nerve stimulation. Am J Respir Crit Care Med. 195 (3), 339-348 (2017).
  4. Shi, Z. H., et al. Changes in respiratory muscle thickness during mechanical ventilation: Focus on expiratory muscles. Anesthesiology. 134 (5), 748-759 (2021).
  5. Shi, Z. H., et al. Expiratory muscle dysfunction in critically ill patients: Towards improved understanding. Intensive Care Med. 45 (8), 1061-1071 (2019).
  6. Van Den Berg, M., et al. Super-relaxed myosins contribute to respiratory muscle hibernation in mechanically ventilated patients. Sci Transl Med. 16 (758), eadg3894(2024).
  7. González-López, A., et al. Mechanical ventilation triggers hippocampal apoptosis by vagal and dopaminergic pathways. Am J Respir Crit Care Med. 188 (6), 693-702 (2013).
  8. Pun, B. T., Ely, E. W. The importance of diagnosing and managing ICU delirium. Chest. 132 (2), 624-636 (2007).
  9. Trudzinski, F. C., et al. Risk factors for prolonged mechanical ventilation and weaning failure: A systematic review. Respiration. 101 (10), 959-969 (2022).
  10. Voiriot, G., et al. Chronic critical illness and post-intensive care syndrome: From pathophysiology to clinical challenges. Ann Intensive Care. 12 (1), 58(2022).
  11. Brück, E., et al. Plasma HMGB1 levels and physical performance in ICU survivors. Acta Anaesthesiol Scand. 65 (7), 921-927 (2021).
  12. Bruells, C. S., et al. Influence of weaning methods on the diaphragm after mechanical ventilation in a rat model. BMC Pulm Med. 16 (1), 127(2016).
  13. Gayan-Ramirez, G., et al. Intermittent spontaneous breathing protects the rat diaphragm from mechanical ventilation effects. Crit Care Med. 33 (12), 2804-2809 (2005).
  14. Thomas, D., et al. Time course of diaphragm function recovery after controlled mechanical ventilation in rats. J Appl Physiol. 115 (6), 775-784 (2013).
  15. Henrich, D. E., Blythe, W. R., Weissler, M. C., Pillsbury, H. C. 3rd Tracheotomy and the intensive care unit patient. Laryngoscope. 107 (7), 844-847 (1997).
  16. Hsu, C. L., et al. Timing of tracheostomy as a determinant of weaning success in critically ill patients: A retrospective study. Crit Care. 9 (1), R46-R52 (2005).
  17. Gretenkord, S., et al. Coordinated electrical activity in the olfactory bulb gates the oscillatory entrainment of entorhinal networks in neonatal mice. PLoS Biol. 17 (1), e2006994(2019).
  18. Salimi, M., et al. Disrupted connectivity in the olfactory bulb-entorhinal cortex-dorsal hippocampus circuit is associated with recognition memory deficit in Alzheimer's disease model. Sci Rep. 12 (1), 4394(2022).
  19. Bruells, C. S., et al. Recovery of diaphragm function following mechanical ventilation in a rodent model. PLoS One. 9 (1), e87460(2014).
  20. Dénervaud, V., Gremlich, S., Trummer-Menzi, E., Schittny, J. C., Roth-Kleiner, M. Gene expression profile in newborn rat lungs after two days of recovery of mechanical ventilation. Pediatr Res. 78 (6), 641-649 (2015).
  21. De Souza, A. B. F., et al. Effects in vitro and in vivo of hesperidin administration in an experimental model of acute lung inflammation. Free Radic Biol Med. 180, 253-262 (2022).
  22. Almeida, M. R., et al. The effects of different ventilatory modes in female adult rats submitted to mechanical ventilation. Respir Physiol Neurobiol. 284, 103583(2021).
  23. Cândido, L. D. S., et al. Different tidal volumes may jeopardize pulmonary redox and inflammatory status in healthy rats undergoing mechanical ventilation. Oxid Med Cell Longev. 2021, 5196896(2021).
  24. Da Silva, A. C. L., et al. Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats. Exp Biol Med (Maywood). 245 (15), 1404-1413 (2020).

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