Artigo de método

Linfodenectomia Renal Bilateral Murina

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DOI:

10.3791/68695

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30 de dezembro de 2025

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1Department of Surgery, Yale University School of Medicine, 2Department of Immunobiology, Yale University School of Medicine, 3Department of Internal Medicine, Section of Rheumatology, Yale University, 4Howard Hughes Medical Institute, Yale University School of Medicine

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Esse protocolo descreve um procedimento de sobrevivência para linfadenectomia renal bilateral murina segura e bem tolerada.

Resumo

Doenças autoimunes são resultado de células imunológicas que direcionam inadequadamente o próprio tecido, levando a patologias e danos a órgãos vitais. Órgãos linfoides secundários servem como local para a ativação das células B e T e para a tolerância imune periférica, resultantes da drenagem de antígenos e do tráfego de células apresentadoras de antígeno (APC) através de linfáticos locais. O papel dos linfonodos locais drenantes como local inicial de ativação linfócita foi descrito em contextos de tumores, infecções e doenças autoimunes específicas de órgãos, mas não na autoimunidade sistêmica. O lúpus eritematoso sistêmico, uma dessas doenças, é uma doença autoimune generalizada com envolvimento renal comum que leva a lesão renal e eventual falência. O entendimento mais profundo do papel dos linfonodos renais, que são o principal local de drenagem de antígenos e tráfico de CPA a partir dos rins, é limitado pela incapacidade de perturbar seletivamente esse tecido. Aqui está descrito um procedimento de sobrevivência para linfadenectomia renal bilateral murina segura e bem tolerada. Incluídos estão instruções detalhadas, recursos visuais, dicas úteis para melhorar o sucesso e solução de problemas procedurais. A sobrevivência a longo prazo é excelente e tem sido observada por pelo menos 4 meses após a cirurgia. Os linfonodos renais ressecados estão intactos e imediatamente prontos para processamento posterior. Esse procedimento é mais adequado para estudos do efeito local dos linfonodos renais.

Introdução

Doenças autoimunes abrangem todos os órgãos do corpo humano, desde doenças relativamente restritas a órgãos, como hepatite autoimune, uveíte e diabetes tipo 1, até doenças generalizadas como esclerose sistêmica e Sjögrens 1,2,3,4,5. A tolerância imunológica é um estágio crítico no desenvolvimento das células B e T para prevenir a autorreatividade6. Embora a tolerância central via deleção clonal no timo seja necessária e eficaz, isso por si só deixa lacunas na defesa contra a autoimunidade 7,8. A tolerância periférica é uma barreira secundária à autorreatividade por meio de anérgia das células B e T, deleção ou exaustão das células T, que ocorre em órgãos linfoides secundários, incluindo os linfonodos regionais que drenam tecido após drenagem deantígenos 9,10. No entanto, também está cada vez mais claro que células autorreativas podem residir e migrar desses linfonodos em indivíduos geneticamente e/ou ambientalmente suscetíveis após ativação inadequada11,12.

O lúpus eritematoso sistêmico é uma dessas doenças autoimunes, com envolvimento claro das células B e T em múltiplos sistemasde órgãos 13. Uma manifestação particularmente comum e mórbida disso é a nefrite lúpica e a progressão para doença renal terminal14. A capacidade de entender o efeito direto das células B e T localmente residentes na doença renal autoimune, em contraste com a fisiopatologia sistêmica circulante, está atualmente limitada pela incapacidade de perturbar seletivamente esses gânglios. Com essa lacuna em mente, foi desenvolvido um procedimento de sobrevivência para a linfadenectomia renal bilateral murina e é descrito aqui.

O objetivo geral deste protocolo é alcançar a excisão segura e confiável dos linfonodos renais bilaterais em camundongos com alta sobrevivência pós-operatória e tolerância. Esse procedimento seria mais adequado para estudos do efeito local dos linfonodos renais na ativação, ativação e tolerância das células imunes associadas à doença renal. Esse procedimento é ideal quando combinado com modelos autoimunes ou oncológicos que afetam o rim.

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Protocolo

Todos os procedimentos são realizados em conformidade com os protocolos do Comitê Institucional de Cuidado e Uso de Animais de Yale. Para desenvolver esse procedimento, foram utilizados15 de cepas Balb/c de 8 a 12 semanas, camundongos propensos a lúpus (MRL/MpJ-Faslpr/J/J) e controles simulados pareados de idade/sexo/genótipo. Além disso, camundongos selvagens do tipo C57BL/6 de 8 a 12 semanas também foram testados, e os lântulos foram ressecados com segurança. Tanto ratos machos quanto fêmeas foram incluídos. Os reagentes e os equipamentos utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Preparação de instrumentos, animais e a sala de cirurgia

  1. Esterilize todos os instrumentos cirúrgicos. Certifique-se de que a superfície de operação e o cone do nariz anestésico estejam limpos com 70% de etanol.
  2. Prepare o microscópio cirúrgico, garantindo ergonomia confortável para o cirurgião.
  3. Instale uma máquina de vaporizador de anestésico inalado com cone nasal e sucção para eliminar anestésicos em excesso. Monte uma superfície de operação com uma almofada de circulação de água morna para manter a temperatura corporal e os suprimentos do animal em um local conveniente e estéril.
  4. Induza anestesia administrando isoflurano inalado de 2%-3% com fluxo de oxigênio de 2 L/ min via cone nasal, a partir da máquina de vaporizador anestésico inalado (seguindo protocolos institucionalmente aprovados).
    1. Garanta o plano adequado de anestesia confirmando uma frequência respiratória de aproximadamente 30-40 respirações/minuto e a falta de resposta ao beliscão do pé traseiro. Verifique periodicamente o plano de anestesia apropriado e ajuste a taxa de fluxo de isoflurano de acordo.
      NOTA: Alternativamente, um anestésico injetável também é apropriado.
  5. Siga as diretrizes do instituto para analgesia adequada e anestesia local. Por exemplo, pode-se administrar um analgésico de ação prolongada, como 3,25 mg/kg de buprenorfina XR, por via subcutânea, e administrar até 0,04 mL/5 g de peso corporal de 1 mg/mL de solução de lidocaína subcutânea nos locais de incisão planejados.
  6. Prepare o animal para o procedimento aplicando lubrificante ocular, arrancando ou cortando o pelo bilateralmente, esterilizando as costas com solução de povodina/iodo, seguida de 70% de etanol, e posicionando o decúbito lateral direito (lado direito para baixo).
    1. Use fita adesiva para fixar o braço esquerdo do animal por cima e a cauda para baixo, criando uma postura relaxada, porém alongada (Figura 1A). Isso deslocará o rim para mais baixo, resultando em melhor visualização e exposição.
  7. Use luvas estéreis e aplique cortinas estéreis sobre o animal com uma janela para o campo operatório. Mantenha a esterilidade durante todo o procedimento.
    1. OPCIONAL: Injetar 10-20 μL de Evans Blue estéril filtrado 5% em soro tampão fosfatado nas almofadas traseiras bilaterais antes da posição do animal para melhor identificação dos linfonodos renais via drenagem ao longo do trato linfáticoilíaco 16 (Figura 1D-G).
      NOTA: Atenção, pois esse corante pode interferir em colorações e análises citométricas de fluxo. Além disso, com o tempo, o Evans Blue também irá infiltrar-se na cisterna chyli, veja "solução de problemas" para dicas (Tabela 1).

figure-protocol-1
Figura 1: Posicionamento anatômico do camundongo e órgãos e injeção opcional de Evans Blue. (A) Posicionamento e fixação do animal para exposição renal esquerda. (B) Orientação anatômica dentro das janelas operacionais. A cadeia do linfonodo renal esquerdo pode ser encontrada adjacente aos vasos adrenais e à aorta, superior aos vasos renais. O linfonodo renal direito pode ser localizado logo acima dos vasos renais. (C) Posicionamento e segurança do animal para exposição renal direita. (D-G) Implementação de injeção de Evans Blue a 5% de 20 μL. (D) Corrente do gânglio linfático esquerdo e do gânglio linfático renal esquerdo (seta branca) antes do contraste. Note a localização geral da cisterna quyli (caixa tracejada), que frequentemente é transparente e/ou difícil de identificar a menos que esteja cheia de linfa. (E) Corrente do gânglio linfático esquerdo do retropé e do gânglio renal esquerdo (seta branca) 5 minutos após a injeção do contraste. Note vasos linfáticos aferentes (seta preta). (F) Parte traseira direita e linfonodo renal direito (seta branca) antes da tinta. G) Pé traseiro direito e linfonodo renal direito (seta branca) 5 minutos após a injeção do corante. Note vasos linfáticos aferentes (setas pretas). Barras de escala: A,C = 1,0 cm; D-G (vistas do pé traseiro) = 0,5 cm; D-G (vistas internas) = 0,1 cm. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

2. Linfodenectomia renal esquerda

  1. Faça uma incisão oblíqua de 1 cm na pele logo abaixo do baço (aproximadamente 1 cm abaixo da costela final). Dissecar diretamente a pele afastando a parede abdominal/torácica e identificar o baço dentro do abdômen.
    1. Faça uma incisão de 1 cm através da musculatura da parede abdominal, logo abaixo do baço, para acessar a cavidade peritoneal (Figura 2A,B).
      NOTA: Em camundongos com pele não pigmentada, o baço é facilmente visível através da pele preparada como um órgão escuro e móvel que reside lateralmente no abdômen e fica logo abaixo da costela final.
  2. Identifique o rim esquerdo como um órgão liso ao longo da parede abdominal posterior e logo abaixo do baço. Os rins e os linfonodos renais associados residem no retroperitônio. Usando duas pinças anguladas, dissece de forma direta a parte posterior do rim esquerdo para acessar o retroperitônio (Figura 2C).
    NOTA: A técnica correta e segura de dissecação contundente envolve aplicar uma pequena pressão com pinças fechadas no plano de tecido desejado e permitir que o instrumento se abra suavemente, puxando os planos de tecido.
  3. Reflete o rim esquerdo anteromedialmente.
  4. Usando o microscópio dissecante, identifique a almofada adiposa que envolve o linfonodo renal esquerdo, que será posterior ao rim esquerdo e superior aos vasos renais esquerdos. Identificar e evitar a glândula adrenal superiormente, a aorta na parte posterior e a cisterna na quila anteromedial (Figura 1B,D).
  5. Usando uma pinça de ponta fina, dissece de forma direta ao redor da cápsula linfonodal (separando-a dos vasos ao redor), enquanto aplica contratensão suave com uma pinça angulada (Figura 2E). Também é possível usar tesouras de ponta fina para dissecar esse plano de forma direta.
  6. Usando pinças retas de ponta fina, retraia o gânglio linfático renal esquerdo cefálade enquanto usa tesoura de ponta fina para incisar de forma abrupta as fixações posteromediais do linfonodo. Tome cuidado para não perturbar os vasos sanguíneos próximos e a cisterna quili/ducto torácico (Figura 2F).
  7. Observe a área para hemostasia (Figura 2G).
  8. Retorne o rim à sua localização anatômica e feche o abdômen em duas camadas (parede abdominal e pele) com sutura de polipropileno monofilamento 6-0 em modo contínuo. Aplique cola cirúrgica estéril na ferida.

figure-protocol-2
Figura 2: Linfodenectomia renal esquerda. (A) Incisão oblíqua esquerda logo abaixo e posterior à sombra esplênica. (B) Identificação do baço superiormente (linha branca), adrenal esquerda posteriormente (seta preta) e rim esquerdo inferior (linha preta). (C) Um plano no retroperitônio é criado por dissecação direta imediatamente atrás do rim (seta preta). (D) O linfonodo renal esquerdo (setas brancas) é imediatamente visível dentro de uma bainha adiposa. (E) Um plano é criado entre os vasos próximos e o nó (setas brancas). (F) O nó é suavemente retraído e abruptamente excisado ao longo do plano criado. (G) Hemostasia é confirmada, e o espaço vazio (setas desbotadas de (D)) onde o linfonodo (seta branca) existia anteriormente é observado como livre de qualquer linfonodo residual. (H) O linfonodo esquerdo é frequentemente uma cadeia de múltiplos linfonodos (setas brancas). O inserto é uma cadeia linfonodal esquerda ex vivo (1 mm x 3,5 mm). Barras de escala: 0,2 cm. Tick = 1 mm. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

3. Linfodenectomia renal direita

  1. Reposicionar o animal no decúbito lateral esquerdo (lado esquerdo para baixo). Novamente, use fita adesiva para fixar o braço direito do animal por cima e a cauda para baixo, criando uma postura relaxada, porém alongada. Isso é particularmente importante à direita, onde o fígado pode interromper a exposição (Figura 1C).
  2. Faça uma incisão oblíqua de 1 cm na pele, um pouco abaixo da costela final (um pouco mais acima do lado esquerdo). Dissecar a pele de forma direta afastando-se da parede abdominal/torácica e fazer uma incisão de 1 cm através da musculatura da parede abdominal para acessar a cavidade peritoneal (Figura 3A).
  3. Identifique o rim direito como um órgão liso ao longo da parede abdominal posterior e logo abaixo do fígado. Pode ser necessário usar um cotonete com ponta de algodão para retrair a cefalada hepática. Usando duas pinças angulares, dissece de forma direta a parte posterior do rim direito para obter acesso ao retroperitônio (Figura 3B,C).
  4. Refleta o rim direito anteromedialmente.
  5. Usando o microscópio de dissecação, identifique a almofada adiposa que envolve o linfonodo renal direito, que ficará atrás do rim direito e acima dos vasos renais direitos. Identificar e evitar a glândula adrenal superiormente (Figuras 1B,D).
  6. Utilizando uma pinça de ponta fina ou tesoura de ponta fina, dissece de forma direta ao redor da cápsula linfonodal (separando-a dos vasos ao redor), enquanto aplica contratração suave com uma pinça inclinada (Figura 3E).
  7. Usando pinças retas de ponta fina, retraa o gânglio linfático renal direito cefálade enquanto usa tesoura de ponta fina para incisar de forma abrupta as fixações posteromediais do linfonodo (Figura 3F). Tome cuidado para não perturbar os vasos sanguíneos renais, que ficam logo abaixo do linfonodo.
  8. Observe a área para hemostasia (Figura 3G).
    NOTA: Em geral, o linfonodo renal direito possui um vaso sanguíneo maior e drenante posterior, que tem maior probabilidade de sangrar após a recolha bem-sucedida do linfonodo. O sangramento desse vaso pode ser controlado por uma pressão suave com um cotonete com ponta de algodão até que a hemostasia seja alcançada.
  9. Retorne o rim à sua localização anatômica e feche o abdômen em duas camadas (parede abdominal e pele) com sutura de polipropileno monofilamento 6-0 em modo contínuo. Aplique cola cirúrgica estéril na ferida.

figure-protocol-3
Figura 3: Linfodenectomia renal direita. (A) Incisão oblíqua direita logo abaixo e posterior à costela final. (b) A borda hepática é identificada superiormente (linha branca) e o rim esquerdo inferior (linha preta). A adrenal direita é escondida pela borda do fígado. (C) Um plano no retroperitônio é criado por dissecação direta imediatamente atrás do rim (seta preta). (D) O linfonodo renal direito (setas brancas) é imediatamente visível dentro de uma bainha adiposa. (E) Um plano é então criado ao redor do nó (seta branca). (F) O nó é suavemente retraído e abruptamente excisado ao longo do plano criado. (G) Hemostasia é confirmada, e o espaço vazio (setas desbotadas de (D)) onde o linfonodo (seta branca) existia anteriormente é observado como livre de qualquer linfonodo residual. (H) O linfonodo direito é um único gânglio esférico (seta branca). O inset é um linfonodo ex vivo (2 mm x 1,5 mm). Barras de escala: 0,2 cm. Tick = 1 mm. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

4. Cuidados pós-operatórios

  1. Realoque o animal para uma gaiola limpa, que fica metade em cima e metade fora de um tapete de circulação de água morna, com acesso a comida e água imediatamente.
  2. Deixe o animal se recuperar da anestesia (~10-15 min) e monitore de perto sinais de sofrimento. Se os animais não se recuperarem rapidamente da anestesia com comportamentos apropriados (ou seja, aumento da frequência respiratória, auto-endireitamento, deslocação, tosa), eutanasie o animal de forma humanitária (seguindo protocolos institucionalmente aprovados).
  3. Quando todos os animais se recuperarem da anestesia, devolva as gaiolas à unidade de cuidados com acesso a água, alimento, cama e materiais de enriquecimento ad libitum.
  4. Avalie os camundongos pós-operatório a cada 12 horas por 3 dias em busca de sinais de dor ou sofrimento (ou seja, postura curvada, diminuição da atividade, diminuição do engajamento, má higiene pessoal). Eutanasiem de forma humana camundongos que demonstram sinais de sofrimento.
  5. Se estiver usando sutura permanente (como polipropileno monofilamento 6-0), examine as incisões no dia 10 pós-operatório e remova qualquer material restante do ponto de sutura.

5. Manuseio dos linfonodos

NOTA: O linfonodo excisado está imediatamente pronto para entrar em pipelines para aplicações posteriores.

  1. Ao aprender esse procedimento e anatomia pela primeira vez, confirme a excisão do linfonodo por histologia ou citometria de fluxo usando colorações de anticorpos de sua escolha.
  2. Coloque o tecido em meio de cultura celular (por exemplo, DMEM, RPMI) ou soro tampão fosfatado (PBS) sobre gelo para técnicas de células vivas ou em fixador (por exemplo, formol tamponado neutro 10%, 4% paraformaldeído) para histologia planejada.
    NOTA: Uma forma rápida, mas menos precisa, de confirmar os linfonodos é colocar a amostra ressecada em PBS. Em geral, uma amostra predominantemente linfática afunda, enquanto uma amostra predominantemente de tecido adiposo flutua; No entanto, testes confirmatórios adicionais são recomendados ao otimizar esse procedimento pela primeira vez.

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Resultados

Esse procedimento pode ser realizado em 15-20 minutos por mouse. Para confirmar a precisão desse procedimento, foram realizadas linfanectomias renais bilaterais em cinco irmãos de ninhada de 8 a 12 semanas, com compatibilidade de idade, sexo e genótipo. Todos os camundongos toleraram bem o procedimento, com 100% de sobrevivência perioperatória. Amostras excisadas foram colocadas no PBS sobre gelo. Todas as amostras afundaram imediatamente, confirmando baixo teor de adiposo. Amostras exci...

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Discussão

Aqui está descrito um procedimento de sobrevivência para linfadenectomia renal bilateral murina segura e bem tolerada. A principal limitação desse procedimento é o tamanho relativamente pequeno dos linfonodos renais, o que exige um microscópio cirúrgico. Sem um microscópio cirúrgico, a resseção confiante pode ser difícil de alcançar. Alguns modelos genéticos de camundongos têm linfonodos aumentados, facilitando a identificação e o aprendizado da técnica17. Em camu...

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Divulgações

R.A.F. é consultora da Glaxo Smith Kline, Plythera Inc. e Ventus Therapeutics. Todos os outros autores declaram não haver interesses concorrentes.

Agradecimentos

Agradecemos a J. Alderman, B. Cadugan, E. Hughes-Picard e J. Horrocks pela assistência administrativa, e a C. Hughes pela gestão da colônia de camundongos. H.N.B. é membro do Programa de Treinamento de Cientistas Cirurgiões de Yale, que financiou e apoiou parcialmente esse projeto. Esse trabalho também foi financiado pelo Howard Hughes Medical Institute (para a R.A.F.) e pelo Prêmio de Pesquisa para Residentes do American College of Surgeons (para H.N.B.).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Circuito anestésicoQualquerOu anestésico injetável
Citômetro de fluxo BD LSRII (ou equivalente)BD em BiociênciasEquipado com o Software FACS Diva
Buprenorfina XRQualquerPara analgesia
Mídia de cultura celular  Qualquer(para técnicas de células vivas; ou seja, DMEM ou RPMI)
DAPIBiolenda422801Concentração de trabalho: 15 ug/mL
Luzes LED duplas/duplas de microscópio de pescoço de gansoQualquer
Etanol (70% em água)QualquerPara limpeza
CD45.2 (104) conjugado com FITC anti-mouseBiolenda109806Concentração de trabalho: 5 ug/mL
Pinça: Pinça de ponta fina e angular (x2)RobozRS-5058Material: Dumoxel; Padrão #5, ângulo de 45 graus; Tamanho da ponta 0,1 x 0,06mm
Pinça: Pinças de ponta finaRobozRS-4960Material: Dumostar; Padrão #1; Tamanho da ponta: 0,20 x 0,12mm
Pinça: Pinças de ponta finaRobozRS-4966Material: Dumostar, ponta de Biologie; Padrão #3; Tamanho da ponta: 0,08 x 0,04mm
LidocaínaQualquerPara analgesia
RatosJaxPara a cepa C57BL/6, camundongos selvagens do tipo selvagem: The Jackson laboratories #000664
Condutores de agulhaRobozRS-6410Suporte de agulhas Castroviejo; Reto
Microscópio operadorLeicaMZ9.5Microscópio operador de cabeça estéreo Leica Mz9.5
OPCIONAL: Evans Blue dyeSigmaE2129-10GPara rastreamento linfático.
Solução salina tamponada com fosfato (PBS)Qualquer
Solução de povidona/iodoQualquerPara preparação/esterilização da pele
Tesoura: Tesoura de ponta extra finaRobozRS-5605McPherson-Vannas; Aresta de corte de 3mm; curva
Tesoura: Tesoura médiaRobozRS-5676Noyes; Borda de corte de 13mm; Direto
Cola cirúrgicaQualquerpor exemplo, adesivo de tecido 3M Vetbond
Sutura: polipropileno monofilamento azul 6-0Qualquer
Fixador tecidularQualquer(para histologia planejada; ou seja, formalina tamponada com 10% neutro ou 4% paraformaldeído)
Bolsa térmica de circulação de água mornaQualquer
Ratos   Os laboratórios JacksonPara a cepa Balb/c, camundongos propensos ao lúpus (MRL/MpJ-Fas-lpr/J): #000485

Referências

  1. Amador-Patarroyo, M. J., Peñaranda, A. C., Bernal, M. T. Autoimmunity. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  2. Echeverri, A. F., Tobón, G. J. Systemic autoimmune diseases. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  3. García-Carrasco, M., et al. Autoimmune disorders and pathogenesis. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  4. Sarmiento-Monroy, J. C., Mantilla, R. D., Rojas-Villarraga, A., Anaya, J. -M., et al. Lupus and immunological profiling. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. In: Anaya, J.-M. (2013).
  5. Solari, N. F., Cherñavsky, A. C., et al. Rheumatologic autoimmune syndromes. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  6. Kamradt, T., Mitchison, N. A. Tolerance and autoimmunity. N Engl J Med. 344 (9), 655-664 (2001).
  7. Rouiz-Argüelles, A., et al. Hematologic autoimmune conditions. Autoimmunity: From bench to bedside. Anaya, J. -M. , El Rosario University Press. Colombia. (2013).
  8. Venanzi, E. S., Benoist, C., Mathis, D. Good riddance: Thymocyte clonal deletion prevents autoimmunity. Curr Opin Immunol. 16 (2), 197-202 (2004).
  9. Meng, X., et al. Immunological mechanisms of tolerance: Central, peripheral and the role of T and B cells. Asia Pac Allergy. 13 (4), 175-186 (2023).
  10. Swartz, M. A., Hubbell, J. A., Reddy, S. T. Lymphatic drainage function and its immunological implications: From dendritic cell homing to vaccine design. Semin Immunol. 20 (2), 147-156 (2008).
  11. O'Byrne, A. M., Van Baarsen, L. G. M. Lymph nodes as gatekeepers of autoimmune diseases. RMD Open. 10 (4), e004097(2024).
  12. Hampton, H. R., Chtanova, T. Lymphatic migration of immune cells. Front Immunol. 10, 1168(2019).
  13. Fortuna, G., Brennan, M. T. Systemic lupus erythematosus: Epidemiology, pathophysiology, manifestations, and management. Dent Clin North Am. 57 (4), 631-655 (2013).
  14. Hanly, J. G., et al. The frequency and outcome of lupus nephritis: Results from an international inception cohort study. Rheumatology. 55 (2), 252-262 (2016).
  15. Andrews, B. S., et al. Spontaneous murine lupus-like syndromes: Clinical and immunopathological. J Exp Med. 148, 1198-1215 (1978).
  16. Harrell, M. I., Iritani, B. M., Ruddell, A. Lymph node mapping in the mouse. J Immunol Methods. 332 (1-2), 170-174 (2008).
  17. Morse, H. C., et al. Abnormalities induced by the mutant gene, lpr. Patterns of disease and expression of murine leukemia viruses in SJL/J mice homozygous and heterozygous for lpr. J Exp Med. 161 (3), 602-616 (1985).
  18. Ayalon, G., et al. Antibody semorinemab reduces tau pathology in a transgenic mouse model and engages tau in patients with Alzheimer's disease. Sci Transl Med. 13 (593), eabb2639(2021).
  19. Dong, X., et al. Antigen presentation by dendritic cells in renal lymph nodes is linked to systemic and local injury to the kidney. Kidney Int. 68 (3), 1096-1108 (2005).
  20. Lan, H. Y., Nikolic-Paterson, D. J., Atkins, R. C. Trafficking of inflammatory macrophages from the kidney lymph nodes during experimental glomerulonephritis. Clin Exp Immunol. 92, 336-341 (1993).
  21. Karmali, R. J., Suami, H., Wood, C. G., Karam, J. A. Lymphatic drainage in renal cell carcinoma: Back to the basics. BJU Int. 114 (6), 806-817 (2014).

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