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Artigo de método

Enxertos adiposos brancos e marrons: uma abordagem para corrigir déficits reprodutivos, metabólicos e renais em camundongos obesos com braquiúria preta e castanha (BTBR)

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DOI:

10.3791/68759

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9 de setembro de 2025

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1Albert Einstein Research and Education Institute, Hospital Israelita Albert Einstein, 2School of Medicine, Faculdade Israelita de Ciências da Saúde Albert Einstein, 3Nephrology Division, Federal University of São Paulo

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Aqui apresentamos um protocolo de transplante de tecido adiposo branco e marrom que oferece uma estratégia promissora para reverter a subfertilidade, obesidade e hiperglicemia, enquanto melhora a função renal em camundongos BTBR diabéticos e obesos.

Resumo

O transplante de tecido adiposo branco (TAB) e tecido adiposo marrom (BAT) tem surgido como uma estratégia terapêutica promissora para reverter distúrbios metabólicos sem a necessidade de administração sustentada de agentes exógenos. O WAT funciona como um órgão endócrino chave envolvido na homeostase energética, enquanto o BAT é um tecido termogênico crítico para a termorregulação. O modelo de camundongo obeso braquiúrico preto e castanho (BTBR) imita de perto as principais características da obesidade, diabetes mellitus tipo 2 (DM2) e doença renal diabética (DRD), incluindo hiperglicemia, resistência à insulina, hipometabolismo e subfertilidade.

Usando o protocolo apresentado a seguir, o transplante combinado de WAT e BAT derivados de doadores do tipo selvagem e heterozigotos BTBR em receptores obesos BTBR resultou na reversão da subfertilidade, atenuação do ganho de peso, normalização do controle glicêmico e melhora dos parâmetros renais. Notavelmente, a hipertrofia renal e a apoptose foram reduzidas, enquanto o número de podócitos foi preservado. Esses achados sugerem que o transplante combinado de WAT e BAT pode representar uma estratégia terapêutica alternativa para o tratamento do DM2, com benefícios concomitantes na mitigação da DRD e da obesidade. Além disso, essa abordagem pode ajudar a aumentar o número de camundongos obesos BTBR viáveis dentro das colônias do viveiro. Uma investigação mais aprofundada sobre os mecanismos subjacentes pode facilitar a tradução clínica dessa intervenção.

Introdução

A doença renal diabética (DRD), o diabetes mellitus tipo 2 (DM2) e a obesidade representam condições multifatoriais inter-relacionadas que representam desafios significativos e crescentes para a saúde global. A DRD, definida como a coexistência de diabetes mellitus (DM) e doença renal crônica na ausência de outras causas identificáveis de lesão renal, afeta aproximadamente 20-40% dos indivíduos com DM 1,2. O DM2 é um distúrbio metabólico sistêmico caracterizado por hiperglicemia crônica e interrupções na homeostase da glicose, lipídios e insulina. Está entre as dez principais causas de mortalidade em todo o mundo, afetando atualmente mais de 500 milhões de indivíduos3. A obesidade, impulsionada por um desequilíbrio crônico entre ingestão e gasto de energia, agora afeta uma em cada oito pessoas em todo o mundo e é um dos principais contribuintes para morbidade e mortalidade4. Essas três condições estão intimamente interligadas: a obesidade aumenta acentuadamente o risco de desenvolver DM2, o que, por sua vez, eleva significativamente o risco de DRD 1,4. A crescente prevalência global de obesidade, DM2 e DRD ressalta a necessidade urgente de uma compreensão mais profunda de seus mecanismos fisiopatológicos e do desenvolvimento de estratégias terapêuticas eficazes.

O transplante de TAB tem surgido como uma estratégia terapêutica promissora para combater a obesidade e o DM2. Essa intervenção tem sido associada a reduções do peso corporal, melhora da resistência à insulina e da esteatose hepática e ao aumento da adiponectina circulante, da expressão do receptor β3-adrenérgico e de genes envolvidos na oxidação de ácidos graxos5. Para notar, o tecido adiposo de mamíferos pode ser classificado em três tipos principais com base na cor: branco, marrom e bege6. O WAT começa a se expandir logo após o nascimento e é amplamente distribuído por todo o corpo. Funciona como um órgão endócrino chave, armazenando o excesso de energia na forma de triglicerídeos, sequestrando glicose circulante e ácidos graxos livres6. Em contraste, o BAT desempenha um papel crítico na termorregulação, dissipando energia como calor por meio de termogênese sem tremores, em vez de armazená-la como ATP6. A atividade do BAT diminui com a idade, obesidade e DM. Em adultos, o BAT compreende uma pequena fração do tecido adiposo total e está localizado principalmente nas regiões supraclavicular e cervical em humanos, enquanto em camundongos, está predominantemente localizado na região interescapular6. Rico em mitocôndrias, o BAT consome quantidades substanciais de glicose e ácidos graxos e está associado à resistência ao ganho de peso7. Evidências emergentes apóiam o papel do BAT na promoção de um fenótipo mais magro e metabolicamente favorável, gerando crescente interesse em seu uso terapêutico por meio de transplante.

A leptina, um hormônio secretado principalmente pelo WAT, desempenha um papel central na regulação do equilíbrio energético, metabolismo e fertilidade8. Atua no sistema nervoso central para estimular a secreção do hormônio liberador de gonadotrofina (GnRH) no hipotálamo, que subsequentemente promove a liberação do hormônio luteinizante (LH) e do hormônio folículo-estimulante (FSH) da hipófise anterior9. A leptina também atua diretamente nas células ovarianas da teca e da granulosa para apoiar o desenvolvimento folicular9.

O modelo de camundongo BTBRob / ob (obeso BTBR), geneticamente designado como BTBR. Cg-Lep ob / WiscJ (preto e castanho, obeso, tufado; ver Tabela de Materiais), é homozigoto para uma perda espontânea de função no gene da leptina (Lep) e exibe uma variedade de anormalidades metabólicas e reprodutivas, incluindo hiperglicemia, intolerância à glicose, hiperinsulinemia, hipertrigliceridemia, cicatrização prejudicada de feridas, hipometabolismo, hipotermia e subfertilidade devido ao hipogonadismo hipogonadotrófico. Os homens geralmente desenvolvem DM2 às seis semanas de idade, enquanto as mulheres o fazem às oito semanas10. A hiperglicemia é grave e progressiva, com níveis de glicemia de jejum superiores a 400 mg/dL em dez semanas. Além disso, homens obesos BTBR exibem albuminúria dependente do tempo na oitava semana, progredindo para DKD histologicamente evidente, incluindo expansão mesangial e podocitúria. Essas características estabelecem camundongos obesos BTBR como um modelo pré-clínico robusto que recapitula de perto o DKDhumano 10.

Dadas as profundas consequências metabólicas da deficiência de leptina, várias estratégias têm sido investigadas para reverter o fenótipo ob/ob , incluindo terapia de reposição de leptina e transplante de tecido adiposo. Embora a maioria dos estudos tenha usado camundongos ob / ob no fundo C57BL / 6, relativamente poucos investigaram essas intervenções na cepa BTBR mais metabolicamente comprometida. Em camundongos C57BL/6 ob/ob , o transplante de WAT demonstrou normalizar os níveis de insulina, melhorar a sensibilidade à insulina e restaurar a fertilidade8. Além disso, o transplante de BAT em camundongos C57BL/6 magros demonstrou prevenir o ganho de peso corporal, melhorar a tolerância à glicose e a sensibilidade à insulina, ao mesmo tempo em que reduz a resistência à insulina, particularmente no contexto da obesidade induzida por dieta rica em gordura11. Além disso, o transplante de BAT demonstrou melhorar a hemodinâmica cardíaca e a saúde metabólica12. Apesar dos resultados encorajadores, esses estudos apresentam várias limitações importantes. A maioria das investigações foi conduzida em camundongos C57BL / 6 ob / ob , que exibem um fenótipo metabólico relativamente leve em comparação com a cepa BTBR ob / ob mais gravemente afetada. Consequentemente, a generalização desses achados para modelos com resistência à insulina mais pronunciada, hiperglicemia, obesidade e doença renal é limitada. Além disso, os efeitos da reposição de leptina e do transplante de tecido adiposo têm sido insuficientemente estudados no contexto da TBBR, representando uma lacuna crítica na literatura. Muitas dessas intervenções também foram avaliadas em animais magros ou de curta duração, o que pode não capturar adequadamente a complexidade e a natureza crônica da doença metabólica humana. Embora tenham sido relatadas melhorias na sensibilidade à insulina, tolerância à glicose e fertilidade, os mecanismos subjacentes permanecem pouco compreendidos, e a relevância translacional desses achados para os ambientes clínicos ainda é incerta. Notavelmente, os efeitos metabólicos combinados do transplante de tecido adiposo branco e marrom em camundongos BTBR ob / ob permanecem amplamente inexplorados.

O objetivo deste estudo é padronizar um protocolo para transplante combinado de WAT e BAT em camundongos obesos BTBR e avaliar seus efeitos na restauração da fertilidade, função renal e alterações histológicas. Um objetivo secundário é facilitar a expansão da colônia obesa BTBR, reduzindo a perda de camundongos heterozigotos (BTBR ob/+) e selvagens (BTBR +/+) no biotério.

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Protocolo

Todos os experimentos foram aprovados pelos Comitês Institucionais de Cuidado e Uso de Animais do Hospital Israelita Albert Einstein (HIAE) e registrados no Instituto Judaico de Pesquisa e Ensino, São Paulo, SP, Brasil (N°. 3309-18 e N°. 4900-21). Os detalhes dos reagentes e equipamentos usados estão listados na Tabela de Materiais.

NOTA: Camundongos obesos BTBR (nocaute do gene da leptina, homozigotos, ob / ob) foram usados como modelo para DM2, DKD e obesidade. Camundongos obesos BTBR fêmeas com idade entre 4 e 5 semanas serviram como receptores para transplante de tecido adiposo. Os animais doadores foram camundongos fêmeas BTBR ob/+ (heterozigotos) ou +/+ (tipo selvagem) (genótipo não confirmado, mas fenotipicamente magro). No momento do transplante, os camundongos receptores tinham um peso corporal médio variando de 25 a 32 g. Todos os animais foram alojados em gaiolas ventiladas individualmente em condições padrão, com acesso ad libitum a comida e água, ciclo claro/escuro de 12 h e controle de temperatura ambiente. Foram alojados no máximo cinco animais por gaiola.

1. Procedimento cirúrgico

  1. Eutanásia de camundongos doadores usando overdose de isoflurano 100% v/v (2,5-5%), seguida de luxação cervical (Figura 1A).
  2. Posicione o animal em decúbito dorsal (barriga para cima) e desinfete a parte inferior do abdômen com digluconato de clorexidina alcoólica a 0,5%. Faça uma incisão abdominal na linha média de 2-3 cm para colher o WAT inguinal (Figura 1B). Coloque o tecido excisado em um tubo de 3 mL no gelo.
  3. Reposicione o animal em decúbito ventral (barriga para baixo) e faça uma incisão na linha média de 1-2 cm entre as escápulas para colher o BAT interescapular (Figura 1C). Agrupe tecido adiposo de 10 a 14 doadores. Certifique-se de que o total WAT + BAT seja igual a 10–15% do peso corporal do destinatário.
  4. Homogeneizar WAT e BAT separadamente usando uma agulha de 16 G e uma seringa de 3 mL (Figura 1D).
  5. Meça o peso final da gordura usando uma balança analítica (Figura 1E) e mantenha as amostras em gelo até o transplante.
  6. Anestesie camundongos obesos BTBR receptores em uma câmara de isoflurano 100% v/v (indução de 2,5-5%) e mantenha a anestesia com máscara facial (1,5-2,5%). Quando a respiração diminuir para ≤1 respiração a cada 3 s, coloque o animal em decúbito ventral (Figura 1F).
  7. Desinfete a área dorsal com digluconato de clorexidina não alcoólica a 2,0% (Figura 1G).
  8. Injete 100-200 μL de gordura homogeneizada por local usando uma agulha de 16 G em 6-26 locais na superfície dorsal. Use fórceps para auxiliar na distribuição. Aplique solução de clorexidina a 0,5% em cada local de injeção pós-transplante (Figura 1H).
  9. Administre uma dose intramuscular de tramadol (40 mg / kg; 50 mg / mL de solução) para analgesia e animais domésticos individualmente para evitar lesões durante a recuperação.
  10. No dia seguinte, limpe os locais de injeção com solução de clorexidina a 0,5% e administre uma segunda dose de tramadol.

figure-protocol-1
Figura 1: Esquema do procedimento de transplante de gordura. (A) Eutanásia do doador usando isoflurano em caixa fechada. (B) Colheita de WAT inguinal. (C) Colheita de BAT interescapular. (D) Homogeneização de gordura. (E) Pesagem de gordura. (F) Anestesia do receptor. (G) Assepsia nas costas. (H) Injeção de gordura com técnica assistida por fórceps. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

2. Acasalamento pós-transplante

  1. Duas semanas após o transplante, co-alojar camundongos obesos BTBR fêmeas com camundongos BTBR ob / + machos (heterozigotos) para acasalamento.

3. Avaliações funcionais

  1. Meça o peso corporal semanalmente usando uma balança analítica.
  2. Avalie a glicemia de jejum usando um glicosímetro em cinco momentos: semanas 4-7, 8-10, 14-16, 18-20 e 24-26.
  3. Coloque o animal em uma gaiola metabólica com acesso à água por 6 horas, para coletar amostra de urina.
  4. Meça os níveis de albumina urinária usando o método ELISA e determine os níveis de creatinina urinária usando o método colorimétrico de ácido pícrico em 6-8 semanas. Calcule a relação albumina/creatinina urinária (uACR) dividindo a concentração de albumina (μg) pela concentração de creatinina (mg).

4. Análise morfológica

  1. Eutanasiar camundongos receptores com 24 semanas de idade, administrando overdose de 100% v/v de isoflurano (2,5-5%), seguida de luxação cervical para garantir a morte.
  2. Colete ovários, rins e pâncreas com 24 semanas de idade.
  3. Coloque os órgãos colhidos em formalina tamponada neutra a 10% e fixe em temperatura ambiente por 24-48 h.
  4. Após a fixação, processe os tecidos usando um processador automático de tecidos para remover a água e embutir em parafina para análise histológica.
    1. Mergulhe sequencialmente os tecidos nas seguintes soluções de etanol por 1 h cada: 70%, 85%, 95% (2x) e 100% (2x).
    2. Transfira os tecidos para xileno fresco por 1 h, seguido por um segundo banho de xileno por mais 1 h.
    3. Mergulhar os tecidos em cera de parafina derretida a 6 °C durante 1 h e, em seguida, transferir para parafina fresca durante mais 1 h.
    4. Oriente os tecidos em um molde aquecido cheio de parafina derretida e deixe solidificar à temperatura ambiente.
    5. Corte quatro seções não consecutivas de 3,5 μm de espessura de cada bloco usando um micrótomo. Flutue as fitas em banho-maria a 4 °C para achatar e, em seguida, monte seções individuais em lâminas de vidro carregadas positivamente. Escorra o excesso de água e coloque as lâminas em uma placa de aquecimento a 3 °C por 60 min.
  5. Avalie o número de folículos nos ovários e o tamanho das ilhotas pancreáticas usando a coloração de hematoxilina e eosina (H&E).
    1. Incubar lâminas de tecido embebidas em parafina em uma estufa a 6 ° C por 1 h. Transfira as lâminas para um recipiente com xileno fresco e incube por 30 min para dissolver a parafina, substituindo o xileno por uma solução nova após 15 min.
    2. Mergulhe as lâminas sequencialmente por 30 s cada em xileno: mistura de etanol, 100% de etanol, 85% de etanol e 70% de etanol.
    3. Enxágue em água da torneira (10 s), manche em hematoxilina Harris (30 s) e mergulhe em etanol a 95% (3 s).
    4. Mergulhe sequencialmente as lâminas em 70%, 85%, 100% etanol e xileno: mistura de etanol por 30 s cada.
    5. Mergulhe as lâminas em xileno fresco por 5 min, seguido por um segundo banho de xileno por mais 5 min para garantir a fixação da mancha.
    6. Monte as lâminas com lamínulas usando um meio de montagem.
  6. Avalie o tamanho glomerular e a expansão da matriz mesangial usando coloração com ácido periódico de Schiff (PAS) de seções renais.
    1. Incubar as lâminas a 6 °C durante 1 h e mergulhar em xileno fresco durante 5 min para desparafinizar as secções de tecido.
    2. Mergulhe sequencialmente as lâminas em etanol a 99%, 95% e 70% por 30 s cada.
    3. Enxágüe em água da torneira por 10 s.
    4. Aplique 10 gotas de ácido periódico e incube por 10 min.
    5. Enxágüe em água corrente por 3 min e seque.
    6. Adicione 10 gotas de reagente de Schiff e incube por 15 min em uma câmara escura.
    7. Enxágüe em água corrente por 3 min e seque.
    8. Adicione 10 gotas de hematoxilina Harris para contra-coloração e incube por 3 min.
    9. Enxágue as lâminas em água corrente por 3 min e seque.
    10. Mergulhe as lâminas sequencialmente em 70%, 85%, 100% de etanol e xileno: mistura de etanol por 30 s cada.
    11. Mergulhe as lâminas em xileno fresco por 5 min, seguido por um segundo banho de xileno por mais 5 min para corrigir a mancha.
    12. Monte as lâminas com lamínulas usando um meio de montagem.
  7. Avalie a apoptose folicular (caspase-3 clivada) em ovários e rins e o número de podócitos (células WT-1+) em rins por imuno-histoquímica (IHQ).
    1. Incubar as lâminas a 6 °C durante 1 h, seguido de tratamento com xileno durante 30 min (substituir o xileno após 15 min).
    2. Mergulhe sequencialmente as lâminas em etanol a 100%, 90% e 70% e água (30 s cada).
    3. Realize a recuperação do antígeno aquecendo as lâminas em tampão citrato (pH 6,0) a 95 ° C por 12 minutos usando um micro-ondas para desmascarar os locais do antígeno.
    4. Enxágue em 1x tampão de lavagem por 15 min, trocando o tampão a cada 5 min.
    5. Bloqueie a peroxidase endógena com peróxido de hidrogênio para evitar manchas de fundo e evitar ligações inespecíficas usando albumina de soro bovino (BSA).
      NOTA: Para coloração de caspase-3 clivada, bloqueie a atividade da peroxidase endógena por 7 min e 30 s; para coloração WT-1, bloqueie por 5 min.
    6. Repetir a lavagem como indicado no ponto 4.7.4.
    7. Aplicar 10 μL de anticorpos primários contra a caspase-3 clivada (apoptose) e WT-1 (podócitos). Incube durante a noite a °C em uma câmara escura e umidificada.
    8. Repetir a lavagem como indicado no ponto 4.7.4.
    9. Aplique 10 μL de anticorpo secundário conjugado com peroxidase de rábano (HRP) por 1,5 h em temperatura ambiente no escuro.
    10. Repetir a lavagem como indicado no ponto 4.7.4.
    11. Aplique 10 μL de DAB (3,3'-Diaminobenzidina) como um cromógeno para visualizar a atividade do HRP, produzindo um precipitado marrom.
      NOTA: Para coloração de caspase-3 clivada, incube com DAB por 1 min e 30 s; para coloração WT-1, incubar por 45 s.
    12. Repetir a lavagem como indicado no ponto 4.7.4.
    13. Contra-core os cortes com hematoxilina de Harris por 30 s a 1 min, dependendo da intensidade desejada.
    14. Enxágue em água da torneira por 1-2 min ou até que a água saia limpa.
    15. Mergulhe sequencialmente as lâminas em etanol a 70%, 85%, 95% e 100% (30 s cada) e mistura de xileno:etanol (30 s).
    16. Coloque as lâminas em solução fresca de xileno por 5 min e transfira para um segundo banho de xileno por mais 5 min.
    17. Monte as lâminas com lamínulas usando um meio de montagem.
  8. Analise as seções coradas usando um microscópio de luz invertida com ampliação de 40x. Use um software de análise de imagem automatizado para selecionar regiões de interesse (ROIs) para cada órgão.
    1. Ovários (H&E): Conte e classifique os tipos de folículos por seção.
    2. Pâncreas (H&E): Selecione ilhotas usando a ferramenta ROI para traçar manualmente o contorno de cada ilhota pancreática. Uma vez definido o ROI, o software calculará automaticamente a área em micrômetros quadrados (μm2).
    3. Rim (H&E): Quantifique a área glomerular selecionando a ferramenta ROI para traçar manualmente a borda externa de cada tufo glomerular. Use a função Medir área para obter sua área em μm2. Após o rastreamento, o software calculará automaticamente a área em μm2.
    4. Rins (PAS)
      1. Para quantificar a matriz mesangial, use a ferramenta Limiar para identificar e selecionar regiões PAS-positivas (magenta / rosa) dentro do glomérulo. Ajuste os limites de cor e intensidade conforme necessário para selecionar com precisão as áreas coradas com PAS, usando a janela de visualização para refinar a seleção. Defina a região PAS selecionada como um ROI. Após o rastreamento, o software calculará automaticamente a área em μm2.
      2. Normalize a expansão da matriz mesangial calculando a porcentagem de área positiva para PAS em relação à área glomerular total.
    5. Ovários e rins (IHQ para caspase-3 clivada)
      1. Selecione ROIs correspondentes a estruturas foliculares ou glomerulares. Aplique uma máscara de cor para identificar a coloração DAB-positiva (marrom) ajustando os limites de matiz, saturação e intensidade. Use a função de visualização para garantir a seleção precisa do sinal DAB e refinar as configurações de limite para excluir hematoxilina (azul), contracoloração e fundo inespecífico.
      2. Uma vez definido o limite desejado, defina a seleção como um ROI e meça a área positiva para DAB (μm2). Calcule a porcentagem de área manchada dividindo a área positiva para DAB pela área total de ROI e multiplicando por 100.
    6. Rins (IHQ para WT-1+): Conte núcleos corados de marrom por glomérulo para estimar o número de podócitos.
      NOTA: As contagens de folículos por seção (média ± DP) foram: BTBR obesos (7,7 ± 3,11), transplantados (5,8 ± 3,24), BTBR magros (4,6 ± 5,62). As contagens de ilhotas por seção (média ± DP) foram: BTBR obeso (18,3 ± 8,42), transplantado (9,7 ± 5,45), BTBR magro (6,8 ± 1,72). Avaliar 30 glomérulos por animal para medição da área glomerular e expansão da matriz mesangial. Os dados foram expressos como média ± desvio padrão (DP) ou erro padrão da média (EPM), conforme apropriado. A normalidade foi avaliada pelo teste de Shapiro-Wilk. A ANOVA de uma via com teste post hoc de Tukey foi aplicada para comparações entre grupos com distribuição normal. As medidas repetidas foram analisadas usando ANOVA de duas vias ou modelos de efeitos mistos, com correção de Geisser-Greenhouse quando necessário. Para dados com distribuição não normal, foi utilizado o teste de Kruskal-Wallis com comparações múltiplas de Sidak. Realize todas as análises usando um software estatístico apropriado, com significância estatística definida em p < 0,05 (consulte a Tabela de Materiais para obter detalhes).

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Resultados

Quantidade de gordura transplantada e eficácia do protocolo
Após a padronização do protocolo, dois volumes de transplante de gordura (5-9,9% e 10-15% em relação ao peso corporal do doador) foram avaliados quanto à eficácia, definida como a obtenção de pelo menos uma gravidez resultando em descendentes viáveis. O grupo de 5-9,9% apresentou uma taxa de sucesso de 23,8%, enquanto o grupo de 10-15% alcançou 52,2%, correspondendo a um aumento de 2,2 vezes na eficácia do pr...

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Discussão

Este estudo demonstra que o transplante combinado de WAT e BAT é uma abordagem terapêutica eficaz para controlar a hiperglicemia, prevenir o ganho de peso corporal e a hipertrofia das ilhotas, restaurar a subfertilidade feminina e melhorar a função renal, reduzindo a apoptose e preservando o número de podócitos em um modelo pré-clínico de DM2, DRD e obesidade.

Embora estudos anteriores tenham investigado o transplante de WAT e BAT como estratégias para regular...

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Divulgações

Os autores declaram não haver conflitos de interesse.

Agradecimentos

Agradecemos às equipes técnicas do Centro de Treinamento Experimental e Cirúrgico (CETEC) e do Instituto Judaico de Pesquisa e Educação (IIPE) por seu apoio. Este trabalho foi apoiado por uma bolsa de pesquisa de mestrado da CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior) para S.B, uma bolsa de pesquisa de Doutorado Direto da CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior) para M.L.F, bolsa de mestrado da FAPESP (nº 2024/08173-6) para M.O.M., e bolsa de iniciação científica da FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo; nº 2019/12636-3) para M.T.A.B-R. Este trabalho também foi apoiado por bolsas da FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo; nº 2017/23195-2 e nº 2021/02216-7) e da EFSD (European Foundation for the Study of Diabetes) para a É.B.R. Os autores declaram que não usaram trabalho gerado por Inteligência Artificial (IA) neste manuscrito.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Solução alcoólica de clorexidina digluconato a 0,5%Rioquí MicaSKU 1068253
Agulha calibre 16Becton DickinsonSKU 305198
Solução de digluconato de clorexidina não alcoólica a 2,0%Rioquí MicaSKU 1113045
Seringa de 3 mLBecton DickinsonSKU 309657
Fitas Accu-Check e ndash; PerformaRocheEAN 4015630981960
Alcian Blue PAS KitEasyPathSKU EP-11-20019
Albumina Sérica Bovina (BSA)Sigma-AldrichA4612
Software CellSensOlympusCELLSENS
Citrato Buffer pH 6,0: Ácido cítrico monohidratado + Hidróxido de sódioSigma-AldrichC1909 + 28-3010
Anticorpo Caspase-3 CortadoTecnologia de Sinalização Celular9661
Analisador Cobas C 111Roche4528778001
Creatinina KTeste de laboratório96-300
EnVision FLEX DAB+ CromogênioAgilent-DakoK3468
Reagente de detecção EnVision FLEX / HRPAgilent-DakoSM802
Reagente Bloqueador de Peroxidase Envision FLEXAgilent-DakoSM801
EnVision FLEX Substrate BufferAgilent-DakoSM803
O EnVision FLEX foi buffer 20xAgilent-DakoK800721-2
EosinaAgilent-DakoCS701
Leitor de Microplacas GloMax DiscoverPromegaGM3000
Glicosímetro Accu-Check - PerformaRocheEAN 4015630980512
Software GraphPad Prism 8 (software estatístico)GraphPad por Dotmatics-
100% v/v Isoforina (Isoflurane)Cristá Lia-
HematoxilinaAgilent-DakoCS700
Microscópio óptico IX51OlympusIX51
Gaiola Metabólica para camundongos individuaisTecniplast3600M021
Meio de montagem - EntellanSigma-Aldrich100869
Mouse Albumin ELISA KitAbcamAb207620
Cepa do camundongo: BTBR. Cg-Lepob/WiscJLaboratórios JAX4824
Kit de Schiff Ácido Periódico (PAS)EasyPathEP-11-20014
RM255 MicrotomeLeica Biosystems14050237960
Processador de tecido TP1020Leica BiosystemsTP-1020
Tramadol 50 mg/mLGrü Nenthal4022444
Anticorpo WT-1Santa CruzSC-192

Referências

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