Adaptando a dispersão de Taylor para medir o coeficiente de dispersão de soluções eletrolíticas por meio de uma configuração microfluídica acessível

Resumo

Aqui, apresentamos um protocolo para adaptar o experimento de dispersão de Taylor à microescala usando microcanais fabricados internamente com um cortador artesanal de mesa. A plataforma experimental pode ser usada para calcular o coeficiente de difusão de traçadores passivos de uma única espécie e para visualizar a interação e separação de íons multiespécies.

Resumo

O campo da microfluídica tem se tornado cada vez mais proeminente, pois permite o controle rápido e preciso de fluidos e partículas, facilitando a síntese de compostos e a separação de misturas. Aperfeiçoamos uma adaptação em microescala acessível e repetível do experimento de dispersão de Taylor usando microcanais fabricados internamente com um cortador artesanal de mesa. O custo inicial desta técnica de xurografia microfluídica rápida e acessível é de aproximadamente 300 USD, ordens de magnitude mais baixas do que os métodos típicos de fotolitografia. O fluxo laminar acionado por pressão de uma bomba de seringa programável transporta uma solução traçadora injetada a jusante no microcanal, onde uma câmera digital reflex de lente única (D-SLR) com uma lente macro captura a evolução da concentração do traçador ao longo do tempo em um local fixo. Usando esta plataforma experimental, podemos calcular os coeficientes de difusão para traçadores passivos de uma única espécie sob condições experimentais variadas. Em seguida, estendemos o protocolo para misturas de eletrólitos, observando evidências preliminares de mudanças de difusividade decorrentes de efeitos não triviais de acoplamento íon-íon. Este método experimental acessível fornece uma ferramenta prática para sondar o transporte de várias espécies e oferece insights sobre as complexas interações que governam a mobilidade iônica.

Introdução

Nos últimos anos, esforços significativos de pesquisa têm se concentrado na investigação e desenvolvimento de dispositivos microfluídicos econômicos que oferecem controle preciso sobre o fluxo, partículas e transporte de solutos. As soluções eletrolíticas multiespécies desempenham um papel crítico em uma ampla gama de aplicações, desde armazenamento de energia e diagnósticos biomédicos até monitoramento ambiental e purificação de água. Compreender como diferentes espécies de íons se difundem e interagem nesses sistemas é essencial para otimizar o desempenho e a estabilidade em processos eletroquímicos e de transporte.

Quando uma solução eletrolítica contém íons com diferentes coeficientes de difusão, sua migração desigual induz um campo elétrico interno, mesmo na ausência de uma tensão aplicada externamente. Os íons de difusão mais rápida tendem a se separar dos mais lentos, criando momentaneamente um desequilíbrio de carga. Para preservar a eletroneutralidade, o sistema gera um potencial elétrico induzido por difusão. Este campo retarda os íons mais rápidos e acelera os mais lentos. O potencial elétrico resultante depende das mobilidades iônicas relativas e gradientes de concentração e é bem descrito pelas equações de Nernst-Planck sob restrições de eletroneutralidade. Modelos eletroquímicos clássicos, como as equações de Henderson e Nernst, quantificam esse fenômeno relacionando-o com números de transporte de íons e diferenças de concentração¹.

A análise de dispersão de Taylor tem sido uma técnica poderosa para medir a difusividade molecular, observando como um soluto se espalha em um fluxo laminar acionado por pressão através de um canal reto ^2,3. Ele é responsável pela interação entre advecção e difusão e permite a inferência precisa dos coeficientes de difusão molecular a partir de taxas de dispersão efetivas. Este método é particularmente atraente porque combina precisão, requisitos mínimos de amostra e rápida aquisição de dados. Tradicionalmente usado para traçadores de uma única espécie, extensões teóricas recentes agora permitem sua aplicação a sistemas multiespécies, permitindo que os pesquisadores inferam teoricamente difusividades de íons individuais com base no comportamento de transporte acoplado⁴.

No entanto, o alto custo e a complexidade técnica das configurações microfluídicas convencionais - muitas vezes baseadas em fotolitografia dependente de sala limpa - representam barreiras significativas para a adoção mais ampla desse método. Neste trabalho, apresentamos uma adaptação de baixo custo, acessível e reprodutível da técnica de dispersão de Taylor, que emprega microcanais fabricados via xurografia com um cortador artesanal de mesa. Essa abordagem, com um custo inicial de aproximadamente 300 USD, permite prototipagem rápida e fabricação consistente de canais sem a necessidade de instalações especializadas caras⁵. Usando imagens de campo claro por meio de uma câmera D-SLR e lente macro, o protocolo constrói uma série temporal da evolução da concentração do traçador em um ponto de captura fixo a jusante do local da injeção⁶. Demonstramos que esta plataforma pode medir com precisão os coeficientes de difusão para traçadores passivos de uma única espécie e estender o método para analisar sistemas eletrolíticos multiespécies. Os resultados revelam assinaturas claras de variações de difusividade decorrentes dos efeitos de acoplamento íon-íon. Este método acessível e econômico oferece uma ferramenta prática para investigar fenômenos de transporte iônico em misturas complexas de eletrólitos. Por exemplo, a configuração experimental proposta pode ser prontamente adaptada para ser usada como um micromisturador para avaliar a eficiência de mistura de solutos multiespécies⁷, ou para projetar distribuições de peso molecular de polímero desejadas por meio de um reator de fluxo tubular controlado por computador⁸.

Protocolo

1. Preparação de materiais

NOTA: Neste relatório, os chips microfluídicos são construídos cortando desenhos de microcanais em uma única camada de fita de poliimida com largura w = 2,54 cm e espessura h = 100 μm, que é então selada entre duas folhas de poliéster. A proporção do microcanal (λ = h/w) depende da espessura da poliimida; A largura do canal (W) é o único recurso de seção transversal que pode ser modificado neste protocolo.

1. Corte a fita de poliimida em uma tira de 21 cm de comprimento.
2. Corte dois retângulos de poliéster de 21 cm de comprimento e 5 cm de largura.
   NOTA: Para fabricar cada microcanal de 18,77 cm de comprimento, são necessárias uma tira de poliimida e dois retângulos de poliéster. Um dos retângulos de poliéster é cortado usando o cortador de artesanato de mesa para criar orifícios de entrada e saída, enquanto o outro é usado inalterado.
3. Corte e reserve uma segunda tira de fita de poliimida de 21 cm de comprimento para a criação da junta. Este comprimento produz 32 juntas; É necessária uma junta para cada microcanal.
4. Obtenha a porta de microcanal por impressão tridimensional (3D) em uma impressora de resina.
   1. Imprima uma porta por microcanal. Um arquivo .sdlprt para a porta está incluído no Arquivo Suplementar 1. Projete as roscas para as pontas da seringa Luer lock a serem aparafusadas na porta para uma vedação estanque.
   2. Imprima sólido em 3D (sem preenchimento) diretamente na plataforma de construção sem suportes adicionais. Defina a espessura da camada para 0,10 mm.
   3. Catalise a pós-impressão em câmara UV durante 15 min a 60 °C.

2. Montagem da configuração experimental

1. Fabricação da camada superior do chip microfluídico.
   1. Inicie o software de design do cortador de artesanato.
   2. Projete o topo do microcanal usando o software de design do cortador artesanal ou importando um design de outro software compatível.
   3. Desenhe dois círculos de 0,27 cm de diâmetro a uma distância de 18,77 cm um do outro: estes são a entrada e a saída do fluxo. A uma distância de 2,71 cm do orifício de entrada, desenhe um orifício de entrada do traçador menor de 0,15 cm de diâmetro.
      NOTA: Um . O arquivo de modelo DXF (Arquivo Suplementar 2) está incluído como referência.
   4. Prenda um dos dois retângulos de poliéster da etapa 1.2 no lado adesivo da base de corte. Usando fita adesiva de 2,54 cm de largura, prenda os quatro lados do perímetro.
      NOTA: Como as folhas de poliéster são uniformes em ambos os lados, elas podem ser usadas com qualquer um dos lados "para cima". A fita adesiva é necessária para evitar qualquer movimento do poliéster durante o corte. O outro retângulo de poliéster cortado na etapa 1.2 é usado como está.
   5. Certifique-se de que o cortador artesanal esteja conectado ao computador com o software de design por meio de um cabo USB (barramento serial universal) ou Bluetooth.
   6. Carregue a base de corte no cortador artesanal alinhando as bordas marcadas da esteira com as marcações de seta no cortador. Insira a lâmina na ranhura do carro do cortador artesanal.
      NOTA: Erros potenciais na fabricação de microcanais são principalmente resultado do desgaste ou desalinhamento da lâmina. O desgaste da lâmina pode fazer com que as paredes dos canais sejam cortadas de forma grosseira e desigual. Para resolver esse problema, uma lâmina diferente é usada para cortar cada tipo de material para reduzir a rápida degradação da nitidez da lâmina. Seguindo este princípio, são necessárias duas lâminas neste protocolo, uma para o poliéster e outra para a fita de poliimida. Se, durante a fabricação de canais, as paredes do canal se tornarem visivelmente mais ásperas ou o negativo se tornar difícil de remover, a lâmina pode precisar ser substituída. O desalinhamento da lâmina pode fazer com que a lâmina não penetre no material no ângulo correto, resultando em canais mais largos ou mais estreitos. Esse problema é mais comum em canais de largura menor, mas pode ser atenuado projetando as paredes do canal para serem os lados longos de um retângulo de corte contínuo, em vez de linhas paralelas separadas.
   7. No canto superior direito da página de design no monitor do computador, clique em enviar para prosseguir com a revisão de materiais e configurações de corte.
   8. Insira as configurações de corte da folha de poliéster. Com esta configuração, as configurações recomendadas são: Profundidade da lâmina: 9, Força: 33, Passes: 1 e Velocidade: 1.
      NOTA: As recomendações de configuração do cortador artesanal são baseadas no trabalho de 2019 de Taylor e Harris⁵.
   9. Clique em enviar para enviar o trabalho para o cortador de artesanato. O cortador inicia o processo de corte, que leva aproximadamente 15 s.
   10. Aguarde até que a lâmina retorne à sua posição inicial. Em seguida, remova a base de corte pressionando o botão de ejeção .
   11. Remova o material de poliéster negativo usando uma pinça. A folha de poliéster cortada inclui três orifícios: orifícios de entrada e saída de fluxo separados por 18,77 cm e um orifício de entrada traçador menor entre os dois primeiros, a 2,71 cm do orifício de entrada, conforme mostrado na Figura 1A.
   12. Remova todo o material da base de corte e coloque a parte superior do cavaco de lado.
       NOTA: Ao cortar em poliéster, a lâmina deixa uma borda áspera ligeiramente saliente da folha no lado cortado. Ao montar o chip microfluídico, vire essa borda para cima (longe da poliimida) para evitar que ela interfira no fluxo através do microcanal.
2. Junta de corte
   1. Projete juntas de poliimida em forma de rosquinha usando o software de design de cortador artesanal ou importando um design de outro software compatível.
   2. Desenhe dois círculos concêntricos de diâmetros de 0,52 cm e 0,24 cm, respectivamente.
      NOTA: Um . O arquivo de modelo DXF com 32 juntas está incluído como Arquivo Suplementar 3. Uma junta é necessária para cada porta ao conectá-la ao microcanal.
   3. Prenda a fita de poliimida da etapa 1.3 na esteira de corte, ambas com o lado adesivo para cima. Usando fita adesiva de 2,54 cm de largura, prenda com fita adesiva ao longo dos quatro lados do perímetro.
   4. Carregue a base de corte no cortador artesanal alinhando as bordas marcadas da esteira com as marcações de seta no cortador.
   5. Substitua a lâmina usada para folhas de poliéster por uma nova lâmina para ser usada exclusivamente para cortar fita de poliimida.
   6. No canto superior direito da página de design no monitor do computador, clique em enviar para prosseguir com a revisão de materiais e configurações de corte.
   7. Insira as configurações de corte de fita de poliimida. Com esta configuração, as configurações recomendadas são: Profundidade da lâmina: 9, Força: 1, Passes: 1 e Velocidade: 1.
      NOTA: As recomendações de configuração do cortador artesanal são baseadas no trabalho de 2019 de Taylor e Harris⁵.
   8. Clique em enviar para enviar o trabalho para o cortador de artesanato. O cortador inicia o processo de corte, que leva aproximadamente 40 s.
   9. Aguarde até que a lâmina retorne à sua posição inicial. Em seguida, remova a base de corte pressionando o botão de ejeção .
3. Montagem da folha superior, junta e porta
   1. Coloque a folha de poliéster cortada na etapa 2.1 em uma superfície plana, com as saliências voltadas para cima.
   2. Use uma pinça para retirar uma junta da fita de poliimida cortada na etapa 2.2 e coloque-a na parte inferior plana de uma porta impressa em 3D. Alinhe a porta e os orifícios da junta; Para ajudar com isso, insira uma ponta de seringa pela porta e use-a como orientação.
   3. Prenda a porta com junta à folha de poliéster, deitada, alinhando a porta e o orifício de entrada do fluxo. Novamente, use a ponta da seringa para centralizar a porta no orifício de entrada da folha. Segure no lugar por 30 s para ajudar a vedar a junta de poliimida de dupla face na parte superior do chip de poliéster.
      NOTA: A porta e a folha superior devem estar firmemente conectadas neste ponto, com a capacidade de levantar a porta e a folha superior juntas, pegando apenas a porta.
   4. Aplique uma pequena quantidade de supercola no perímetro da porta enquanto a empurra para baixo para criar uma vedação permanente à prova d'água.
   5. Deixe de lado por 2-3 h ou use spray ativador de supercola e aguarde 10 min para garantir uma vedação estanque.
      NOTA: Use luvas e trabalhe em uma capela ao manusear a supercola.
4. Fabricação do corpo do microcanal da poliimida
   1. Projete um corpo de microcanal usando o software de design de cortador artesanal ou importando um design de outro software compatível.
   2. Desenhar dois círculos de 0,36 cm de diâmetro a uma distância de 18,6 cm um do outro: estes correspondem aos orifícios de entrada e saída do topo das aparas previsto no ponto 2.1.3.
   3. Entre esses dois orifícios, insira um retângulo com a largura desejada e um comprimento de 18,77 cm. Certifique-se de que 0,05 cm do retângulo se sobreponha aos orifícios de entrada e saída para reduzir o risco de rasgos acidentais ao remover o negativo.
   4. Desenhe uma única linha perpendicular de 0.2 cm posicionada a 17.71 cm do orifício de entrada de fluxo e a 0.2 cm de distância do canal de cada lado.
      NOTA: Um . O arquivo de modelo DXF está incluído como Arquivo Suplementar 4. Este projeto é para um microcanal de comprimento 18,77 cm e largura de 400 μm, conforme mostrado na Figura 1B.
   5. Prenda a fita de poliimida cortada na etapa 1.1 na esteira de corte, ambas com o lado adesivo para cima. Usando fita adesiva de 2,54 cm de largura, prenda com fita adesiva ao longo dos quatro lados do perímetro.
   6. Carregue a base de corte no cortador artesanal alinhando as bordas marcadas da esteira com as marcações de seta no cortador. Mantenha a mesma lâmina usada para cortar as juntas na etapa 2.2.
   7. No canto superior direito da página de design no monitor do computador, clique em enviar para prosseguir com a revisão de materiais e configurações de corte. Use a mesma entrada de configurações de corte para as juntas na etapa 2.2.7.
   8. Clique em enviar para enviar o trabalho para o cortador de artesanato. O cortador inicia o processo de corte, que leva aproximadamente 15 s.
   9. Aguarde até que a lâmina retorne à sua posição inicial. Em seguida, remova a base de corte pressionando o botão de ejeção no cortador artesanal. Um microcanal com recursos visíveis de entrada, saída e ponto de captura agora é cortado na poliimida.
      NOTA: Oriente o chip de forma que o ponto de captura fique mais próximo da tomada; No projeto fornecido, está a 1.107 cm da saída, de modo que a distância entre o orifício de entrada do traçador e o ponto de captura é de 15 cm.
   10. Remova o material de poliimida negativa do canal usando uma pinça. Dependendo da largura e das características do microcanal, este é um procedimento muito delicado mais adequado para pinças de alta precisão.
   11. Remova todo o material da esteira de corte e reserve o microcanal; Certifique-se de que o lado adesivo permaneça intocado.
5. Montagem do chip microfluídico
   1. Coloque a fita adesiva de poliimida com o lado adesivo para cima em uma superfície plana.
   2. Coloque o retângulo de poliéster inferior (sem furos) dimensionado na etapa 1.2 na fita de poliimida exposta. Centralize a tira de poliimida dentro da largura do poliéster.
   3. Aplique pressão para baixo com um rolo para remover quaisquer bolhas maiores e inspecione se há detritos ou dobras na poliamida.
   4. Vire a fita de poliimida e remova sua capa protetora da parte inferior.
   5. Alinhe a folha de poliéster superior montada com a porta impressa em 3D com a entrada e saída da fita de poliimida e coloque a folha de poliéster em cima da poliamida.
   6. Aplique pressão para baixo com um rolo para remover bolhas maiores e inspecione se há detritos ou dobras na fita de poliimida.
      NOTA: Detritos significativos no canal ou nas paredes, juntamente com orifícios de entrada e saída desalinhados, afetam o fluxo laminar, comprometendo o experimento. Isso conclui a fabricação de um chip microfluídico, conforme mostrado na Figura 1C.
6. Montagem da área experimental
   1. Configuração da bomba de seringa
      1. Encha uma seringa de vidro de 0,5 mL com água deionizada (DI). Monte a seringa na bomba de seringa programável e pressione o botão de avanço rápido até que a água comece a sair da ponta da seringa.
      2. Corte e conecte um pedaço de tubo de politetrafluoretileno (PTFE) de 50 cm de comprimento (0.3048 mm de diâmetro interno, 0.762 mm de diâmetro externo) a uma ponta de seringa de 27 G de comprimento de 1.27 cm e diâmetro externo de 0.4064 mm. Use uma pinça para inserir o tubo sobre a ponta da seringa e puxe para baixo.
         NOTA: Faça um pequeno corte de aproximadamente 1 mm para fornecer uma área de abertura mais ampla no tubo de PTFE e guie a ponta da seringa para dentro dele, conforme mostrado na Figura 2.
      3. Encha a ponta da seringa conectada ao tubo com água DI para que um menisco convexo seja formado na abertura.
      4. Encaixe a ponta na seringa de vidro montada na bomba, certificando-se de que não se formem bolhas de ar na seringa ou na ponta da seringa.
      5. Defina a bomba de seringa para infundir apenas. Insira o tipo e o tamanho da seringa como 0,5 mL.
   2. Configuração do painel de luz
      1. Conecte o painel de luz e posicione-o próximo à borda da bancada do laboratório. Esta é a superfície na qual o microcanal será gravado e a execução experimental ocorrerá.
      2. Ligue o painel de luz para o modo de brilho mais alto. Garantir uma iluminação consistente na área em que os experimentos são conduzidos é vital, pois cada mudança influencia a captura de imagem da câmera.
      3. Cole o chip microfluídico montado na etapa 2.5 no painel de luz usando fita adesiva de 2.54 cm de largura.
         NOTA: Prenda o canal com fita adesiva perto o suficiente da borda da bancada do laboratório para que possa ser fotografado com a configuração da câmera descrita na etapa 2.6.3. Nesta configuração experimental, essa distância é de 1 cm.
   3. Configuração da câmera
      1. Insira o cartão digital seguro (SD) na câmera D-SLR e use uma bateria plug-in para alimentar a câmera. Monte uma lente macro de 20 mm f/2 na câmera. Conecte a câmera a um gatilho remoto.
      2. Configure o tripé e monte a câmera com a lente macro acima do experimento, voltada para baixo. Use um nível para garantir que a lente macro esteja paralela à região do canal de interesse.
      3. Centralize a câmera view no ponto de captura cortado na fita de poliimida. A câmera deve estar pelo menos 1 cm acima do painel de luz para que possa capturar o corte do ponto de captura e um canal amplo view. As imagens serão capturadas em um local fixo a jusante do local de entrada do traçador.
      4. Ligue a câmera e configure-a para o modo manual com uma velocidade do obturador de 1/100 s e ISO 800. Defina a qualidade da imagem para JPEG Fine e o tamanho da imagem para Large. Defina a definição de balanço de brancos para Fluorescente 2. Abra as opções da área da imagem e defina a área da imagem como DX (24x16). A lente macro é definida para F2.6 com ampliação de ×4.
      5. Programe a câmera usando o gatilho remoto para tirar fotos a cada 1 s.
         NOTA: As configurações da câmera relatadas são baseadas nas condições ambientais e mudarão com base na iluminação ambiente, câmera, lente, etc.
7. Preparação do traçador
   1. Meça 0,60 g de pó de sal de sódio fluoresceína para preparar a solução marcadora. Dilua o pó em 1 L de água destilada para obter a concentração desejada do corante (concentração de 0,6 g/L).
      NOTA: O corante usado e sua concentração podem ser alterados conforme necessário. No entanto, deve-se verificar se existe uma relação linear entre a intensidade e a concentração do traçador. Aqui, isso foi feito por meio de amostras de imagens usando condições experimentais com diferentes concentrações conhecidas e alturas de canal. A concentração de 0,6 g/L de sal de sódio fluoresceína foi escolhida para estar dentro da faixa que produz uma relação linear ao plotar os valores de intensidade do canal azul da imagem completa em vermelho, verde e azul (RGB). Uma foto da configuração experimental completa é mostrada na Figura 3. A Figura 4 mostra os diagramas de vista superior ( Figura 4A) e lateral ( Figura 4B) da configuração experimental.

3. Execução experimental

1. Configuração
   1. Aplique uma camada de fita adesiva em cima do orifício de entrada do traçador para evitar o escoamento, garantindo que um lado esteja dobrado para facilitar a remoção.
   2. Opere a bomba de seringa programável para inundar o microcanal com água DI a uma taxa de fluxo muito lenta.
      NOTA: Para um microcanal de dimensões h x w x l = 100 μm x 400 μm x 18.77 cm, use vazão volumétrica de 2.4 μL/min (correspondente à vazão de 0.1 cm/s).
   3. Quando a inundação for concluída após aproximadamente 5 min, certifique-se de que não se formaram bolhas de ar.
      NOTA: Se bolhas de ar se formarem e não puderem ser removidas simplesmente estendendo o tempo de inundação, remova a água deionizada e lave o microcanal com uma pequena quantidade de etanol ou outro fluido com baixa coesão e baixa tensão superficial. Em seguida, inunde rapidamente o canal com água deionizada novamente, certificando-se de primeiro lavá-lo bem para que não haja etanol.
   4. Desligue a bomba da seringa.
2. Condição inicial
   1. Encha uma ponta de micropipeta de 0,5 μL com o marcador misturado na etapa 2.7.
   2. Retire a fita que cobre o orifício de entrada do marcador usando a aba dobrada. Usando o canto de um pano de baixo fiapos, remova levemente a água DI do orifício de entrada do traçador e aguarde 30 s para garantir que as frentes de água DI se estabilizem.
   3. Passado o tempo, descarregue o conteúdo da micropipeta no orifício de entrada. Feche novamente o orifício imediatamente, alisando a fita sobre ele usando pressão mínima em um movimento fluido.
      NOTA: Esta etapa cria a condição inicial do rastreador. Antes que a execução experimental possa ser iniciada, o traçador terá que se difundir pela seção transversal do microcanal.
   4. Aguarde um tempo t_w > t_wd para que o bolo traçador se difunda através da seção transversal do microcanal.
      NOTA: Calcule o tempo de difusão ao longo da largura do canal como t_wd = (w/2)²/κ, onde κ é o coeficiente de difusão molecular do traçador (cm²/s) e w/2 é metade da largura do microcanal. Supondo que o traçador seja injetado no meio do canal, o mais longe que ele terá que percorrer para chegar a uma parede durante esse período de espera é metade de sua largura. Esta forma de calcular o tempo de espera, t_w, é generalizável para qualquer seção transversal com uma escolha apropriada de comprimento característico. Nos resultados representativos relatados aqui, o tempo de espera é de aproximadamente t_w = 14 s para w = 400 μm e h = 100 μm.
3. Fluir
   1. Certifique-se de que a bomba de seringa esteja ajustada para a vazão volumétrica desejada.
   2. Inicie simultaneamente a bomba de seringa e ative o gatilho remoto. Execute o experimento por 5 min, tirando fotos a 1 quadro por segundo.
      NOTA: Uma vazão volumétrica de 2.4 μL/min corresponde a uma vazão de 0.1 cm/s em um microcanal com w = 400 μm e altura h = 100 μm (proporção: λ = 1/4).

4. Processamento de dados

1. Remova o cartão de memória da câmera e baixe as imagens para um computador com o software de processamento de imagem a ser usado para análise.
2. Processamento experimental de dados
   NOTA: Os arquivos de código usados para processamento de dados estão incluídos no Arquivo Suplementar 5.
   1. Inicie os arquivos de processamento de dados fornecidos. Uma imagem capturada pela câmera D-SLR aparece na tela. Clique e arraste uma área retangular, alinhando sua altura com a distância entre as paredes do microcanal.
   2. Se os lados horizontais do retângulo não estiverem perfeitamente alinhados com as paredes do microcanal, a imagem precisa ser girada. Passe o cursor sobre um canto do retângulo, clique e gire-o para que suas paredes horizontais fiquem paralelas às do microcanal. Pressione qualquer tecla para continuar; o pop-up da foto fecha e reabre após ser girado, conforme mostrado na Figura 5A.
   3. Clique e arraste uma área quadrada com o comprimento do lado correspondente à distância entre as paredes do microcanal e centralizado no ponto de captura. Esta será a região de interesse para aquisição de dados, mostrada na Figura 5B; Cada imagem na sequência será cortada usando essa mesma região. Pressione qualquer tecla para continuar; O pop-up da imagem será fechado.
   4. Em cada pixel da região recortada, extraia o canal azul da imagem RGB completa (Figura 5C) e inverta-o subtraindo seu valor de 255, o valor máximo do canal de cor (Figura 5D).
      NOTA: Selecione o canal azul ('B' fora do RGB completo), pois é o melhor para capturar a intensidade do corante de fluoresceína ao tentar distinguir entre a região do canal do limite da fita de poliimida com a fonte de iluminação que está sendo usada⁶.
   5. Calcule o valor médio da intensidade do canal azul invertido para a região recortada.
   6. Repita as etapas 4.2.4-4.2.5 para todas as imagens restantes para extrair e armazenar o valor médio de intensidade do canal azul invertido para a região cortada em cada foto. Isso resulta em uma série temporal para a intensidade média do canal azul invertido no ponto de captura.
3. Ajuste extrapolado
   1. A caixa de ferramentas curveFitter não linear integrada no código recebe como entrada a intensidade média da série temporal do canal azul invertido produzida na etapa 4.2.6 e produz um ajuste usando a equação personalizada:
      (1)
      O código usa uma abordagem de mínimos quadrados não lineares para calcular o melhor ajuste para quatro parâmetros: h₃, x₁, K e h₄. Aqui, h₄ é uma correção para a intensidade da linha de base experimental medida quando o microcanal é preenchido com água DI. O parâmetro K é o coeficiente de dispersão experimental melhorado.
      NOTA: A equação (1) é adaptada da previsão da teoria da dispersão de Taylor para a evolução da concentração do traçador ao longo do tempo ^2,5,9 relatada nos resultados representativos como equação (2).

Resultados

As etapas de fabricação do chip microfluídico são mostradas na Figura 1. Incluímos na Figura 2 as etapas sugeridas para conectar a tubulação de PTFE à ponta da seringa usada para injetar o fluxo de fundo de água deionizada (DI) no chip microfluídico através da bomba de seringa programável. A Figura 3 inclui uma foto rotulada da configuração experimental completa. A Figura 4 inclui diagramas de não escala da vista superior (Figura 4A) e da vista lateral (Figura 4B) da configuração experimental, destacando o chip microfluídico relativo e o posicionamento da câmera. A Figura 5 relata a sequência de operações aplicadas às imagens experimentais durante a fase de processamento de dados do protocolo. Na Figura 5A , mostramos como o código alinha o microcanal horizontalmente (se necessário) e, em seguida, a Figura 5B mostra o corte da região quadrada de interesse centralizada em torno do ponto de captura e com o comprimento lateral definido pela largura do microcanal, w. A Figura 5C isola o canal azul da imagem RGB completa na região recortada de interesse, e, finalmente, a Figura 5D mostra o valor de intensidade invertida para o canal azul da região recortada obtido subtraindo-o de 255 (a intensidade máxima para cada canal de cor).

A Figura 6 sobrepõe os resultados de uma execução experimental (tracejada) com o ajuste extrapolado correspondente (sólido). Aqui, cada ponto de dados experimental é o valor médio da intensidade do canal azul invertido calculado por meio das etapas de processamento de dados mostradas na Figura 5. No ponto de captura fixo a jusante da entrada do traçador, a teoria da dispersão de Taylor ^2,5,9 prevê que a evolução da concentração do traçador ao longo do tempo é descrita por:

(2)

em que C(t) é a concentração média transversal do traçador (g/L), que se verificou estar linearmente relacionada com a intensidade medida do marcador; C₀ é a concentração inicial do traçador (g/L), U é a vazão (cm/s), t é o tempo (s) e x (cm) é a coordenada axial no canal em relação ao local de injeção do traçador. K é o coeficiente de dispersão aprimorado do traçador (cm²/s) devido à interação de advecção e difusão molecular. Inserimos os parâmetros experimentais e usamos o aplicativo de ajuste de curva não linear do código (curveFitter) para encontrar o melhor valor de ajuste para K. Três quadros experimentais para o tempo t = 140 s, 150 s e 200 s são mostrados ao lado das curvas experimentais (tracejadas) e ajustadas (sólidas) produzidas para uma corrida experimental a uma taxa de fluxo U = 0,1 cm / s em um microcanal de comprimento 18,77 cm e proporção λ = 1/4; isso corresponde ao número de Péclet Pe 88. Aqui, o traçador consiste em 0,6 g/L de sal de sódio fluoresceína diluído em água DI com coeficiente de difusão molecular relatado na literatura^10,11 como κ = 5,70 x ^10-6 cm 2/s. Todos os experimentos relatados neste manuscrito foram executados a uma temperatura ambiente de 22 ° C.

O coeficiente de dispersão experimental aprimorado, K, pode ser usado para comparar a validade de nossa configuração e protocolo experimental calculando uma quantidade relacionada - o fator de dispersão 2,5,9,12, f. Este parâmetro depende da geometria do canal e é calculado como ^5,12,13:

(3)

onde κ é o coeficiente de difusão molecular do traçador (cm²/s) e h/2 é o comprimento característico escolhido. O número de Péclet é um parâmetro adimensional que quantifica a razão entre os efeitos advectivos e difusivos, Pe = Uh/(2κ). A Figura 7 mostra boa concordância entre os resultados do fator de dispersão de execuções experimentais em microcanais com seções transversais retangulares de três diferentes proporções e taxas de fluxo, e o comportamento teórico do fator de dispersão ^5,12,13.

Figura 1: Fabricação de chips microfluídicos. (A) Projeto para a folha superior de poliéster de um chip de 21 x 5 cm. Três furos são cortados pelo cortador artesanal de mesa, da esquerda para a direita, para servir como entrada de fluxo, entrada do traçador e saída de fluxo, respectivamente. (B) Projeto para um microcanal de poliimida de 18,77 cm com ponto de captura 15 cm a jusante da entrada do traçador. (C) Vista explodida do conjunto do chip microfluídico, de baixo para cima: camada inferior de poliéster, camada de microcanal de poliimida, camada superior de poliéster com junta de poliimida e porta impressa em 3D. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 2: Diagrama mostrando como conectar o tubo de PTFE a uma ponta de seringa. O diâmetro interno do tubo é de 0,3048 mm e o diâmetro externo da ponta da seringa 27-G é de 0,4064 mm, portanto, fazer um pequeno corte de aproximadamente 1 mm (esquerda) pode ser útil para fornecer uma área de abertura mais ampla para guiar a ponta da seringa (centro). Use uma pinça para inserir o tubo sobre a ponta da seringa e puxe para baixo (direita). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 3: Foto rotulada da configuração experimental. Da esquerda para a direita: Uma câmera D-SLR com uma lente macro de 20 mm f/2 é montada voltada para baixo em um tripé para capturar o microcanal colado no painel de luz iluminado. Uma seringa de vidro de 0,5 mL conectada ao microcanal através de tubulação de PTFE é colocada na bomba de seringa programável. O gatilho remoto é usado para ativar a câmera durante as execuções experimentais. A micropipeta é usada para gerar a condição inicial do traçador, conforme descrito na etapa 3.2 do protocolo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4: Diagramas da configuração experimental (sem escala). (A) Vista superior, da esquerda para a direita: bomba de seringa programável montada com uma seringa de vidro de 0,5 mL; Tubulação de PTFE conectando a bomba de seringa ao chip microfluídico; chip microfluídico colado em um painel de luz a 1 cm de distância da borda; micropipeta usada para injetar a solução traçadora através do orifício de entrada do traçador; Câmera D-SLR com lente macro montada no tripé voltada para baixo para enquadrar o ponto de captura. (B) Vista lateral, da esquerda para a direita: tubulação de PTFE conectando a bomba de seringa ao chip microfluídico; ponta da seringa e porta impressa em 3D no chip microfluídico; micropipeta usada para injetar a solução traçadora através do orifício de entrada do traçador; Câmera D-SLR com lente macro montada voltada para baixo 1 cm acima do ponto de captura. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5: Etapas de processamento de imagem no código fornecido (consulte o Arquivo Suplementar 5). (A) Imagem experimental girada para que o microcanal fique horizontal. Barra de escala: 1000 μm. (B) Seleção quadrada para a região de interesse (ROI) a ser cortada com comprimento lateral correspondente à distância entre as paredes do microcanal; aqui, 400 μm. (C) ROI recortado onde o canal azul é selecionado na imagem vermelha, verde e azul (RGB) completa. Barra de escala: 200 μm. (D) Canal azul invertido para o ROI recortado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 6: Intensidade do traçador média transversal vs. tempo no ponto de captura da câmera para o traçador de fluoresceína (tracejado) sobreposto com o ajuste da curva extrapolada (sólido). Este ensaio foi realizado com 0,6 g/L de sal de fluoresceína sódica em traçador de água DI, em um microcanal com comprimento de 18,77 cm e razão de aspecto λ = 1/4, a uma taxa de fluxo de 0,1 cm/s e Pe 88. A intensidade do canal azul invertido para três quadros experimentais às vezes 140 s (azul), 150 s (laranja) e 200 s (verde) é mostrada acima do gráfico com o brilho dobrado para maior clareza. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 7: Fator de dispersão vs. proporção do microcanal. Comparação de valores teóricos (curva azul) e experimentais (pontos de dados pretos) para o fator de dispersão, f. A curva teórica é obtida usando o solucionador de equações diferenciais parciais do método dos elementos finitos embutido no Wolfram Mathematica (NDSolve)¹². Mostramos a média e o desvio padrão dos dados experimentais para: quatro tentativas com λ = 0,1 e vazão de 0,02 cm/s; doze tentativas com λ = 0,25 e vazões de 0,05 cm/s (quatro), 0,1 cm/s (quatro) e 0,2 cm/s (quatro); quatro ensaios com λ = 0,5 e vazão de 0,1 cm/s. Todos os experimentos foram conduzidos em microcanais de 6,07 cm de comprimento (com ponto de captura 3 cm a jusante da entrada do traçador); Os resultados foram então comparados em microcanais de 18,77 cm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Arquivo Suplementar 1: Arquivo .sdlprt para o port Clique aqui para baixar este arquivo.

Arquivo Suplementar 2: . Arquivo de modelo DXF da camada superior do chip. Clique aqui para baixar este arquivo.

Arquivo Suplementar 3: . Arquivo de modelo DXF das juntas de cavacos. Clique aqui para baixar este arquivo.

Arquivo Suplementar 4: . Arquivo de modelo DXF do microcanal do chip. Clique aqui para baixar este arquivo.

Arquivo Suplementar 5: Arquivos de código MATLAB usados para processamento de dados. Clique aqui para baixar este arquivo.

Discussão

Neste relatório, apresentamos uma configuração e protocolo experimental repetível e acessível para adaptar o experimento de dispersão de Taylor à escala microfluídica. Aproveitamos^{uma técnica de} xurografia 5 existente para fabricar nossos microcanais internamente a baixo custo usando impressão 3D e um cortador artesanal de mesa. O padrão atual da indústria para fabricação de microcanais envolve a criação de moldes mestres nos quais os canais podem ser fundidos. Em comparação com a técnica discutida neste manuscrito, esses métodos podem ter resolução de canal e tamanho de recurso significativamente melhores (alguns tão pequenos quanto 0,1 μm), mas têm a desvantagem de custos indiretos muito mais altos, até dezenas de milhares de US$¹⁴. Além do custo indireto inicial, qualquer alteração nos recursos de design do canal requer a criação de um novo molde mestre e a cura de novos canais, aumentando o tempo de inatividade. Em contraste, o custo inicial do equipamento de fabricação de canal usado neste relatório é de aproximadamente 300 USD; isso é comparável à maneira mais barata de produzir um molde mestre (como o uso de técnicas baseadas em polidimetilsiloxano (PDMS), mas tem a vantagem de que as mudanças no design do canal e a impressão de novos canais levam significativamente menos tempo, mantendo a rugosidade da superfície comparável às principais técnicas de fabricação para canais de 200 μm de largura⁵. Somos capazes de cortar um chip microfluídico em menos de 5 minutos e por menos de 1 USD.

Neste protocolo, os dados são gravados em um ponto de captura fixo a jusante da entrada do traçador por meio de imagens de campo claro usando uma câmera D-SLR montada com uma lente macro. Embora o protocolo tenha sido desenvolvido usando uma solução de sal de sódio fluoresceína em água deionizada (DI), esse método de imagem é aplicável a outros tipos de corante, como corante alimentar, desde que haja uma relação linear entre a intensidade e a concentração do traçador. A gama potencial de produtos químicos a serem usados pode ser expandida ainda mais considerando seu espectro de absorção e iluminação de fundo. No entanto, notamos que alguns corantes alimentares são derivados de materiais vegetais e podem conter mais de uma espécie química; Deve-se ter cuidado ao selecionar o corante alimentar a ser usado para evitar resultados conflitantes.

A validade dessa configuração e protocolo foi verificada calculando o fator de dispersão experimental, f, para variar a razão de aspecto do canal e a vazão experimental, e comparando-o com seus valores teóricos para microcanais de seções transversais retangulares, conforme mostrado na Figura 7. Também calculamos o coeficiente de difusão, κ, para traçadores passivos de uma única espécie sob essas condições experimentais variadas. A Tabela 1 relata o coeficiente de difusão molecular do sal de sódio fluoresceína obtido nesta investigação experimental. Especificamente, os valores κ tabulados foram calculados a partir da equação (3) usando ajustes experimentais para o coeficiente de dispersão aprimorado, K, e valores teóricos para o fator de dispersão, f. Relatamos valores médios para quatro experimentos em microcanais com proporções variáveis (λ = 0,1, 0,25 e 0,5) e taxas de fluxo (0,05, 0,1 e 0,2 cm / s). Para cada um, também incluímos o erro relativo em relação ao valor teórico^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm 2/s, demonstrando a precisão do nosso método. Finalmente, para cada conjunto de parâmetros experimentais, relatamos o número de Péclet e o intervalo de tempo não dimensional definido dividindo-se o tempo dimensional t quando a curva de intensidade experimental se desvia da linha de base, pelo tempo de difusão t_d = h² / (4κ). Incluímos o intervalo de tempo experimental não dimensionalizado para demonstrar que nosso sistema entrou no regime de dispersão de Taylor e, portanto, pode ser bem aproximado por um perfil gaussiano¹⁵. De fato, os tempos de observação relatados nas duas últimas colunas da Tabela 1 são aproximadamente 2 a 5 (ou mais) vezes o tempo de difusão t_d.

Em seguida, estendemos o protocolo para investigar a interação e separação de íons multiespécies. Relatamos abaixo nossos resultados da aplicação do experimento de dispersão de Taylor a uma solução eletrolítica multiespécie feita pela mistura de sal de sódio fluoresceína e corante alimentar azul em água DI. A Figura 8 mostra a evolução temporal das curvas de intensidade do canal azul invertido no ponto de captura da câmera para três solutos: solução de corante alimentar azul em água DI (–), solução de sal de sódio fluoresceína em água DI (...) e solução mista de corante alimentício azul e sal de sódio fluoresceína em água DI (----). Cada curva é a média de cinco tentativas experimentais com um desvio padrão em cada direção (sombreamento). As curvas mostram os experimentos com corante alimentar azul sozinho (–) atingindo um mínimo primeiro, em comparação com a escala de tempo do máximo para os experimentos de sal de sódio com fluoresceína (...). Isso é consistente com o fato de que o sal de fluoresceína sódica tem um coeficiente de difusão molecular uma ordem de magnitude menor que o do azul 1, o ingrediente corante para o corante alimentar azul usado¹⁶. Os experimentos de solução mista (----) destacam essa diferença de escala de tempo e a conseqüente separação de íons visível através de uma mudança de concavidade no perfil de intensidade; A curva mergulha abaixo da linha de base antes de virar para cima e atingir o pico acima da linha de base. Na Figura 9 , plotamos a mesma curva de intensidade do canal azul invertido da solução mista (----) sobreposta com uma curva obtida pela soma das contribuições individuais dos experimentos de corante alimentar azul e dos experimentos de sal de sódio fluoresceína (+++). A diferença entre as duas curvas sublinha o efeito que a interação íon-íon tem na curva de intensidade da solução mista. Ao simplesmente adicionar as duas contribuições individuais de soluto, a curva (+++) apresenta um mínimo mais profundo impulsionado pela forte contribuição abaixo da linha de base da solução de corante azul (mostrada como – na Figura 8), antes que a concavidade mude em uma escala de tempo mais longa em comparação com a curva de solução mista (----). Finalmente, a curva de soma mostra novamente um pico mais alto acima da linha de base em comparação com a curva mista, devido ao comportamento da solução salina de sódio fluoresceína (mostrado como ... na Figura 8). O pico mais suave, juntamente com o encurtamento da escala de tempo, é uma indicação da interação entre o corante alimentar azul e os íons de sal de sódio fluoresceína.

Os perfis de intensidade na Figura 6, Figura 8 e Figura 9 exibem assimetria; isso pode ser devido a algumas diferenças entre a teoria clássica da dispersão de Taylor ^2,5,9 e a quantidade medida nos experimentos. O perfil de concentração previsto pela equação (2) é simétrico no espaço, mas em nossa configuração experimental a medição é feita em um ponto de captura fixo a jusante do local de injeção do traçador em função do tempo. Quando visto em função do tempo, o perfil resultante é inerentemente distorcido. Essa assimetria temporal é consistente com observações relatadas em estudos anteriores, incluindo Taylor e Harris (2019)⁵. Outra possível causa de assimetria é a influência da área finita da janela de captura de imagem experimental. Uma possível alternativa ao ajuste gaussiano descrito na equação (1) envolve o ajuste dos dados experimentais à integral da expressão gaussiana na equação (2) sobre a região finita de captura de imagens (em x), como feito em Bharadwaj, Santiago e Mohammadi (2002)¹⁷. Essa contribuição para a assimetria torna-se particularmente relevante quando o tamanho da caixa de captura é comparável ao desvio padrão da curva gaussiana; aqui, o comprimento de nossa janela de captura é sempre pelo menos uma ordem de magnitude menor que o desvio padrão do gaussiano.

Este método experimental de baixo custo fornece uma abordagem acessível para o experimento de dispersão de Taylor em microescala. A etapa mais delicada do protocolo é a fabricação e remoção do negativo do microcanal. Durante o processo de fabricação, deve-se tomar cuidado extra para garantir que o canal esteja seguro antes do corte para evitar cortes incorretos. Ao remover o negativo, certifique-se de que nenhum material seja deixado para trás e evite qualquer contato com as paredes laterais do canal, que precisam ser lisas, paralelas e retas para garantir resultados experimentais confiáveis. Uma limitação desse método é o limite de resolução de xurografia inerente. Neste manuscrito, os canais mais difíceis de produzir são aqueles com largura w = 200 μm (e proporção λ = 0,5), que ultrapassaram o limite^{da resolução 5} do cortador artesanal. A principal causa de erro é o motor de passo empregado pelo cortador artesanal, que move as lâminas em incrementos de passo definidos com base em engrenagens mecânicas. Quando os projetos exigem que os cortes estejam entre o incremento de etapa definido, um erro maior é introduzido. Trabalhos aprofundados identificando os limites de resolução desse método de xurografia estão disponíveis na literatura⁵.

Este procedimento experimental fornece uma maneira simples de calcular o fator de dispersão aprimorado, K, e o coeficiente de difusão molecular, κ, de traçadores passivos de uma única espécie. Além disso, o protocolo oferece uma maneira direta de visualizar a dinâmica de interação e separação entre as espécies de íons. Dada a acessibilidade e versatilidade da plataforma, este método é adequado para analisar a dinâmica entre as espécies de íons e entender melhor a complexa interação dos fenômenos de transporte e pode ser prontamente empregado em aplicações como um micromixer.

					Tempo adimensional
Proporção, λ	Taxa de fluxo (cm/s)	Experimental κ (cm2/s)	Erro relativo	Número de Péclet (Pe)	tmin/td	tmax/td
0.1	0.02	5.813 x 10-6 ± 3.797 x 10-7	1,982 x 10-2	~ 18	~ 30	~ 52
0.25	0.05	5.333 x 10-6 ± 4.179 x 10-7	6.443 x 10-2	~ 44	~ 11	~ 27
0.25	0.1	5.655 x 10-6 ± 2.822 x 10-7	7.838 x 10-3	~ 88	~ 6	~ 16
0.25	0.2	5.978 x 10-6 ± 1.724 x 10-7	4.884 x 10-2	~ 175	~algarismo	~ 10
0.5	0.1	5.444 x 10-6 ± 4.790 x 10-7	4.496 x 10-2	~ 88	~ 6	~ 16

Quadro 1: Coeficiente de difusão molecular experimental (κ) para o sal de fluoresceína sódica. Os resultados são calculados a partir da equação (3) usando ajustes experimentais para o coeficiente de dispersão aprimorado, K, e valores teóricos para o fator de dispersão, f. Cada linha relata o valor κ médio (e desvio padrão relacionado) para quatro experimentos em microcanais com uma proporção especificada (λ = 0,1, 0,25 ou 0,5) e vazão (0,05, 0,1 ou 0,2 cm/s). Para cada um, incluímos o erro relativo em relação ao valor teórico^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm 2/s, para demonstrar a precisão do nosso método. Além disso, para cada linha, listamos o número de Péclet experimental e o intervalo de tempo não dimensional definido dividindo o tempo dimensional t quando a curva de intensidade experimental se desvia da linha de base, pelo tempo de difusão t_d = h² / (4κ).

Figura 8: Evolução temporal da intensidade média do traçador de canal azul invertido no ponto de captura da câmera para três traçadores. Evolução temporal da intensidade média do marcador de canal azul invertido no ponto de captura da câmara para três marcadores: solução de corante alimentar azul em água DI (na razão de concentração: DI = 1:20 mL, –), solução de sal de sódio fluoresceína em água DI (na concentração de 0,6 g/L, ...), e uma solução mista contendo corante alimentar azul e sal de sódio fluoresceína com as mesmas concentrações que nas suas experiências individuais com marcadores (----), ou seja, corante alimentar azul: DI = 1:20 mL e 0,6 g/L de fluoresceína. Cada curva é a média de cinco tentativas experimentais com um desvio padrão em cada direção (sombreamento). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 9: Evolução temporal da intensidade média do traçador do canal azul invertido no ponto de captura da câmera para solução mista. Evolução temporal da intensidade média do traçador do canal azul invertido no ponto de captura da câmera para solução mista contendo corante alimentar azul e sal de sódio fluoresceína (----) com corante alimentício azul: DI = 1:20 mL e 0,6 g/L de fluoresceína e uma curva de soma (+++) combinando a intensidade dos experimentos de solução de corante alimentar azul (curva sólida na Figura 8, –) e experimentos de solução de sal de sódio fluoresceína (curva pontilhada na Figura 8, ...). A curva mista é a média de cinco ensaios experimentais com um desvio padrão em cada direção (sombreamento). O desvio padrão da curva de soma é calculado tomando a raiz quadrada da soma dos desvios padrão ao quadrado dos experimentos com cada solução traçadora individual. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Pipeta de volume ajustável, 0.5– 10 μ L	MUHWA	B08TBPMKZL	Transformado em mesa
Tapete de Corte Cameo, 12 x 12 in	Silhueta América	8.19177E+11	Função aphabetize usada na tabela
Bateria plug-in da câmera	NEEWER	B0B5WY8T96	portas impressas em 3D removidas
Tripé da câmera	Vanguarda	B00CCA1Y3S	adicionada impressora 3D Form 2 adicionada impressora 3D Form 2
Resina transparente V5	Formlabs	https://formlabs.com/store/materials/clear-resin/	Resina para impressão 3D
Acelerador de cola de cianoacrilato (CA)	Elo Estelar	B00BUVAZ5S	adicionou uma resina também
Câmera D-SLR	Nikon	D500	adicionado software de impressora
Software de painel	Formlabs	https://formlabs.com/software/dashboard/	Software de impressão 3D adicionou CAD solidworks
Água desionizada	N/A	N/A	Adicionado Matlab
Painel de iluminação LED regulável	Kaiser Fototechnik	202455	Slimlite Plano 5000K 19.6 x 13.8 in mudou o lote FSS para número de catálogo
Fita de poliimida de dupla face, rolo de 1 pol x 36 jardas	Bertech	B00HFN6E0K
Corante de sal de sódio de fluoresceína - 100 g	Sigma-Aldrich	Rolamento 5184A17
Impressora 3D Form 2	Formlabs	https://formlabs.com/3d-printers/form-2/
Seringa de vidro com ponta Luer, 500 µ L	Companhia Hamilton	PN: 80801
Pinças de alta precisão, 0,004 pol de largura x 0,002 pol de espessura	McMaster Carr	ECCN: EAR99	Ponta pontiaguda padrão
KimWipes	Kimtech	B0013HT2QW	4,4 x 8,4 pol.
Pontas pipetadoras de pipeta líquidas, 1000 pçs/saco	MUHWA	B07S1WJCHP	1 necessário por ensaio experimental
Lente macro 20 mm f/2	Mitakon Zhongyi	B075JRGWW1
Fita adesiva, 0,70 pol x 54,6 jardas	Marca Scotch	B00347A8E4
Software MATLAB, edição 2023b	Obras matemáticas	https://www.mathworks.com/products/matlab.html
Cola CA Média, 2 oz.	Elo Estelar	126150047	Super cola de cianoacrilato premium
Cartão de memória, 64 GB	San Disk	‎ B09X7C7NCZ
Cores alimentares sortidas neon e Corante de ovo, 1,5 fl oz	McCormick & Companhia, Inc.	B09PFV6275	Rosa, verde e azul. Apenas 1 frasco de corante alimentar azul é necessário. Ingredientes corantes alimentares azuis: água, propilenoglicol, FD & C azul 1, propilparabeno (conservante).
Balança de precisão	Instrumentos de laboratório Sartorius	BCE224 - 1S	Entris® II Linha Essencial. Usado para pesar o pó de sal de sódio fluoresceína para mistura de traçadores.
Microtubos de PTFE, 0,012" ID x 0,030" OD	Cole Parer	MP-00060882	Tubo de transferência Microbore. Mínimo necessário: 50 cm.
Gatilho programável remoto	Pixel Pro	TW-283DC0/DC2
Tesoura	Amazona	B01BRGUAT6
Fita adesiva	Marca Scotch	B01C5IHGJW
Cortador de Artesanato Silhouette Cameo 4	Silhueta América	8.19177E+11
Silhueta Cameo AutoBlade (Tipo B)	Silhueta América	8.19177E+11	2 necessários
Software Silhouette Studio Basic Edition versão 4.5	Silhueta América	https://www.silhouetteamerica.com/silhouette-studio	Se importar o arquivo . Os arquivos de modelo DXF fornecidos como parte dos arquivos suplementares nesta versão do software, primeiro defina as configurações de importação do software para ler o tamanho do arquivo 'como está' clicando em: Editar > preferências > Importar > DXF > Abrir > no estado em que se encontra.
Brayer de borracha macia, 4,75 x 1,75 x 6,62 pol.	Speedball	B003IFY622
Software SOLIDWORKS, Education Edition	SOLIDWORKS	https://www.solidworks.com/solution/job-functions/educators
Bomba de seringa de infusão / retirada 11 elite padrão	Aparelho de Harvard	70-4504
Ponta de seringa com trava Luer, tamanho da ponta: 0,5 pol, calibre 27, transparente	Metcal	B00F4B9W40	2 necessários
Folhas de poliéster ultra transparentes, 12 x 12 x 0,007 pol.	Grafix	B001K7Q6Z0