Method Article

Mapeamento Espacial Aprimorado das Camadas de Músculo Gástrico de Camundongos usando uma técnica modificada do Swiss Roll

DOI:

10.3791/69673

⸱

November 25th, 2025

 ,  ,  ,  , 
1Enteric Neuroscience Program and Department of Physiology and Biomedical Engineering, Mayo Clinic College of Medicine and Science, 2Gastroenterology Research Unit, Division of Gastroenterology and Hepatology, Department of Medicine, Mayo Clinic College of Medicine and Science, 3Division of Gastroenterology and Hepatology, Department of Medicine, Mayo Clinic College of Medicine and Science

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esse protocolo descreve um método de imunocoloração do estômago inteiro modificado a partir da técnica "Swiss roll" originalmente desenvolvida para o intestino murino.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tecnologias espaciais de "ômica" oferecem oportunidades sem precedentes para estudar a biologia e as interações das células individuais do aparelho neuromuscular gástrico em seu ambiente tecidual nativo. No entanto, a aplicação bem-sucedida dessas abordagens e a avaliação de diferenças estruturais e moleculares entre o fundo do olho, corpo e antro exigem amostragem consistente e orientação do tecido. Aqui, relatamos uma técnica modificada de "Swiss roll" adaptada ao estômago do camundongo, que permite que todas as principais regiões anatômicas sejam incorporadas e visualizadas em uma única criossecção. Essa abordagem enfatiza fixação plana e posicionamento cuidadoso para gerar seções com orientação e qualidade reprodutíveis. Este estudo também otimizou as condições de coloração por imunofluorescência para garantir visualização de alta qualidade dos marcadores celulares. Esse protocolo permite comparações abrangentes lado a lado das regiões gástricas, minimizando a perda de tecido e a variabilidade experimental. Ao aprimorar a preservação dos tecidos e a orientação espacial, esse método oferece uma ferramenta prática e escalável para pesquisadores que estudam biologia gástrica em contextos fisiológicos e patológicos.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

O estômago é um órgão complexo em forma de J que conecta o esôfago aoduodeno 1. Ele é dividido em três principais regiões anatômicas: o fundo do olho, o corpo e oantro 1. Cada região da túnica muscular gástrica desempenha um papel fisiológico distinto, contribuindo para funções gástricas importantes como acomodação, complacência, trituração alimentar e esvaziamento 1,2. Estudar mudanças na fisiologia e patologia gástrica requer uma análise detalhada dessas regiões e de sua arquitetura celular.

Para visualizar grandes áreas de tecido, os pesquisadores frequentemente adaptam a técnica do "rolo suíço (Swiss roll), originalmente desenvolvida para o intestinomurino 3,4,5,6. Esse estudo modificou a técnica do Swiss roll para uso com o estômago murino para estabelecer um novo protocolo. O estômago é primeiro separado em suas regiões anatômicas e fixado em uma orientação plana. O tecido é então cuidadosamente enrolado e processado para criosseção. Um enrolamento inadequado pode danificar estruturas epiteliais frágeis, especialmente no intestino, levando a má qualidade dos tecidos para imunocoloração. Preservar tecidos bem fixos, devidamente orientados e com estruturas celulares intactas é essencial para imagens de alta resolução. Este trabalho apresenta um novo método para gerar rolos suíços que incluem todas as regiões gástricas dentro de um único criobloco. Além disso, é descrito um protocolo otimizado de coloração por imunofluorescência para a túnica muscular gástrica, permitindo uma avaliação detalhada da função gástrica. Esse protocolo fornece um guia abrangente para obtenção de imagens de imunofluorescência de alta qualidade por meio da preparação cuidadosa do tecido gástrico, processamento de rolos suíços e coloração. Ao preservar a morfologia intrincada da túnica muscular gástrica, esse método facilita uma compreensão mais profunda de sua estrutura e função tanto na saúde quanto na doença.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Experimentos com animais foram realizados seguindo as diretrizes descritos no Guia dos Institutos Nacionais de Saúde para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório. Os protocolos foram aprovados pelo Comitê de Cuidado e Uso Institucional de Animais da Mayo Clinic (A48315-15). Os programas e instalações de cuidado e uso animal da Mayo Clinic foram revisados e totalmente acreditados pela Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International (AAALAC). Os reagentes e os equipamentos utilizados estão listados na Tabela de Materiais.

1. Técnica do rolo suíço para criosseções gástricas fixadas com paraformaldeído (PFA)

  1. Anestesiar um camundongo C57BL/6J (8-10 semanas de idade) por inalação de dióxido de carbono (CO₂) por pelo menos 3 minutos, seguida de luxação cervical para garantir a eutanásia (seguindo protocolos institucionalmente aprovados).
  2. Corte o esôfago, o duodeno e a mesogastria ventral e dorsal para remover o estômago.
  3. Coloque o estômago em um recipiente revestido de silicone contendo soro salino frio tamponado com fosfato (PBS). Fixe o esôfago, o fundo do olho, o corpo e o duodeno para servirem como referências de orientação (Figura 1A). A direção de corte é indicada por uma linha tracejada vermelha na Figura 1A.
  4. Remova cuidadosamente qualquer gordura anexada usando tesoura de cavilha e pinça.
  5. Corte ao longo do mesenterio ventral do duodeno e do estômago até o pino no corpus, depois achate suavemente o tecido (Figura 1B).
  6. Use uma pipeta de transferência cheia de PBS para eliminar qualquer alimento residual do lúmen gástrico.
  7. Estique suavemente o abdômen aberto para obter uma orientação plana (Figura 1C).
    ATENÇÃO: Evite sobreestender (ou seja, mais de 110% das dimensões originais) para preservar a arquitetura tecidular.
  8. Mergulhe o estômago em PFA frio de 4% por 2 minutos para fixar levemente o tecido e facilitar o rolamento.
  9. Prenda o papel de papel novamente plano após a fixação breve.
  10. Apare o abdômen ao longo do contorno tracejado para criar uma forma uniforme adequada para enrolar (Figura 1C).
  11. Coloque o tecido gástrico aparado sobre papel filtrante umedecido com PBS (Figura 1D).
  12. Enrole o papel de papel em uma configuração de rolo suíço e prenda-o inserindo um palito pelo centro.
    CUIDADO: Certifique-se de que o lado mucoso esteja voltado para cima durante o processo de enrolamento. Segure a extremidade duodenal com pinças em uma mão enquanto guia o palito com a outra, seguindo pequenas modificações nos métodos publicados.
  13. Depois de rolar, insira uma agulha de 30 G para fixar sua forma e dobre-a em um ângulo de 90° para estabilizar o estômago enrolado (Figura 1E).
  14. Fixe o tecido enrolado em 4% de PFA a 4 °C por 6 horas.
  15. Transfira o tecido fixo para 30% de sacarose em PBS e incube a 4 °C por 12-16 horas para crioproteção e prevenção da formação de cristais de gelo.
  16. Remova delicadamente a agulha estabilizadora.
  17. Infunda o tecido em um composto de temperatura de corte ideal (O.C.T.) usando moldes de base descartáveis, depois congele em gelo seco (Figura 1F).
  18. Quando estiver totalmente congelado, armazene o mofo a -80 °C.
    ATENÇÃO: Evite bolhas de ar no O.C.T., especialmente ao redor do tecido, pois elas interferem na secção. Blocos de tecido podem ser armazenados a -80 °C por pelo menos um ano.
  19. Antes de seccionar, equilibre o bloco a -20 °C por pelo menos 1 hora.
  20. Corte o tecido com espessura de 5 μm usando um criostato.
    ATENÇÃO: Uma espessura de 5-12 μm é geralmente adequada para seções gástricasmurinas 7,8, e pode ser ajustada conforme as necessidades experimentais. As seções podem ser armazenadas a -20 °C por até 3 meses.

2. Coloração imunofluorescente do tecido muscular gástrico

  1. Usando uma caneta barreira hidrofóbica, desenhe uma barreira repelente à água ao redor de cada seção de tecido na lâmina do microscópio.
  2. Lave as seções com PBS frio por 5 minutos para dissolver o composto residual de O.C.T.
  3. Bloqueie a ligação inespecífica incubando as seções com 1% de albumina sérica bovina (BSA) em PBS por 1 hora em temperatura ambiente (RT; 21-23 °C).
  4. Remova o 1% de BSA usando sucção, depois lave as seções três vezes com PBS frio por 10 minutos cada a RT (21-23 °C).
  5. Bloqueie ainda a ligação inespecífica incubando as seções com uma solução bloqueadora de IgG rato sobre camundongo em PBS por 1 hora em RT (21-23 °C), o que reduz a ligação de IgG endógeno e melhora a especificidade ao usar IgG de anticorpos de camundongo.
  6. Remova a solução bloqueante usando sucção e lave as seções três vezes com PBS frio por 10 minutos cada em RT (21-23 °C).
  7. Repita o bloqueio BSA por 1 hora em RT (21-23 °C).
  8. Incube as seções com anticorpos primários. Anoctamina-1 (ANO1), KIT, beta-tubulina classe III (TUBB3) diluída em BSA frio a 1% com 0,3% de Triton X-100. Em um experimento separado, use cadeia pesada de miosina 11 (MYH11), E-cadherin e KIT. Incube durante a noite (12-16 h) a 4 °C.
  9. Remova a solução primária de anticorpos usando sucção suave. Lave as seções com PBS frio três vezes por 10 minutos cada a RT (21-23 °C).
  10. Incube as seções com anticorpos secundários. Alexa Fluor (AF) 488 anti-coelho IgG, AF555 anti-camundongo IgG e AF647 anti-caçuda IgG (todas a 5 μg/mL; 1:400) em 1% de BSA por 1 hora em RT (21-23 °C).
  11. Remova a solução secundária de anticorpos usando sucção, depois lave as seções três vezes com PBS frio por 10 minutos cada em RT (21-23 °C).
  12. Tinga as seções com 4′,6-diamidino-2-fenilindol (DAPI, na diluição 1:300) por 1 hora em RT (21°-23 °C).
    ATENÇÃO: Núcleos neuronais normalmente apresentam sinais DAPI mais fracos do que outros tipos de células GI; Recomenda-se uma incubação mínima de 1 hora para visualização ideal.
  13. Enxágue as seções uma vez com água ultrapura para remover os sais residuais.
  14. Monte os ferrolhos usando o Antifade Mountant.
  15. Sele os cantos da capa com esmalte de unhas não fluorescente. Remova qualquer excesso de meio de montagem usando sucção suave. Depois, sele todo o perímetro da cobertura.

3. Imagem de imunofluorescência usando microscópio confocal

  1. Configure a aquisição de pilha Z multicanal no software de imagem confocal configurando lasers e detectores para DAPI, AF488, AF555 e AF647, garantindo a separação espectral e evitando saturação de sinal.
    ATENÇÃO: Ajuste a potência do laser e o tempo de exposição individualmente para cada fluoróforo para evitar diafonia e manter o sinal dentro da faixa dinâmica em todos os canais (Figura 2A).
  2. Defina os parâmetros de exposição no software de imagem confocal para evitar saturação de pixels e preservar o detalhe do sinal em regiões de alta intensidade (Figura 2B).
    ATENÇÃO: Certifique-se de que os sinais em todos os canais permaneçam dentro da faixa dinâmica e não atinjam saturação.
  3. Para capturar todo o rolo Swiss gástrico, use uma configuração grande de aquisição de imagem (por exemplo, 6 × 6 campos) (Figura 2C); no entanto, essa configuração deve ser ajustada dependendo do tamanho geral e da rigidez do tecido enrolado.
  4. Adquira imagens 3D usando aquisição da série Z no software de imagem confocal. O fluxo de trabalho detalhado para aquisição N-dimensional (ND) está ilustrado na Figura 2D.
  5. Selecione a opção Z-stack para ativar a imagem da série Z.
  6. Defina a faixa Z ajustando as posições focais superior e inferior abrangendo toda a espessura de todo o estômago.
  7. Coloque a parte superior do abdômen em foco e clique no botão Superior para definir o limite superior Z.
  8. Ajuste o foco para a parte inferior do músculo gástrico e clique no botão Inferior para definir o limite Z inferior.
  9. Defina o número de passos do Z-stack para 8 para cobrir toda a profundidade do músculo gástrico.
  10. Clique em Executar agora para iniciar a aquisição de imagens Z-stack.
  11. Gerar projeções de intensidade máxima para canais de fluorescência individuais e fundidos para visualizar dados tridimensionais em uma imagem bidimensional.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Usando o novo método, os rolos suíços gástricos murinos incluíam as três principais regiões do estômago: fundo, corpo e antro, junto com uma pequena porção do esôfago e do duodeno em uma única seção. Incluir todo o estômago em uma seção permite uma análise regional abrangente (Figura 1). A coloração por hematoxilina e eosina (H&E) em imagens inteiras dos rolos suíços do estômago demonstrou uma arquitetura gástrica bem preservada em todas as regiões, permitindo visualização clara das camadas mucosa, submucosa e muscular (Figura 3). A Figura 4 mostra a coloração imunofluorescente representativa das células intersticiais de Cajal (ICC; células pacemaker que geram ondas lentas rítmicas subjacentes à motilidade intestinal fásica; identificadas por KIT e ANO1), neurônios entéricos (neurônios do sistema nervoso entérico que coordenam a motilidade gastrointestinal; identificados por imunocoloração TUBB3) e núcleos (DAPI). Na mucosa gástrica, a KIT também é expressa nas células de Paneth e cálica, conforme járelatado 9,10,11. O ANO1 também é altamente expresso no epitélio gástrico, particularmente nas células epiteliais colunares do fundo de olho, consistente com seu papel no transporte de cloreto e secreçãomucosa 11. Além disso, TUBB3 é expresso em certas células endócrinas gástricas e células secretoras de muco, segundo dados do Atlas de ProteínasHumanas 12,13. A Figura 5 mostra a coloração imunofluorescente representativa de células musculares lisas marcadas por MYH11, células epiteliais da mucosa gástrica marcadas por E-cadherina e ICC marcadas por KIT. MYH11 também é expressa em miofibroblastos na mucosa gástrica, conforme relatadoanteriormente em 14. Juntos, esses resultados de imunofluorescência confirmam que nosso protocolo preserva a arquitetura tecidual.

Figura 1
Figura 1: Preparação do "rolo suízo" do estômago do camundongo para criossecção. (A) Todo o estômago é colocado em um prato de dissecação revestido de silicone preto, preenchido com soro fisiológico frio tamponado com fosfato (PBS) imediatamente após a remoção para preservar a integridade dos tecidos. (B) O estômago é aberto ao longo do ponto médio do duodeno. (C) O estômago é suavemente esticado e preso no prato para ficar plano sem aplicar tensão excessiva. Uma linha tracejada vermelha é contornada ao longo do papel para indicar onde deve ser aparado e facilitar o rolamento. (D) O estômago aberto e fixo é colocado sobre papel filtro umedecido com PBS em preparação para enrolar em uma configuração compacta. A seta vermelha mostra a direção do estômago girando. (E) Os pedaços de tecido são incorporados em composto de temperatura de corte ideal (O.C.T.) e congelados em gelo seco em preparação para criossecção. (F) Os blocos congelados são armazenados a −80 °C e criossecados com espessura de 5 μm para análise a jusante. Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Figura 2
Figura 2: Configuração da aquisição de ND e visualização de saturação durante a imagem Z-stack. (A) Configurações do laser e do detector configuradas no software de imagem confocal para imagem espectral multicanal. Quatro fluoróforos são utilizados: 4′,6-diamidino-2-fenilindol (DAPI), Alexa Fluor 488 (AF488), Alexa Fluor 555 (AF555) e Alexa Fluor 647 (AF647), cada um acoplado a lasers de excitação e detectores de emissão correspondentes. O gráfico espectral exibe curvas de excitação e emissão, permitindo ajustes para minimizar diafonia e otimizar a detecção de sinais. (B) As configurações de exposição são ajustadas individualmente para cada fluoróforo para evitar a saturação de pixels e preservar detalhes em regiões de alta intensidade. (C) Configuração grande de aquisição de imagem (por exemplo, 6 × 6 campos) permite visualizar todo o rolo gástrico de Swiss Roll; O tamanho do campo da imagem deve ser ajustado de acordo com o tamanho e a compacidade do tecido enrolado. (D) Janela de aquisição ND mostrando as configurações dos parâmetros da pilha Z. A faixa Z é definida selecionando as posições superior e inferior do músculo gástrico, com oito etapas configuradas para capturar a profundidade total do tecido para análise tridimensional (3D). Por favor, clique aqui para ver uma versão ampliada desta figura.

Figura 3
Figura 3: Imagem de um Swiss roll de camundongo manchado com hematoxilina e eosina. A varredura de azulejo demonstra a capacidade de visualizar todo o rolo suíço gástrico de uma camundonha C57BL/6J de 8 semanas. As principais regiões anatômicas são indicadas, incluindo o esôfago (linha pontilhada vermelha), esfíncter esofágico inferior (linha pontilhada roxa), fundo de olho (linha pontilhada preta), corpo (linha pontilhada azul), antro (linha pontilhada verde) e duodeno (linha pontilhada laranja). Barra de escala: 1000 μm. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 4
Figura 4: Imagens confocais de um rolo suíço de um estômago murino inteiro: ANO1, KIT, TUBB3. Painéis superiores: Imagens confocais representativas costuradas de um rolo suíço gástrico de uma fêmea de 8 semanas de camundongo C57BL/6J, mostrando imunocoloração para ANO1 (verde), KIT (ciano), TUBB3 (amarelo) e núcleos (azul). Todo o estômago enrolado, incluindo fundo, corpo e antrumo, é visualizado. Barras de escala: 1000 μm. Painéis inferiores: Vistas ampliadas da região delineada pela caixa branca tracejada nos painéis superiores, destacando detalhes celulares das células intersticiais de Cajal (ANO1+ e KIT+; setas amarelas) e neurônios entéricos (TUBB3⁺; setas vermelhas). Barras de escala: 100 μm. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figura 5
Figura 5: Imagens confocais de um rolo suíço de um estômago murino inteiro: MYH11, KIT, E-cadherina. Painéis superiores: Imagens confocais representativas costuradas de um rolo suíço gástrico de uma camundonha C57BL/6J de 8 semanas, mostrando imunocoloração para MYH11 (verde), KIT (ciano), E-cadherin (amarelo) e núcleos (azul). Todo o estômago enrolado, incluindo fundo, corpo e antrumo, é visualizado. Barras de escala: 1000 μm. Painéis inferiores: Vistas ampliadas da região delineada pela caixa branca tracejada nos painéis superiores. Linhas pontilhadas brancas delimitam o epitélio mucoso (E-cadherina) e a camada muscular (MYH11). Setas brancas indicam células intersticiais KIT+ do Cajal (ICC). Barras de escala: 100 μm. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Usando o novo método otimizado do rolo suíço gástrico, os três segmentos do estômago (fundo, corpus e antro), juntamente com o esôfago e o duodeno, estão incluídos em uma única lâmina. Essa incorporação abrangente permite aos pesquisadores analisar mudanças estruturais e moleculares em todo o estômago e reduz o custo de seccionar e colorir reagentes (Figura 1).

Expor todas as regiões gástricas às mesmas soluções de coloração simultaneamente durante a imunocoloração garante consistência e melhora a precisão. A imunocoloração dos rolos Swiss gástricos revela claramente as camadas distintas da parede do estômago. Como mostrado nas Figuras 4 e 5, esse método permite visualizar diferenças morfológicas entre segmentos gástricos e possibilita a detecção de ICC (KIT e ANO1)10, neurônios (TUBB3)15, células musculares lisas (MYH11), células epiteliais mucosas (E-cadherina) e núcleos.

Pequenas modificações podem ser feitas dependendo da condição do tecido e do propósito da pesquisa. Por exemplo, remover gordura extra pode ajudar a manter a forma do rolo durante a fixação. Ajustar a espessura da seção também pode ajudar a preservar a estrutura do tecido ou melhorar a aderência ao lâmina. Outro possível refinamento envolve o uso de um molde metálico para cortes mais consistentes, como é feito com os rolos suíçosintestinais 16. Embora esse protocolo foque em criossecções, ele pode ser adaptado para tecidos embutidos em parafina. Enquanto a incorporação de parafina preserva a integridade estrutural dos tecidos, a criosseção permite um processamento mais rápido e melhor preservação de antígenos, tornando-a mais adequada para imunofluorescência.

Esse método tem limitações. Um estômago aumentado, fibrótico ou calcificado, comumente observado em condições como inflamação, obesidade, diabetes ou envelhecimento, pode ser mais difícil de enrolar e pode desafiar a coloraçãoideal 17,18,19,20. Apesar dessa limitação, essa técnica oferece grandes vantagens em relação à incorporação tradicional específica por região. Processar todas as regiões gástricas sob condições idênticas melhora a consistência, reduz a variabilidade e conserva tanto tempo quanto reagentes.

Essa abordagem é particularmente útil para estudos de mudanças específicas por região. Também suporta análise espacial de múltiplos tipos de células e pode ser combinado com quantificação baseada em imagem. No geral, este novo método otimizado do Swiss-roll gástrico oferece uma plataforma prática e escalável para análise abrangente do tecido gástrico em saúde e doença.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Os autores não têm nada a revelar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabalho foi parcialmente apoiado por bolsas do National Institutes of Health R01 DK057061 (T.O.), R01 DK121766 (Y.H.), R01 DK126827 (T.O.), R01 DK131455 (T.O.) e P30 DK084567 (Epigenomics and Spatial Biology Core, Centro de Sinalização Celular em Gastroenterologia da Mayo Clinic). As agências financiadoras não tinham papel no desenho dos estudos, análise de dados ou preparação de manuscritos. O conteúdo é exclusivamente da responsabilidade dos autores. Agradecemos ao Dr. Darren J. Baker e aos membros do Dr. Baker Laboratory (Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular, Mayo Clinic, Rochester, MN) por compartilharem recursos laboratoriais e suporte técnico para coloração H&E.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
#5SF PinçasFERRAMENTAS CIENTÍFICAS FINAS11252-00
albumina sérica bovina & nbsp;SIGMA-ALDRICHA7906
Fonte de luz LED ColdVision MC-LSSCHOTTMC-LS
Software Confocal  NikonSoftware de Imagem Nikon NIS-Elements
Crioseal XYLEpredida9312-4
DAPI (4',6-diamidino-2-fenilindol, dilactato)Thermo Fisher ScientificD3571
Pratos de Dissecação, GrandesSistemas Vivos  InstrumentaçãoSKU: DD-90
Anti-bode Donkey AF647 pAbTecnologias de VidaA21447Lote: 1739289 RRID:AB_2535864
Anti-rato Donkey AF555 pAbTecnologias de VidaA31570Lote: 1774719 RRID:AB_2536180
Anti-coelho Donkey AF488 pAbTecnologias de VidaA21206Lote: 2668665 RRID:AB_2535792
E-cadharina (diluição 1:400)BD em Biociências610181lote: 25510 RRID:AB_397580
EosinaELITechGroup$SS-071C
Pinças Revestidas de EpóxiFERRAMENTAS CIENTÍFICAS FINAS11210-10
EtanolSIGMA-ALDRICH459828-4L
TUBO FLEXÍVEL 1,5 mLEppendorf22364111
Esponjas de gazeFisherscientific22-362-178
Tesoura Fina EndurecidaFERRAMENTAS CIENTÍFICAS FINAS14090-09
HematoxilinaEpredia7211
KIT (0.2 & micro; g/mL; diluição 1:1000)R& Sistemas DAF1356Lote: IEO0217101 RRID: AB_354750
SPRAY SPRAY DE SOLUÇÃO DE LIMPEZA DE LENTES DE 1 OZNikon77013066
Vidro de Cobertura de MicroscópioFisher Scientific12541016
Lâminas de microscópioCardinalHealthM6133A
Minutien PinsFERRAMENTAS CIENTÍFICAS FINAS26002-20
MYH11 (diluição 1:400)Tecnologias BiomédicasBT-562RRID:AB_10013421
Esmalte de unhasCORES PECAMINOSAS7.33855E+11
Agulha 30 G x 1/2 pol.  BD em Biociências305106
ParaformaldeídoSIGMA-ALDRICH158127-500G
Lâminas de Aresta Simples PersonnaA Razor Blade Co.76247-652
Solução de Bloqueio IgG para Mouse-on-Mouse ReadyProbes (30x)Thermo Fisher ScientificR37621Lote: 3226230
Montagem SlowFade Diamond Antifade (Mídia de montagem)Thermo Fisher ScientificS36972
Sistema de coloração StainTray com 10 slidesSimport ScientificM918-2
Microscópio estereoscópico 0,8x-5xNikonSMZ645
Sucrose SIGMA-ALDRICHS9378-1KG
Surface-Amps X-100 (Triton X)Thermo Fisher Scientific28314
TMEM16A (ANO1: diluição 1:400)Abcamab53212 Lote: GP3295656-1 RRID: AB_883075
Pipeta de transferênciaFalcon357575
TUBB3 (diluição 1:400)Tecnologia de sinalização celular4466Lote: 5 RRID: AB_1904176
Xilenes Fisher ScientificX3P-1GALMUITO 206238

References

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