É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Modelo cervical sem sutura para transplante cardíaco heterotópico secundário para avaliar a tolerância imunológica específica do doador em camundongos

463 vistas

⸱

DOI:

10.3791/69966

⸱

13 de março de 2026

 ,  ,  , 
1Center for Transplantation Sciences, Massachusetts General Hospital

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Este protocolo apresenta uma técnica de transplante cervical heterópico de coração heterópico sem manguito e baseada em sutura em camundongos, projetada para permitir a colocação confiável de um segundo enxerto cardíaco heterotópico para avaliação da tolerância imunológica específica do doador sob condições fisiológicas com interferência mínima de material estranho.

Resumo

O transplante cardíaco heterotópico murino é um modelo bem estabelecido para investigar a rejeição de aloenxertos e a tolerância imunológica. Em estudos de tolerância, a colocação de um segundo enxerto cardíaco heterotópico é frequentemente necessária para avaliar a especificidade do doador, com a região cervical fornecendo um local anatômico ideal. Embora as técnicas baseadas em cuff simplifiquem as anastomoses vasculares, esses métodos introduzem materiais artificiais que podem promover inflamação peri-anastomótica, alterar a hemodinâmica e confundir análises imunológicas. Além disso, o estreitamento dos vasos resultante de modificações genéticas, tratamento imunossupressor, idade avançada do receptor ou condições experimentais crônicas pode tornar a colocação dos braços de manguito tecnicamente desafiadora em vasos de pequeno calibre. Aqui, apresentamos uma técnica sem manguito, baseada em sutura, para transplante cardíaco cervical heterotópico em camundongos. Esse método evita o uso de polímeros intraluminais, preserva o fluxo sanguíneo fisiológico e reduz complicações associadas à dinâmica alterada do fluxo. O protocolo inclui preparação meticulosa tanto dos vasos doadores quanto do receptor, micro-anastomoses ponta a ponta da artéria carótida e da veia jugular externa, avaliações intraoperatórias de permeabilidade e estratégias de monitoramento pós-operatório. Ao minimizar o uso de materiais artificiais e adaptar a vasos de pequeno calibre, essa técnica sem manguito estabelece uma plataforma fisiológica e reprodutível para transplante cardíaco secundário. Essa abordagem possibilita estudos mecanicistas rigorosos da tolerância específica do doador em modelos de transplante cardíaco murino.

Introdução

O transplante cardíaco é uma intervenção que salva vidas para pacientes com insuficiência cardíaca terminal1. Receptores com aloenxos cardíacos precisam de terapia imunossupressora vitalícia para evitar rejeição2. Apesar da imunossupressão, a sobrevivência a longo prazo do enxerto permanece comprometida pela rejeição aguda e crônica, especialmente pela rejeição mediada por anticorpos (RAM) e pela vasculopatia aloenxerta cardíaca (CAV)3. Além disso, esses regimes trazem efeitos colaterais significativos, incluindo nefrotoxicidade, síndrome metabólica, infecções e malignidades, que reduzem tanto o enxerto quanto a sobrevivência do paciente 2,4. Esses desafios ressaltam a necessidade urgente de tolerância imunológica, um estado em que o sistema imunológico do receptor aceita o enxerto do doador sem precisar da imunossupressãovitalícia 5. Alcançar tolerância eliminaria toxicidades relacionadas a medicamentos, reduziria o risco de infecção e malignidade, preveniria lesões aloimunes crônicas e permitiria a retirada de corticoides, melhorando assim o controle metabólico e preservando a função do enxerto. Embora múltiplas estratégias de tolerância tenham mostrado potencial em modelos animais, incluindo quimerismo misto, bloqueio coestimulatório, infusões celulares regulatórias e abordagens direcionadas a genes, a tradução clínica permanece limitada 6,7,8,9. Uma barreira significativa é a necessidade de modelos in vivo confiáveis que testem rigorosamente a tolerância específica dodoador 5.

O transplante cardíaco heterotópico murino é um modelo experimental poderoso e amplamente utilizado para estudar os mecanismos de rejeição e tolerância dosaloenxertos 10,11,12,13,14. A disponibilidade de cepas de camundongos geneticamente definidas e modelos transgênicos permite uma dissecação rigorosa das vias imunes envolvidas na lesão por enxerto eregulação 9,15,16. Em estudos de tolerância, um segundo transplante cardíaco heterotópico, seja compatível com doador ou de terceiros, é frequentemente necessário para avaliar a especificidade do doador da regulaçãoimunológica 13,17,18. A região cervical oferece um local anatômico ideal para esse segundo transplante, oferecendo acesso cirúrgico direto, monitoramento confiável do enxerto por palpação ou imagem, e coleta eficiente de tecidos para análises imunológicas e histológicasposteriores 8,19. Essas características tornam o modelo cervical particularmente valioso para investigar mecanismos de indução e rejeição de tolerância em uma ampla variedade de contextos de transplante.

Diversas técnicas de transplante cardíaco cervical heterotópico usando pontos foram descritas nas últimas três décadas. Trabalhos iniciais estabeleceram que o pescoço é um local viável para implantação de enxertos e monitoramento funcional direto usando anastomoses ponta a ponta baseadas em sutura entre os vasos do doador e o sistema carótidae jugular do receptor 20. Outros grupos relataram configurações de manga sem mangas como meio alternativo de fixar a artéria pulmonar doadora ou a aorta à vasculaturacervical 21. Um novo modelo cervical baseado em sutura ponta a lateral foi proposto para preservar a continuidade da carótida nativa e aproximar mais de perto a geometria da anastomose abdominal padrão de ponta a lado22. Juntas, essas abordagens destacam a versatilidade do sítio cervical e ilustram as necessárias compensações entre complexidade técnica, hemodinâmica e a quantidade de material estranho na interface anastomótica.

Uma técnica vascular anastomótica amplamente aplicada no transplante cardíaco cervical murino é a técnica do manguitointraluminal 23,24,25,26. Técnicas cervicais baseadas em manguito introduzem stents intraluminais para simplificar as anastomoses microvasculares e aumentar as taxas de sucesso técnico, especialmente para microcirurgiões menosexperientes 24,25,26. Enquanto abordagens baseadas em manguito simplificam o desafio técnico de conectar vasos, essa técnica introduz material estranho no sítio anastomótico. A presença de polímeros pode promover inflamação peri-anastomótica, alterar a hemodinâmica local e potencialmente confundir análises imunes27,28. Além disso, o estreitamento dos vasos receptores, seja devido a cepas de camundongos geneticamente modificadas, tratamento imunossupressor, idade avançada do receptor ou condições experimentais crônicas, pode tornar a colocação do manguito tecnicamente desafiadora em vasos de pequenocalibre 29.

Para abordar essas limitações, desenvolvemos uma técnica totalmente livre de manguito, baseada em sutura, para transplante cardíaco cervical heterotópico. Nessa configuração, a artéria carótida do receptor é anastomizada ponta a ponta da aorta ascendente do doador, e a veia jugular externa do receptor é anastomizada ponta a ponta do tronco pulmonar do doador, proporcionando fluxo direto de entrada e saída para a perfusão coronária (Figura 1A). Ao minimizar o uso de material sintético intraluminal, essa abordagem evita o contato direto polímero-sangue no local anastomótico e é conceitualmente atraente para estudos focados em respostas imunes e inflamatórias locais. O método envolve a preparação meticulosa tanto dos vasos doadores quanto do receptor, bem como micro-anastomoses ponta a ponta da artéria carótida e da veia jugular externa. Além disso, são realizadas avaliações intraoperatórias de patência e monitoramento pós-operatório. Na prática, esse modelo cervical sem manguito é aplicado quando é necessário um enxerto cardíaco secundário para testar a tolerância específica do doador após um enxerto abdominal com sobrevivência a longo prazo, especialmente em camundongos transgênicos ou imunossuprimidos com vasos de pequeno calibre. No entanto, a técnica também exige expertise avançada em microcirurgia e acesso a um microscópio cirúrgico; Limitações adicionais relacionadas à ligadura carotídea e à seleção do receptor são discutidas abaixo. Ao fornecer uma plataforma reprodutível, essa técnica aumenta tanto a confiabilidade dos modelos de transplante secundário quanto apoia estudos mecanicistas da tolerância específica do doador em sistemas murinos. Esse protocolo emprega anastomoses de ponta a ponta conectando a artéria carótida do receptor à aorta ascendente do doador e a veia jugular externa do receptor ao tronco pulmonar do doador, proporcionando assim uma robusta perfusão coronariana do enxerto (Figura 1B). Anastomoses de ponta a ponta criam um padrão direto de entrada-saída que apoia de forma confiável a perfusão coronariana nesse modelo.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

Os ratos foram comprados do Jackson Laboratory. Tanto camundongos machos quanto fêmeas, com idades entre 6 e 10 semanas e pesando entre 20 e 30 g no momento do primeiro transplante cardíaco abdominal, foram incluídos neste estudo. Doadores e receptores foram alojados sob condições específicas livres de patógenos (FPS) na unidade para roedores do Massachusetts General Hospital. Todos os procedimentos foram realizados humanamente de acordo com as diretrizes do NIH para o cuidado e uso de animais de laboratório. Todos os experimentos com animais foram aprovados e conduzidos sob a supervisão do Comitê Institucional de Cuidado e Uso de Animais (IACUC) no Massachusetts General Hospital (número de protocolo 2020N000125). A Tabela de Materiais lista todos os reagentes, instrumentos e equipamentos usados neste protocolo. A aprovação da IACUC é necessária antes de iniciar os experimentos. Abrigar e manter todos os camundongos de acordo com as diretrizes institucionais e os padrões regulatórios aplicáveis.

1. Preparação de animais e instrumentos

  1. Antes da cirurgia, esterilize todos os instrumentos expondo-os ao vapor saturado a 250 °F (121 °C) sob pressão por 20 minutos. Os instrumentos microcirúrgicos necessários são mostrados na Figura 2. Proteja as pontas dos instrumentos microcirúrgicos para evitar danos. Substitua imediatamente os instrumentos quebrados ou deformados para manter as taxas ótimas de sucesso cirúrgico.
  2. Cuidados pré-operatórios para o receptor
    1. Este protocolo utiliza camundongos receptores previamente implantados com um enxerto cardíaco heterópico abdominal 10,11,12. Confirme que os receptores estão saudáveis, que a incisão primária está totalmente cicatrizada e livre de infecção, e que o enxerto abdominal continua batendo. Realize este transplante cervical secundário entre o dia pós-operatório (POD) 50 e 100 após o enxerto abdominal. Use apenas receptores com enxerto abdominal funcional, pois este é um protocolo detolerância 8,17.
    2. Recebe camundongos rápidos por 1 a 2 horas antes do procedimento para minimizar o risco de aspiração. Administrar Ethiqa XR (buprenorfina de liberação prolongada, 3,25 mg/kg) e meloxicam (5 mg/kg) por via subcutânea para analgesia. O Ethiqa XR oferece analgesia sustentada por até 72 h30.
  3. Preparação para doadores
    1. Selecione camundongos doadores com sexo e idade compatível com a cepa apropriada, de acordo com o desenho do estudo. Para estudos de tolerância imune com aloenxertos cardíacos, os grupos de doadores podem incluir o singênico (mesma cepa do receptor), doador alogênico (mesma cepa do doador primário de transplante abdominal cardíaco) e alogênico terceiro-de-partida (cepa diferente tanto do doador primário quanto do receptor).
    2. Confirme o estado de saúde e o período adequado de aclimatação de todos os camundongos doadores e receptores antes da anestesia.

2. Anestesia

  1. Indução e suporte da anestesia
    1. Induza anestesia com 1% - 2,5% de isoflurano em oxigênio (fluxo de 1 a 2 L/min) usando um vaporizador de precisão em uma câmara de indução. Mantenha a anestesia por meio de um cone nasal ou tubo endotraqueal. Aplique o lubrificante oftálmico veterinário em ambos os olhos do camundongo para evitar o ressecamento da córnea sob anestesia.
    2. Confirme a profundidade da anestesia pela ausência do reflexo de retirada do pedal. Coloque o animal em uma almofada térmica para manter a temperatura corporal durante todo o procedimento.

3. Colheita de coração por doador

  1. Exposição de doadores
    1. Coloque o rato doador na posição supina e prenda os membros com fita. Remova pelos e desinfete a pele 3 vezes com swabs de álcool isopropílico 70%.
    2. Realize uma laparotomia na linha média seguida de uma esternotomia na linha média usando tesoura fina para expor as cavidades abdominal e torácica. Mobilize suavemente os intestinos para o lado esquerdo com gaze umedecida. Coloque uma gaze embebida em soro por baixo dos intestinos para manter a hidratação.
  2. Perfusão e colheita de coração por doador
    1. Prepare soro fisiológico heparinizado frio (125 UI/mL) e coloque 0,2 - 0,3 mL em uma seringa de 0,5 mL.
    2. Cânule suavemente a veia cava inferior com uma agulha ou cateter de 26 a 30G. Perfunde lentamente 2 a 3 mL de soro fisiológico heparinizado frio por 30 segundos. Espere pelo menos 1 a 2 minutos para otimizar a heparinização.
    3. Realize uma toracotomia bilateral para expor o coração com máxima visualização. Separe a gaiola torácica anterior do lado dorsal e reflita para cima, fixando-a com uma agulha ou pinça.
    4. Dissecar de forma direta o tecido conjuntivo entre a aorta ascendente (AA) e o tronco pulmonar (PT; Figura 3A).
    5. Ligue as veias cavas inferiores e superiores com 8 a 0 suturas de náilon próximas ao coração e transecto os vasos ligados distal às ligaduras. Dissecar o PT de forma direta o mais distal possível.
    6. Ligue as veias pulmonares esquerda e direita junto com um ponto de nylon 6-0 e transectoque os vasos ligados distal à ligadura.
    7. Excise o coração, preservando o comprimento adequado do AA ao transecter na origem da artéria braquiocefálica e da PT. Preserve a parede anterior da PT pelo maior tempo possível. Aparar o AA e o PT para garantir uma anastomose segura (Figura 3B).
    8. Coloque o coração em um recipiente de cultura celular de 60 mm cheio de soro fisiológico normal resfriado e reperfunda suavemente o coração doador com mais 1 mL de soro fisiológico heparinizado frio (125 IU/mL) através do AA ou fisioterapia para lavar qualquer sangue residual. Evite injeções de alta pressão para prevenir edema miocárdico ou lesão vascular. Ajuste os recipientes na placa refrigerada conforme necessário.
    9. Coloque o coração em solução fria de lactato de Ringer sobre gelo até a implantação. O coração doador deve ser implantado em até 90 minutos após a isquemia fria e não deve ser preservado por mais de 120 minutos.

4. Exposição da área cervical do receptor

  1. Incisão e isolamento do vaso
    1. Induza anestesia com 1% - 2,5% de isoflurano em oxigênio (fluxo de 1 a 2 L/min) usando um vaporizador de precisão em uma câmara de indução. Mantenha a anestesia com um cone nasal ou tubo endotraqueal. Confirme profundidade adequada de anestesia pela ausência do reflexo de retirada do pedal. Injete 0,5 mL de soro fisiológico normal morno subcutaneamente na região dorsal do receptor para reposição de líquidos.
    2. Coloque o destinatário em uma bolsa térmica para manter a temperatura corporal. Depilar toda a região cervical. Posicione o rato na posição supina com a cauda voltada para o operador. Imobilize a cabeça, os membros e a cauda com fita, garantindo uma fixação segura sem esticar demais. Aplique uma gota de lubrificante oftálmico em cada olho para evitar ressecamento. Desinfete a pele cervical 3 vezes com swabs de álcool isopropílico a 70%.
    3. Faça uma incisão longitudinal na pele com um formato de T invertido sobre o pescoço, do esterno até o ângulo mandibular direito (Figura Suplementar 1A).
    4. Mobilize de forma direta a veia jugular externa direita (VEJ) da clavícula medial direita até sua confluência principal. Cauterize e transecto pequenos ramos do EJV (Figura 4B).
    5. Isole o lobo direito da glândula tireoide e transecto-o por cauterização. Transecto do músculo esternomastoide por cauterização para expor a artéria carótida direita (AC).
    6. Mobilize o CA direito de forma direta o máximo possível acima da bifurcação da carótida (Figura 4C).
    7. Aplique uma pequena pinça vascular na porção proximal do CA. Coloque uma ligadura de nylon 10 - 0 ao redor da porção distal, no nível da bifurcação carotídea para obstruir o fluxo sanguíneo.
    8. Aplique uma ligadura de nylon 10 - 0 na porção proximal do EJV no nível da pinça CA. Uma vez que o EJV se distenda, pare o sangramento proveniente de pequenos ramos previamente cauterizados e cortados. Identifique a confluência das veias auriculares retromandibular e posterior à medida que o EJV se distende e aplique uma pequena pinça vascular nessa confluência para obstruir o fluxo.
  2. Preparação da anastomose vascular
    1. Transecte o EJV e o CA entre a ligadura e a pinça usando tesoura fina.
    2. Lave as aberturas dos vasos com soro fisiológico normal para remover sangue e coágulos. Mantenha o campo operatório úmido durante todo o procedimento de implantação do enxerto.

5. Implantação de enxerto

  1. Colocação do enxerto
    1. Coloque o enxerto cardíaco doador de cabeça para baixo na região cervical do receptor, com a fisioterapeuta orientada lateralmente e a aorta ascendente (AA) orientada medialmente.
    2. Cubra o enxerto com uma gaze umedecida, deixando a fisioterapia e o AA expostos. A gaze protege e estabiliza o enxerto enquanto melhora a visualização.
  2. Anastomose dos vasos sanguíneos
    1. Anastomize o AA do doador de ponta a ponta até o AC receptor usando 11 - 0 pontos de nylon pela técnica de manga com as mordidas superficiais AA do doador ao AC do receptor. Evite tensão excessiva (Figura 4D).
    2. Anastomose a fisioterapia doadora de ponta a ponta até o EJV receptor usando 11 - 0 pontos de nylon pela técnica de manga, com as mordidas superficiais do PT do doador até o EJV do receptor. Evite tensão excessiva (Figura 4E).
    3. Remova a pinça distal EJV. Remova a pinça CA proximal para restaurar o fluxo sanguíneo (Figura 4F). O enxerto deve imediatamente se encher de sangue, ficar vermelho e contrair em 1 a 2 minutos (Vídeo Suplementar 1). Aplique algumas gotas de soro normal morno a 37 °C no enxerto para ajudar a restaurar a contratilidade.
    4. Comprima suavemente os locais anastomóticos com pontas de algodão para alcançar a hemostasia.
  3. Fechamento de bolso
    1. Posicione o enxerto de forma segura dentro da bolsa cervical, sem torcer ou comprimir os vasos e a traqueia.
    2. Feche a incisão cervical com 6 a 0 pontos absorvíveis com um ponto simples interrompido (Figura Suplementar 1B). Não cubra o local da cirurgia com um curativo; Deixe a área aberta ao ar.

6. Cuidados pós-operatórios e monitoramento

  1. Monitoramento imediato
    1. Coloque o animal em uma câmara de recuperação quente por pelo menos 1 hora. Observe comportamentos anormais como desorientação, tremores ou falta de andamento.
    2. Injetar 0,3 mL de soro fisiológico normal morno por via subcutânea para substituição de líquido. Transfira o destinatário para uma gaiola nova esterilizada, fornecida com gel nutricional. Transplantou animais individualmente e não os devolva ao alojamento coletivo até a recuperação total, conforme indicado pela mobilidade e comportamento normais.
    3. Administrar Meloxicam (5 mg/kg, por via subcutânea) a cada 12 horas durante 72 horas pós-operatórias. O cirurgião e o veterinário examinam os animais regularmente durante o período de recuperação.
    4. Eutanasie de forma humanitária se o animal apresentar > perda de 20% de peso corporal, inchaço severo no local cirúrgico, sinais de infecção, letargia ou outros sinais de sofrimento, utilizando inalação de CO₂ conforme as diretrizes institucionais.

7. Pontos finais experimentais

  1. Coleta de tecidos
    1. Colhe enxertos em pontos de tempo predeterminados para histopatologia ou análise imunológica. Para citometria de fluxo e histopatologia, colete tecidos de 2 a 3 dias antes da interrupção esperada da pulsação do enxerto, com base em experimentos preliminares.
    2. Colete o enxerto, baço, linfonodos e amostras de sangue conforme exigido pelo desenho do estudo.
  2. Análise de sobrevivência
    1. Tempo de sobrevivência ao enxerto de registro, definido como o dia em que a pulsação palpável cessa. Defina sobrevivência a longo prazo (tolerância) no transplante secundário de coração cervical como pulsação persistente do enxerto doador além de 50 dias após o transplante, com histopatologia confirmando a ausência de grandes áreas de necrose.
    2. Plote curvas de sobrevivência de enxertos usando análise de Kaplan-Meier.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Uma visão esquemática do procedimento de transplante cardíaco cervical heterotópico sem manguito é mostrada na Figura 1. A visão microscópica das anastomoses vasculares é mostrada na Figura 1A, onde a aorta ascendente do doador é anastomizada de ponta a ponta à artéria carótida receptora e o tronco pulmonar doador é anastomosizado ponta a ponta da veia jugular externa receptora. A Figura 1B demonstr...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Modelos de transplante cardíaco murino desempenharam um papel fundamental no avanço do nosso entendimento da imunologia do transplante. Desde o desenvolvimento do modelo heterotópico abdominal original, esses sistemas têm sido utilizados para caracterizar os mecanismos celulares e moleculares da rejeição, testar novos regimes imunossupressores e avaliar modificações genéticas tanto na cepa doadora quanto no receptor 8,17,31<...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Os autores declaram não haver interesses concorrentes.

Agradecimentos

Esse trabalho foi apoiado pela bolsa da American Heart Association 23CDA1049388 para a T.J.B. e pela R01AI143887 da bolsa dos Institutos Nacionais de Saúde para a L.V.R.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
0,5ml de insulinaCovidien8881600350Injeção subcutânea
Injeção de cloreto de sódio a 0,9%BD1727170103Injeção intraveneosa
Sutura de nylon 10-0AROSurgical InstrumentsT04A10N07-13Para cirurgia microscópica em camundongos
Sutura de nylon 11-0ETHICON9016GPara cirurgia microscópica em camundongos
Seringa de 1mlBD309659Injeção intraveneosa
30G X 1/2 agulhaBD305106Injeção intraveneosa
Seringa de 3mlBD309657Injeção intraveneosa
Sutura de nylon 6-0ETHICONJ212HPara cirurgia microscópica em camundongos
Placa de cultura celular de 60mmFALCON353002Para preservação de enxerto
Caixas de alumínio coloridoFerramentas Científicas Finas20330-04Para camundongos, a cirurgia microscópica desinfecção
Pontas de AlgodãoFisherbrand14-960-3MParem de sangrar
Pinça Dumont #5Ferramentas Científicas Finas11251-20Para cirurgia microscópica em camundongos
Ethiqa XR Buprofenor (CIII) VIGENÉRICOS DE PRESCRIÇÃO86084010030Analgesia 
Sissores finosFerramentas Científicas Finas15400-12Para cirurgia microscópica em camundongos
Esponjas de gazeMEDLINENON25334Proteja o enxerto e o interstine
Lâmpada de Aquecimento com BaseBraintree ScientficHL-1BCuidados pós-cirúrgicos
Heparina sódicaNorthstar Rxllc.72603-412-01 Injeção intraveneosa
IsofluranoBaxter Anestésico & Cuidados Críticos1001936060Para anestesia  
Cotonetes de álcool isopropílicoBD326895Desinfete a pele antes da cirurgia
MicroscópioCarl Zeiss303294-9903Para cirurgia microscópica em camundongos
Mini AparadorBraintree ScientficCLP-88Para remoção de pelos de camundongos
Optixcare Eye Lube PlusAVENTIXOPX-4252Lubrificante oftálmico para proteção ocular durante a cirurgia
Alloxato de Pivetal (Meloxicam)PIVETAL21294589Analgesia 
Kit Portátil de Instrumentos de CauterizaçãoMcKesson Argent42295143Para cirurgia microscópica em camundongos
Ringer' Solução tamponada com lactatoTermo CientíficaAAJ67572APPara preservação de enxerto
Tapete Aquecido para Pequenos AnimaisK& H HM10Para cirurgia de camundongos
Fita Cirúrgica Branca Transpore3M7100115870Fixe o membro, a cabeça e a cauda dos camundongos durante o procedimento
Grampo vassalFerramentas Científicas Finas00398-02Para cirurgia microscópica em camundongos

Referências

  1. Johnson, M., et al. Heart transplantation in the United States, 1999-2008. Am J Transplantat. 10 (4), 1035-1046 (2010).
  2. Nelson, J., et al. Consensus recommendations for use of maintenance immunosuppression in solid organ transplantation: Endorsed by the American College of Clinical Pharmacy, American Society of Transplantation, and the International Society for Heart and Lung Transplantation. Pharmacother J Human Pharmacol Drug Ther. 42 (8), 599-633 (2022).
  3. Colvin, M. M., et al. Antibody-mediated rejection in cardiac transplantation: Emerging knowledge in diagnosis and management: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 131 (18), 1608-1639 (2015).
  4. Neuberger, J. M., et al. Practical recommendations for long-term management of modifiable risks in kidney and liver transplant recipients: A guidance report and clinical checklist by the consensus on managing modifiable risk in transplantation (commit) group. Transplantation. 101 (4S), S1-S56 (2017).
  5. Ezekian, B., et al. Contemporary strategies and barriers to transplantation tolerance. Transplantation. 102 (8), 1213-1222 (2018).
  6. Lee, K. M., et al. Tgf-β-producing regulatory b cells induce regulatory t cells and promote transplantation tolerance. Eur J Immunol. 44 (6), 1728-1736 (2014).
  7. Kawai, T., et al. Cd154 blockade for induction of mixed chimerism and prolonged renal allograft survival in nonhuman primates. Am J Transplantat. 4 (9), 1391-1398 (2004).
  8. Borges, T. J., et al. Overexpression of pd-1 on t cells promotes tolerance in cardiac transplantation via icos-dependent mechanisms. JCI Insight. 6 (24), e142909(2021).
  9. Liao, M., et al. Pd-l1 on ex-vivo expanded toll-like-receptor-bregs prevents allograft rejection by breg viability promotion, cd4(+)t effector cell suppression, and tregs induction. Am J Transplant. , (2025).
  10. Liu, F., Kang, S. M. Heterotopic heart transplantation in mice. J Vis Exp. (6), e238(2007).
  11. Plenter, R. J., Grazia, T. J. Murine Heterotop Heart Transplant Tech. J Vis Exp. (89), e51511(2014).
  12. Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. A modified method for heterotopic mouse heart transplantion. J Vis Exp. (88), e51423(2014).
  13. Yang, C., et al. Kidney-induced systemic tolerance of heart allografts in mice. JCI Insight. 5 (18), e139331(2020).
  14. Yin, D., et al. A half-century of heterotopic heart transplantation in mice: The spearhead of immunology research. Transplantology. 5 (4), 298-311 (2024).
  15. Lee, K. M., et al. Suppression of allograft rejection by regulatory B cells induced via TLR signaling. JCI Insight. 7 (17), e152213(2022).
  16. Liao, M., et al. Marchf1 deficiency attenuates antibody-mediated rejection by modulating b cell responses. Am J Transplantat. 25 (8), S312(2025).
  17. Borges, T. J., et al. The inhibitory receptor siglec-e controls antigen-presenting cell activation and t cell-mediated transplant rejection. Sci Translat Med. 17 (797), eads2694(2025).
  18. Efe, O., et al. A humanized il-2 mutein expands tregs and prolongs transplant survival in preclinical models. J Clin Investigat. 134 (5), e173107(2024).
  19. Mendiola Pla, M., Milano, C. A., Glass, C., Bowles, D. E., Wendell, D. C. Cardiac magnetic resonance imaging characterization of acute rejection in a porcine heterotopic heart transplantation model. Plos one. 19 (6), e0304588(2024).
  20. Chen, Z. H. A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice. Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).
  21. Fang, J., et al. A simplified two-stitch sleeve technique for arterial anastomosis of cervical heterotopic cardiac transplantation in mice. Am J Translat Res. 5 (5), 521(2013).
  22. Dun, H., et al. Cervical heterotopic heart transplantation in mice using a novel suture technique. JHLT open. 7, 100164(2025).
  23. Ratschiller, T., et al. Heterotopic cervical heart transplantation in mice. J Vis Exp. (102), e52907(2015).
  24. Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model. J Vis Exp. (180), e63504(2022).
  25. Li, W., et al. Mouse heterotopic cervical cardiac transplantation utilizing vascular cuffs. J Vis Exp. (184), e64089(2022).
  26. Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-897 (1991).
  27. Rosendorf, J., et al. Experimental fortification of intestinal anastomoses with nanofibrous materials in a large animal model. Sci Rep. 10 (1), 1134(2020).
  28. Lazar, K. M., Shetty, S., Chilkoti, A., Collier, J. H. Immune-active polymeric materials for the treatment of inflammatory diseases. Curr Opin Colloid Interf Sci. 67, 101726(2023).
  29. Elezaby, A., Dexheimer, R., Sallam, K. Cardiovascular effects of immunosuppression agents. Front Cardiovasc Med. 9, 981838(2022).
  30. Chan, G., Si, C., Nichols, M. R., Kennedy, L. Assessment of the safety and efficacy of pre-emptive use of extended-release buprenorphine for mouse laparotomy. J Am Assoc Lab Animal Sci. 61 (4), 381-387 (2022).
  31. Mendes, D. M., Borges, T., Riella, L. Oral tributyrate promotes treg-mediated immune modulation and prolongs allograft survival in murine transplant models. Am J Transplantat. 25 (8), S243-S244 (2025).
  32. Miller, C. L., Madsen, J. C. Targeting il-6 to prevent cardiac allograft rejection. Am J Transplantat. 22, 12-17 (2022).
  33. Schmitz, R., et al. B cells in transplant tolerance and rejection: Friends or foes. Transpl Int. 33 (1), 30-40 (2020).
  34. Fillinger, M. F., Kerns, D. B., Bruch, D., Reinitz, E. R., Schwartz, R. A. Does the end-to-end venous anastomosis offer a functional advantage over the end-to-side venous anastomosis in high-output arteriovenous grafts. J Vasc Surg. 12 (6), 676-690 (1990).
  35. Ribaudo, J. G., et al. Sutureless vascular anastomotic approaches and their potential impacts. Bioact Mater. 38, 73-94 (2024).
  36. Alghoul, M. S., et al. From simple interrupted to complex spiral: A systematic review of various suture techniques for microvascular anastomoses. Microsurgery. 31 (1), 72-80 (2011).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Modelo de Transplante Sem ManguitoT cnica Baseada em SuturaToler ncia Espec fica do DoadorTransplante Card aco MurinoTransplante CervicalAnastomose VascularVasos de Pequeno CalibreEstudos de Toler ncia ImuneModelo de Enxerto Secund rio
Modelo cervical sem sutura para transplante cardíaco heterotópico secundário para avaliar a tolerância imunológica específica do doador em camundongos
Entre em contato
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.