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Artigo de método

Modelo de Enxerto Porcino por Bypass de Artéria Coronária de Dois Vasos usando Veias Mamiárias Internas Autólogas

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DOI:

10.3791/72141

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4 de agosto de 2026

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1Department of Cardiac Surgery, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Beijing Key Laboratory of Xenotransplantation, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Disease, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 3State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Center for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 4Department of Cardiac Surgery, Fuwai Yunnan Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, Affiliated Cardiovascular Hospital of Kunming Medical University, 5Shenzhen Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, Chinese Academy of Medical Sciences, 6Sanya Institute, Hainan Academy of Agricultural Sciences, 7Sanya Institute of China Agricultural University

Neste artigo

Resumo

Este estudo estabeleceu com sucesso três modelos de enxerto de bypass de artérias coronárias (CABG) com dois vasos usando veias mamárias internas autólogas (IMVs). Como o LAD nativo e o LCX não foram ligados, esse modelo teoricamente preserva o fluxo coronário nativo e pode fornecer uma base técnica para futuros estudos sobre alterações de enxertos veiais relacionados ao fluxo competitivo.

Resumo

A veia safena é um dos condutos mais comumente usados no enxerto de bypass da artéria coronária (CABG). No entanto, a alta taxa de falha de longo prazo limita sua eficácia clínica. Embora se acredite amplamente que fatores hemodinâmicos causem a falência do enxerto venoso (VGF), os mecanismos exatos subjacentes permanecem incertos. Atualmente, o modelo de enxerto de veia de interposição da artéria carótida comum do rato serve como o principal modelo animal para investigar a VGF. No entanto, diferenças substanciais na fisiologia cardiovascular e hemodinâmica entre ratos e humanos limitam a tradução clínica dos achados da pesquisa. Os porcos representam um modelo animal ideal para pesquisa cardiovascular porque sua anatomia e fisiologia cardiovascular se assemelham muito às humanas. Neste estudo, três modelos suínos de CABG com dois vasos foram estabelecidos usando veias mamárias internas (IMVs) autólogas esquerda e direita, com um enxerto anastomoso da aorta para a artéria coronária descendente anterior esquerda (LAD) e o outro da aorta para a artéria coronária circunflexa esquerda (LCX). A ultrassonografia intraoperatória confirmou o fluxo em ambos os enxertos IMV em um animal representativo, enquanto a angiografia por tomografia computorizada pós-operatória (CTA) demonstrou claramente a permeabilidade do enxerto IMV entre aorta e LAD. Portanto, este estudo descreve uma abordagem tecnicamente viável para estabelecer um modelo de CABG em animais grandes para estudos futuros de VGF.

Introdução

A veia safena continua sendo uma das fontes de conduto mais importantes para o enxerto de bypass da artéria coronária (CABG) devido à sua disponibilidade, comprimento e versatilidadetécnica 1. No entanto, enxertos de veia safena apresentam uma taxa de falha de até 61% aos 10 anos após aCABG 2. Isso aumenta a necessidade de revascularização repetida e está associado a um risco maior de mortalidade hospitalar. Nos últimos anos, evidências acumuladas sugerem que fatores hemodinâmicos, particularmente fluxo competitivo e tensão de cisalhamento anormal na parede, são grandes contribuintes para a falência tardia do enxerto 3,4,5. No entanto, a falta de modelos animais adequados criou um gargalo para pesquisas relacionadas. Atualmente, a maioria dos estudos pré-clínicos sobre falência de enxerto de veias (VGF) ainda depende principalmente de pequenos animais, especialmente ratos, camundongos e coelhos, porque esses modelos são baratos e tecnicamente acessíveis, enquanto modelos de enxertos em animais grandes permanecem relativamentelimitados 6. O método mais comumente usado para estabelecer modelos de enxerto de veias em pequenos animais envolve a transseção da artéria carótida comum e a conexão dos dois tocos com uma veia cava inferiorautóloga 7,8,9. No entanto, devido às diferenças substanciais na frequência cardíaca e pressão arterial entre pequenos animais ehumanos, os achados derivados de modelos de pequenos animais podem não refletir totalmente os mecanismos fisiopatológicos em humanos.

Porcos são modelos ideais para cirurgia cardiovascular porque seus corações se assemelham muito aos corações humanos em tamanho cardíaco, anatomia coronária e manuseiocirúrgico 11,12. Além disso, as artérias coronárias suínas e humanas são altamente semelhantes tanto em características anatômicas quanto hemodinâmicas, e foi demonstrado que porcos recapitulam o fenótipo patológico da doença por enxertovenoso 13,14. Portanto, realizar CABG com enxertos veiais em um modelo suíno pode fornecer um modelo animal superior para investigar VGF.

Neste estudo, três modelos de CABG de duplo vaso com bomba, em modelos de porcos miniatura Bama, foram estabelecidos usando veias mamárias internas (IMVs) autólogas bilaterais. Um enxerto de VM foi construído da aorta para a artéria coronária descendente anterior esquerda (LAD), e o outro da aorta para a artéria coronária circunflexa esquerda (LCX). Em um modelo representativo, a avaliação ultrassonográfica intraoperatória confirmou a permeabilidade dos enxertos venosos, e a angiografia por tomografia computorizada pós-operatória (CTA) demonstrou a permeabilidade do enxerto IMV entre aorta e LAD. Notavelmente, as artérias coronárias nativas alvo não foram ligadas neste modelo. Portanto, esse modelo é mais adequado para investigar os efeitos do fluxo competitivo nas artérias coronárias-alvo sobre a hemodinâmica e a falência do enxerto. No entanto, o fluxo competitivo nas artérias coronárias-alvo não foi medido diretamente no presente estudo. Assim, este estudo demonstra principalmente a viabilidade técnica do estabelecimento de modelos.

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Protocolo

Os experimentos com animais deste estudo foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidado e Uso Animal (IACUC) do Hospital Fuwai, Academia Chinesa de Ciências Médicas (Aprovação nº 0110-1-10-ZX(X)-07). Todos os procedimentos foram realizados em estrita conformidade com as regulamentações e diretrizes éticas de bem-estar animal para garantir a conformidade com os padrões relevantes. Os reagentes e os equipamentos utilizados estão listados na Tabela de Materiais. O objetivo de estabelecer esse modelo foi fornecer uma plataforma potencial para investigar o efeito do fluxo competitivo no VGF. Portanto, após a conclusão do enxerto de bypass da artéria coronária, as artérias coronárias nativas não foram ligadas proximamente aos locais anastomóticos.

Realizar todos os procedimentos de acordo com as normas institucionais de biossegurança e bem-estar animal. Manuseie objetos cortantes, dispositivos eletrocirúrgicos, sangue anticoagulante, circuitos CPB e materiais biológicos usando equipamentos de proteção individual apropriados. Confirme o aterramento adequado antes de usar a unidade eletrocirúrgica. Monitore o ACT cuidadosamente após a heparinização sistêmica e antes do início da CPB. Certifique-se de desareamento completo de todas as cânulas e linhas extracorpóreas antes de iniciar a CPB para reduzir o risco de embolia aérea.

1. Preparação de animais para CABG

  1. Use porcos miniatura machos saudáveis, tipicamente de 35–40 kg e 10–12 meses de idade, e permita que eles se aclimatem ao ambiente de habitação por 1 semana antes da cirurgia.
  2. Realize exame de base, incluindo registro do peso corporal, hemograma completo, bioquímica sérica, ecocardiografia e CTA.

2. Anestesia e monitoramento

  1. Suspenda a alimentação por 8–12 horas e a água por 2–4 horas antes da anestesia.
  2. Induzir anestesia por meio de injeção intramuscular de cetamina (10 mg/kg) e midazolam (1 mg/kg) (seguindo protocolo institucionalmente aprovado).
  3. Mantenha a anestesia usando isoflurano inalado (2%–3%) junto com uma infusão de dexmedetomidina (1 μg/kg/h) e propofol (1–2 mg/kg/h).
  4. Confirme anestesia adequada verificando o relaxamento do tom da mandíbula e a ausência de resposta à dor ao aperto no dedo dos pés.
  5. Faça uma incisão de 4 a 6 cm no pescoço para expor a veia jugular e a artéria carótida.
  6. Estabeleça acesso venoso via veia jugular usando um cateter venoso central triplo lúmen 5 F para monitoramento da pressão venosa central (CVP) e administração de medicamentos.
  7. Estabeleça o acesso da artéria carótida usando um cateter arterial de 20 G para monitoramento em tempo real da pressão arterial e parâmetros hemodinâmicos.
  8. Estabeleça o acesso à artéria femoral usando um cateter arterial de 20 G para monitoramento da pressão arterial e saturação de oxigênio nos membros inferiores.
  9. Realize a intubação orotraqueal usando um tubo endotraqueal de 6,5–8 mm. Confirme que o fluxo de ar está livre e forneça 100% de oxigênio.
  10. Faça uma incisão de 2–3 cm na parte inferior do abdômen para expor a parede da bexiga. Fixe a bexiga nas bordas da incisão com pontos finos e depois crie uma fístula da bexiga. Insira um cateter de Foley 10 F na bexiga, infle o balão com 5 mL de água estéril e puxe suavemente o cateter até que o balão fique encostado na parede da bexiga. Conecte o cateter urinário a um saco coletor para drenagem e monitoramento da urina.
    NOTA: Como a uretra dos porcos machos é longa e curva, é difícil inserir o cateter urinário. Portanto, é necessário criar uma fístula urinária para drenar a urina e monitorar a saída urinária no pós-operatório precoce. O cateter deve ser removido o quanto antes, preferencialmente dentro de 24–48 horas após a cirurgia, assim que o porco está acordado, hemodinamicamente estável e não precisa mais de monitoramento contínuo da urina.
  11. Monitore continuamente eletrocardiograma, pressão arterial invasiva,SpO 2, CO2 de ponta, temperatura e saída de urina.

3. Exposição cirúrgica

  1. Coloque o porco em posição supina.
  2. Raspe e desinfete todo o tórax anterior e parte superior do abdômen com povidona-iodo. Depois, coloque a área cirúrgica.
  3. Faça uma incisão na linha média da região cervical média até abaixo do processo xifoide com uma unidade eletrocirúrgica (ESU).
  4. Realize uma esternotomia mediana ao longo da linha média, a partir do processo xifoide para cima, usando uma serra esternal. Cauterize as bordas esternais cortadas com uma ESU e aplique cera óssea na cavidade da medula para alcançar a hemostasia.
  5. Mantenha o tórax aberto com um afastador esternal.

4. Colheita de dois condutos autólogos IMV

  1. Administrar 300 U/kg de heparina para anticoagulação sistêmica a fim de prevenir trombose durante o procedimento.
  2. Dissecar o tecido ao redor do IMV com uma ESU. Transecte os galhos laterais com tesoura e alcance a hemostasia usando a ESU.
  3. Pinça a extremidade distal do IMV esquerdo com uma pinça hemostática. Faça uma incisão com um bisturi logo próximo ao clamp. Insira uma agulha de rubor cega pela incisão e prenda-a com um ponto de polipropileno 5-0 não absorvível. Após a ligadura, corte completamente a extremidade distal da IMV esquerda.
  4. Certifique-se de que o conduto da veia colhido tenha comprimento adequado (aproximadamente 7–8 cm). Pinças a extremidade proximal da IMV esquerda com uma pinça hemostática. Transecte o IMV distal ao local de fixação e ligue a extremidade proximal com uma sutura de polipropileno 5-0 não absorvível. Uma VIMM colhida com sucesso deve ter 7–8 cm de comprimento, livre de espasmos ou torções evidentes e sem sangramento visível nos ramos laterais.
    NOTA: O IMV tem uma parede fina e é propenso a espasmos. Devem ser evitados agarrões diretos, tração excessiva e distensão sob alta pressão. O conduto deve ser manuseado pelo tecido ao redor sempre que possível e armazenado imediatamente em soro fisiológico gelado de heparina-papaverina após a colheita.
  5. Coloque o IMV esquerdo em soro fisiológico normal heparina-papaverina gelado (30 mg de papaverina e 2.500 U de heparina dissolvida em 500 mL de soro fisiológico).
  6. Colha o IMV certo usando o mesmo procedimento.

5. Estabelecimento e início do bypass cardiopulmonar (CPB)

  1. Abra o pericárdio longitudinalmente e suspenda-o com suturas de tração.
  2. Garanta o tempo de coagulação ativado (ACT) > 480 s.
  3. Coloque dois pontos concêntricos de cordão de bolsa usando suturas de polipropileno 5-0 não absorvíveis. Estabeleça a canulação arterial central com uma cânula arterial de 18 F. Após uma desarejação completa, conecte a cânula arterial à linha arterial do circuito de bypass cardiopulmonar.
  4. Estabeleça a canulação venosa com uma cânula venosa 24 F no átrio direito e conecte-a à linha venosa.
  5. Inicie o CPB. Estabeleça lentamente o fluxo arterial, seguido pela drenagem venosa. Aumente o fluxo da bomba nos próximos minutos de acordo com a pressão arterial sistêmica, retorno venoso, nível do reservatório e parâmetros globais de perfusão.
    NOTA: Como os porcos miniatura Bama têm um volume sanguíneo relativamente pequeno, o circuito CPB deve ser adequadamente preparado com 2 L de solução de Ringer lactada e 500 mg de metilprednisolona. Se ocorrer hemodilusão excessiva, a transfusão de sangue pode ser considerada conforme necessário.

6. Clampamento cruzado aórtico e parada cardioplégica

  1. Coloque uma cânula antepágrada de cardioplegia na raiz aórtica por meio de uma sutura em forma de cordão de bolsa. Conecte a cânula de cardioplegia à linha de cardioplegia.
  2. Clampe a aorta ascendente em uma posição entre a cânula arterial e o local de acesso à cardioplegia.
  3. Induzir parada cardíaca com solução de St. Thomas modificada a frio a 4 °C (10–15 mL/kg). Aplique gelo na superfície cardíaca para resfriamento rápido e proteção do miocárdio.
    NOTA: A solução de St. Thomas foi preparada segundo o Pfizer Hospital US Plegisol, NDC 00409-7969-05: cada 100 mL continha cloreto de sódio 643 mg, cloreto de potássio 119,3 mg, cloreto de magnésio hexahidratado 325,3 mg e diidrato de cloreto de cálcio 17,6 mg em água para injeção, com 10 mL de bicarbonato de sódio 8,4% adicionados a cada 1.000 mL imediatamente antes do uso.

7. Anastomose distal dos enxertos IMV

  1. Injete soro fisiológico normal de heparina-papaverina a 4 °C (preparado conforme descrito no passo 4.5) no enxerto através de uma agulha de lavagem romba para verificar vazamento, aparar a ponta livre e colocar o 8-0 Sutura de polipropileno não absorvível.
  2. Abra o LCX com tesoura microcirúrgica. Insira um shunt intraluminal.
  3. Usando um 8-0 sutura de polipropileno não absorvível, realizar uma anastomose ponta a lateral entre uma extremidade do enxerto IMV e o LCX com técnica de sutura por paraquedas.
  4. Remova a derivação. Injete sangue autólogo heparinizado no enxerto IMV para distender o vaso, expulsar ar preso e verificar qualquer vazamento nos locais anastomóticos e ramos laterais. Após a injeção de sangue autólogo heparinizado, o enxerto deve se distender suavemente, sem estreitamento focal, torção ou vazamento dos ramos laterais ou anastomose distal. Conclua a anastomose entre o enxerto IMV e o LCX.
    NOTA: O sangue autólogo heparinizado é obtido diretamente do circuito CPB. O volume total de sangue autólogo heparinizado deve ser de pelo menos 50 mL, e o volume exato para cada injeção deve ser ajustado de acordo com a distensão e vazamento do enxerto dos enxertos ou dos sítios anastomóticos.
  5. Use o mesmo método para anastomizar completamente uma extremidade do outro enxerto IMV para o lado do LAD.

8. Anastomose proximal de enxertos IMV

  1. Remova a cânula da cardioplegia. Crie uma abertura nesse local usando um perfurador de 3,5 mm.
  2. Injete heparina-papaverina soro fisiológico normal em temperatura ambiente (com as proporções de heparina, papaverina e soro fisiológico normal conforme descrito no passo 4.5) no enxerto IMV anastomoso ao LAD por uma agulha de lavagem romba. Depois que o enxerto IMV for distendido, prenda-o parcialmente e transectoe a extremidade conectada à agulha de lavagem romba. Corte ainda mais a ponta livre com tesoura de tecido.
    NOTA: Evite usar soro fisiológico normal heparina-papaverina a 4 °C nesta etapa para reduzir o espasmo do enxerto. O volume específico de injeção de heparina-papaverina soro normal deve ser determinado pela quantidade necessária para manter a distensão do enxerto IMV.
  3. Corte um segmento do cateter arterial e conecte-o ao ventricular esquerdo. Após a conexão, insira o cateter arterial na aorta pela abertura perfurada.
  4. Processe o enxerto IMV anastomomosado ao LCX da mesma forma descrita no passo 8.2.
  5. Crie uma abertura no lado esquerdo da raiz aórtica usando um punção de 3,5 mm.
  6. Realize uma anastomose ponta a lateral da extremidade livre do enxerto IMV, anastomosa ao LCX até a abertura do lado esquerdo da raiz aórtica, e deixe a anastomose incompleta.
  7. Insira o cateter do ventilador esquerdo do coração na raiz aórtica por essa abertura anastomótica.
  8. Realize uma anastomose ponta a lateral da extremidade livre do enxerto IMV, anastomosada distalmente ao LAD até a outra abertura na raiz aórtica.
  9. Remova o cateter do ventilador esquerdo do coração. Clampe ambos os enxertos IMV com clipes microcirúrgicos hemostáticos. Complete as anastomoses dos dois enxertos IMV na aorta.
    NOTA: Antes da reperfusão, ambos os enxertos IMV devem ficar sem tensão ou curvatura, e as anastomosas proximal e distal não devem apresentar vazamento óbvio.

9. Reperfusão, desmame da CPB e decanulação

  1. Solte o clamp cruzado aórtico e reperfuda o coração.
  2. Coloca mais 8-0 suturas de polipropileno não absorvíveis nos locais anastomóticos ou ao longo dos enxertos IMV conforme necessário para alcançar a hemostasia.
  3. Desmame da CPB assim que o porco estiver hemodinamicamente estável e o coração tiver recuperado a função adequada.
  4. Decanule a aorta e o átrio direito, e assegure a hemostase em todos os locais de canulação.
  5. Após a separação da CPB, avalie ambos os enxertos por ultrassonografia intraoperatória, de acordo com o protocolo padrão institucional. Use a imagem Doppler colorida para identificar sinais de fluxo sanguíneo nos enxertos aorta-LAD e aorta-LCX, e registre a localização do enxerto, direção do fluxo e patência qualitativa. Se disponível, realize medição de fluxo de tempo de trânsito (TTFM) para avaliação quantitativa de fluxo de enxerto.

10. Hemostase e fechamento do tórax

  1. Obtenha hemostásia meticulosa nas anastomoses aórticas proximais, anastomosas coronarianas distais, leitos de colheita das veias mamárias internas, locais de canulação aórtica e atrial, e nas bordas da esternotomia.
  2. Insira dois tubos de drenagem.
  3. Reaproximar o esterno e músculos próximos, fáscia, tecido subcutâneo e pele em camadas.
  4. Transfira o porco para uma recuperação pós-operatória monitorada.

11. Cuidados pós-operatórios e acompanhamento

  1. Mantenha o suporte térmico continuamente usando almofadas térmicas ou cobertores de ar forçado para manter a temperatura corporal central do porco entre 37,0 e 38,5 °C.
  2. Registre diariamente a ingestão e saída de líquidos do modelo de porco, nível de consciência, frequência cardíaca, pressão arterial, pressão venosa central, hemograma completo e resultados de gasometria.
  3. Forneça suporte mecânico de ventilação usando 100% de oxigênio na fase pós-operatória inicial para garantir a troca estável de gases e prevenir a vasoconstrição pulmonar induzida por hipóxia. Desmame o animal do ventilador e remova o tubo endotraqueal assim que o porco retomar a respiração espontânea forte e regular, demonstrar reflexo protetor de deglutição e alcançar resultados satisfatórios na gasometria arterial.
  4. Profilaxia antimicrobiana pós-operatória: Administrar cefuroxima sódica (3–5 mg/kg) a cada 8–12 horas por 48–72 horas após a cirurgia. Avalie os animais diariamente em busca de sinais de infecção. Inspecione diariamente a incisão esternotomia e os locais do tubo de drenagem para formação de exsudado ou abscesso anormal.
  5. Avalie os sinais de dor do animal a cada 2 a 4 horas usando escalas padrão de dor comportamental suína. Monitore sinais comuns de dor pós-esternotomia, incluindo vocalização, postura curvada, relutância em se mover, ranger de dentes ou isolamento social. Administre opioides ou anti-inflamatórios não esteroides (AINEs) com base no comportamento do animal para garantir alívio adequado da dor e recuperação suave.
  6. Ajuste rapidamente os medicamentos vasoativos (por exemplo, dopamina, epinefrina) e o suporte de líquidos para manter uma pressão arterial estável (>70 mmHg).
  7. Avaliar a permeabilidade do enxerto pós-operatório por CTA no dia 1 e 28 do dia pós-operatório de acordo com o protocolo padrão de imagem institucional.

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Resultados

Três porcos miniatura Bama, P1, P2 e P3, passaram pelo procedimento CABG de dois vasos. Os três animais sobreviveram por mais de 7 dias. A Figura 1 ilustra as principais etapas cirúrgicas, incluindo esternotomia mediana, colheita dos IMVs autólogos bilaterais, pericardiotomia para expor os principais vasos, estabelecimento da CPB, administração de solução cardioplégica pela aorta, resfriamento do coração com gelo de gelo, anastomoses distais e proximais para CABG de dois vasos, desmame d...

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Discussão

Neste estudo, três modelos suínos de CABG com dois vasos foram estabelecidos usando IMVs autólogos bilaterais. Dos dois enxertos IMV, um foi usado para construir um desvio da aorta até o LCX, e o outro foi usado para construir um desvio da aorta até o LAD. Embora a veia safena seja o conduto venoso clínico padrão para CABG, os IMVs foram selecionados porque as veias safenas dos porcos miniatura Bama eram curtas demais para fornecer dois enxertos livres sem tensão para construção de bypas...

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Divulgações

Os autores não declaram conflitos de interesse.

Agradecimentos

Esse trabalho foi patrocinado pelo Programa Nacional de Pesquisa e Desenvolvimento Chave da China (2023YFF0724701), pelo Projeto Chave de Biotecnologia Frontier do Programa Nacional de Pesquisa e Desenvolvimento de Chaves do Ministério da Ciência e Tecnologia da China (2023YFC3404300; até Jiangping Song), Fundos de Pesquisa Clínica para Hospitais Centrais de Alto Nível do Hospital Fuwai, Academia Chinesa de Ciências Médicas, Estudo Pré-clínico sobre Corações de Porco Doadores Xenogênicos Multi-Genéticos para Transplante Ortotópico de Coração em Crianças com Insuficiência Cardíaca (2025-GSP-ZD-4), e Projeto do Laboratório Estadual Chave de Doenças Cardiovasculares, Hospital Fuwai, Academia Chinesa de Ciências Médicas, triagem e desenvolvimento de alvos de fármacos para a sobrevivência a longo prazo da xenotransplantação cardíaca ortotópica (2025-GSP-GG-42).

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
10-degree aortic cross-clampSinoviewCP40431-19CABG Surgery
45-degree aortic cross-clampSinoviewCP40044-18CABG Surgery
Affinity Fusion Oxygenation SystemMedtronicBB841Cardiopulmonary bypass
Anesthesia machineMindrayA9Anesthesia and others
Arterial cannulaMedtronic18FrCardiopulmonary bypass
AtracuriumHengrui Pharmaceutical-Anesthesia and others
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04021-25CABG Surgery
Atraumatic flat forcepsSureMedGF04016-25CABG Surgery
Balanced handle pen-stylemicrosurgical forcepsSinoviewFC12010-21CABG Surgery
Bama miniature pigsInstitute of Zoology, ChineseAcademy of Sciences, NorthernLarge Animal Research Facility-Experimental animals
Belzer UW Cold Storage SolutionBridge to Life Ltd.1000 ml/bagCABG Surgery
Black-handle extreme-sharp scissorsSinoviewSC35101-23UCCABG Surgery
Blood gas analyzerEdiagnosisPT1000Anesthesia and others
Blunt Fill NeedleBD305180Flush and distend IMV grafts
Bone WaxEthiconW31GHemostasis
Cardiopulmonary bypass circuitMedtronicB-HL-159Cardiopulmonary bypass
Central venous catheterBaihe Medical-Anesthesia and others
Curved forcepsSureMedGC01002-12CABG Surgery
Curved forcepsSureMedGC01002-16CABG Surgery
Disposable blood microembolus filterSansinFAF-2Cardiopulmonary bypass
Disposable blood reservoir filterSansinFCR300KCardiopulmonary bypass
Disposable cardioplegia delivery systemMedtronicXP41Cardiopulmonary bypass
DopamineJiuan Pharmaceutical-Anesthesia and others
Electrosurgical unitMedtronicVLFT10FXGENCABG Surgery
Endotracheal tubeYaxin MedicineYS-0000Anesthesia and others
EpinephrineJinyao Pharmaceutical-Anesthesia and others
Fine dissecting forcepsSureMedGC01090-20CABG Surgery
Gold-handle ultra-sharp scissorsSinoviewSC35001-23SCCABG Surgery
Heart-lung machineLivaNovaS5Cardiopulmonary bypass
HeparinNorth China Pharmaceutical-Anesthesia and others
Ice bucketSureMedGQ13018-00DCABG Surgery
Infusion pumpSino MDTSN-C8Anesthesia and others
Intraluminal shuntMedtronic31200CABG Surgery
Intravenous catheterKDL16G-26GAnesthesia and others
IsofluraneLunan Pharmaceutical-Anesthesia and others
IsoproterenolHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
KetamineHikma Pharmaceuticals0143-9509-10Anesthesia and others
Lactated Ringer's SolutionKelun Pharmaceutical-Anesthesia and others
Large basinSureMedGQ13033-00DCABG Surgery
LaryngoscopeHanfeiylTD-C-IIIAnesthesia and others
Lidocaine hydrochloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20057816CABG Surgery
Magnesium sulfate for injectionZdjt Pharmaceutical co.,LtdH20051792CABG Surgery
Medical electric sternum sawJingdong xijiHF-X01CABG Surgery
Medium basinSureMed-CABG Surgery
Medium-sized sternum retractorSureMedGR04130-00CABG Surgery
MidazolamHikma Pharmaceuticals0641-6220-10Anesthesia and others
Modified St. Thomas SolutionSelf-made-Anesthesia and others
Multiparameter monitorMindrayBenoversion N17Anesthesia and others
Needle passer for purse-string suturesSureMedGR04074-00CABG Surgery
NorepinephrineHarvest Pharmaceutical-Anesthesia and others
Papaverine hydrochlorideSigma-AldrichP3510Store IMV conduits
Pediatric sternum retractorSureMedGR04114-00CABG Surgery
Pen-style microsurgical needle holderSinoviewNH11300-21CABG Surgery
Potassium chloride injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH42021164CABG Surgery
PropofolHikma Pharmaceuticals0641-6194-10Anesthesia and others
Protamine SulfateYoucare Pharmaceutical-Anesthesia and others
Purse-string suture introducerSureMedGR04074-00CABG Surgery
Resano atraumatic magic forcepsSinoviewFC25501-23SCABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01110-14CABG Surgery
Right-angle forcepsSureMedGC01089-18CABG Surgery
Small basinSureMed-CABG Surgery
Sodium acetate Ringer's injectionDuo Rui Pharmaceutical co.,LtdH20163331CABG Surgery
Sodium bicarbonate injectionKelun Pharmaceutical co.,LtdH20043739CABG Surgery
St. Thomas SolutionPfizer Hospital US00409-7969-05Cardioplegia
Sternal retractor (medium size)SureMedGR04130-00CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-12CABG Surgery
Straight forcepsSureMedGC01001-16CABG Surgery
Suture 5-0 Prolene BBEthicon-CABG Surgery
Suture 8-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Suture Prolene Blum 4-0 SH 36Ethicon-CABG Surgery
Sutures 2-0 Prolene Blu M SHEthicon-CABG Surgery
Sutures BB 4-0 ProleneEthicon-CABG Surgery
Temperature probe3M

Referências

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  2. Back L, Ladwiniec A. Saphenous vein graft failure: current challenges and a review of the contemporary percutaneous options for management. J Clin Med. 2023;12(22):7118.
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