5.6: Administração de Composto I

1. Injeção subcutânea

1. Contenha manualmente o mouse através do porão de contenção com uma mão. Uma vez apreendido, deixe o mouse descansar sobre uma mesa ou outra superfície segura. Certifique-se de evitar colocar pressão no corpo do mouse.
2. Coloque o calcanhar da mão sobre a mesa para evitar um peso indevido no mouse que pode comprometer as respirações. Os ratos também podem ser contidos em um dispositivo comercial. Para ratos, é melhor usar um dispositivo de contenção comercial.
3. Segure a pele, e puxe para cima para criar uma tenda de pele. Se usar um dispositivo de contenção, podem ser necessários fórceps para agarrar a pele através do slot na parte superior.
4. Insira a agulha paralela à coluna vertebral, direcionada para longe da cabeça na base da dobra da pele da tenda. Direcione a agulha para longe da cabeça para evitar a possibilidade de perfurações no crânio, já que o osso do crânio do rato é muito fino. Os ratos têm a tendência de levantar a cabeça, o que pode fazer com que a injeção seja colocada nos músculos do pescoço.
5. Insira a agulha para cima para permitir um deslizamento suave na pele. Note que a agulha está inserida abaixo dos dedos segurando a pele. Para melhorar a segurança ao injetar artigos de risco biológico, a pele é agarrada com fórceps, eliminando assim a possibilidade de lesões de agulha.
6. Puxe o êmbolo para verificar se há uma colocação adequada. Se o ar for puxado para dentro da seringa, indica que a ponta da agulha não está posicionada sob a pele e precisará ser retirada e reposicionada. Se houver pressão traseira quando o êmbolo é puxado para trás, indica a colocação adequada da agulha, e que a injeção pode prosseguir.
7. Injete a substância lentamente com um movimento constante. Para evitar a perda do artigo de injeção, faça uma pausa após a injeção, gire ligeiramente a agulha sob a pele e belisque a pele no local da injeção enquanto retira a agulha.

Figura 1. Injeção subcutânea em camundongos.

2. Injeção intraperitoneal

1. O método de contenção manual com uma mão é usado para esta técnica de injeção em camundongos. Ajuste a mão de modo que esteja posicionada alta o suficiente no pescoço para evitar que o mouse vire.
2. Segure a pele solta na nuca entre o polegar e o dedo indicador.
3. Estabilize os quartos traseiros fixando a pele solta ao longo da parte de trás entre o segundo, terceiro e quarto dedos e a base do polegar, ou colocando a cauda entre o terceiro e o quarto dedos.
4. A injeção ip no rato requer duas pessoas, uma para conter o rato e outra para realizar a injeção.
   1. Segure o rato sobre os ombros usando o índice e os dedos médios em cada lado do pescoço e a palma nas costas. O polegar e o terceiro e quarto dedos devem cercar o peito para evitar movimentos para frente ou para trás. A posição dos dedos em cada lado do pescoço impede que o rato erou a cabeça.
   2. Levante o rato e gire-o para expor o abdômen ventral.
   3. Estabilize os quartos traseiros agarrando os pés e a cauda com segurança e estendendo-os para longe do corpo.
5. Posicione o rato ou o rato para expor o abdômen, garantindo que ele se desesse para cima.
6. Incline o animal com a cabeça apontando para baixo em cerca de um ângulo de 30°, para permitir que os intestinos caiam para a frente.
7. Os marcos de injeção são os seguintes:
   1. A área a ser injetada é cercada cranialmente por uma linha imaginária que se estende horizontalmente através do corpo no topo do quadril (do flanco ao flanco).
   2. A linha média é a fronteira medial, reconhecida como onde o cabelo crescendo em direções opostas se encontra. Em animais sem pelos, a linha média se estende em linha reta do xiphoide ao ânus.
   3. A borda lateral é uma linha do topo do quadril para o prepuce no masculino, e do topo do quadril e seguindo as no feminino.
   4. Isso fornece uma área triangular para injeção segura.
8. Injeção de um artigo dentro dos marcos
   1. Insira uma agulha perpendicular à coluna vertebral, fora da linha média, no triângulo como descrito acima. Colocar a agulha em um ângulo de 90° no plano do corpo permite uma injeção segura utilizando ambos os lados do abdômen. Isso é especialmente importante com múltiplas injeções, pois minimiza o trauma tecidual, permitindo a alternância de locais de injeção.
   2. Quando a agulha é colocada em um ângulo de 90°, ela "estalou" no abdômen, permitindo uma determinação mais fácil da profundidade. Este também é um sinal visual e tátil de que a agulha está devidamente posicionada.
   3. Aspire a seringa para garantir a colocação dentro da cavidade peritoneal e não dentro da bexiga urinária, intestino ou estruturas vasculares.
   4. Evite injetar caudally no rato macho para evitar a administração do artigo no saco escrotal. Evite injetar na da fêmea para evitar traumas.

Figura 2. Os marcos para injeção intraperitoneal em camundongos.

3. Injeção intramuscular

1. A contenção para esta técnica para ratos e ratos requer duas pessoas ou o uso de um tubo de contenção. Descrito aqui é um método de uma pessoa utilizando um dispositivo de contenção.
   1. Coloque o animal no dispositivo de contenção.
   2. Uma vez que o animal esteja no tubo, segure a cauda para posicionar o animal com as patas traseiras para fora do tubo.
   3. Segure a pele do flanco na porção craniana do fêmur para estender a perna e evitar que o sufocamento dobre.
   4. Posicione o dispositivo de contenção para que ele fique sobre a mesa com a cabeça do animal apontada para baixo, ou deitada sobre a mesa apontada para o corpo do técnico para permitir a estabilização do dispositivo enquanto a injeção é realizada.
   5. Os marcos de injeção são os seguintes: tanto o rato quanto a perna de rato são pequenos com os músculos glúteos (os músculos caudais da coxa) compreendendo a maior massa muscular no membro posterior; a segunda maior massa muscular no membro traseiro é o gastrocnemius (o músculo da panturrilha). A injeção é feita do aspecto caudal da perna.
      1. Localize a massa muscular glútea posterior ao fêmur. O osso pode ser palpated e o músculo grande é facilmente sentido.
      2. Note que a linha média da perna do aspecto posterior vai do ponto do hock até a cauda. O cabelo muitas vezes tem um cume onde se junta, pois cresce em direções opostas das superfícies lateral e interna.
      3. As injeções são feitas em direção ao aspecto lateral da coxa fora da linha média. Isso reduz a probabilidade de danificar os nervos e vasos sanguíneos localizados na superfície medial da perna.
      4. As injeções feitas no gastrocnemius são feitas a partir do aspecto posterior e com cuidadosa consideração da localização da veia lateral safena.
   6. Injeção de um artigo dentro dos marcos
      1. Insira a agulha perpendicularmente ao fêmur da linha média como descrito acima, a uma profundidade máxima de 5 mm para o músculo glúteo e um máximo de 3 mm para o gastrocnemius.
      2. Para evitar traumas no músculo, deve-se prevenir o movimento ímio da agulha no tecido. A seringa deve ser mantida de forma que não exija reposicionamento da mão para realizar a injeção.
      3. Aspire a seringa para garantir a colocação dentro do músculo e não em um vaso sanguíneo.
      4. Injete o material em um movimento constante e fluido. Não injete rapidamente quanto a permitir uma expansão lenta do músculo. Injeção rápida causará trauma tecidual.

Figura 3. Injeção intramuscular no músculo glúteo em ratos.

4. Injeção intravenosa utilizando a veia traseira

1. A contenção do animal depende se o animal está anestesiado ou acordado.
   1. Use um tubo de contenção cilíndrica para ratos ou ratos conscientes, exceto para os animais sem pelos ou nus. Devido à natureza oleosa dos animais sem pelos, é difícil reposicioná-los e removê-los dos contidores acrílicos, pois sua pele tende a aderir ao plástico rígido. Assim, é utilizado um cone plástico flexível.
   2. Outros dispositivos de injeção incluem plataformas iluminadas, plataformas aquecidas e cones plásticos rígidos onde o mouse é mantido no cone estritamente com tensão na cauda.
   3. Ratos anestesiados podem não precisar de contenção.
   4. Aqueça todo o corpo ou apenas a cauda para garantir a vasodilatação dos vasos da cauda.
      1. Aqueça todo o corpo com uma almofada de aquecimento elétrica fixada em meio ou uma manta de água circulante.
      2. Coloque o animal no dispositivo de contenção, envolto na fonte de calor.
      3. Observe o animal de perto e remova-o da fonte de calor assim que os vasos sanguíneos se dilatam. O aquecimento corporal inteiro também pode ser alcançado com o uso de uma lâmpada de calor direcionada para uma gaiola. Ao usar uma lâmpada de calor, os animais devem ser observados de perto, pois é fácil superaquecê-los.
      4. Quando o aquecimento do corpo inteiro não é viável, o aquecimento da cauda sozinho pode ser alcançado usando compressas quentes de uma toalha aquecida, garrafa de água quente ou submergindo a cauda em água morna. É preciso ter cuidado para evitar queimar a cauda porque garrafas de água quente, toalhas aquecidas e água morna não têm controles de temperatura. É comum que as fontes de calor sejam superaquecidas inicialmente. Essas fontes de calor também esfriam rapidamente.
   5. O uso de óleo de tecido é outra forma de melhorar a visualização dos vasos.
      1. Mergulhe um aplicador de ponta de algodão no óleo de tecido, e aplique o óleo bem longe da porção da cauda que é agarrada para estabilização. O óleo de tecido faz com que os vasos pareçam mais claramente definidos.
      2. Existem óleos não motores disponíveis comercialmente que contêm um produto químico na formulação que cria aquecimento da pele e vasodilatação com evaporação. Esses óleos são aplicados, e depois de alguns momentos, quando os navios são visíveis, o excesso de óleo é limpo com uma bola de algodão.
      3. Todos os óleos podem tornar a cauda mais difícil de segurar.
      4. Ao usar óleos, a injeção deve ser feita imediatamente após a visualização dos navios.
   6. Os marcos de injeção são os seguintes:
      1. As veias traseiras laterais estão localizadas nas laterais da cauda. Há também vasos que correm ao longo das linhas médias dorsal e ventral da cauda que não são adequados para fins de injeção.
      2. O animal no contenção pode ser girado para que os vasos laterais estejam de frente para a facilidade de injeção. Alternativamente, a cauda pode ser virada para trazer os vasos para uma posição mais aceitável para injeção.
      3. As naves são muito superficiais. Eles se tornam mais superficiais à medida que chegam à base da cauda.
   7. A injeção de um artigo na veia da cauda requer habilidade. Para evitar traumas no vaso sanguíneo, deve-se prevenir o movimento ím lonu da agulha. A seringa é mantida de forma que não exija reposicionamento da mão para realizar a injeção.
      1. Posicione a cauda para que o vaso seja visível e mantido sob tensão. Não aplique tensão excessiva na cauda, ou o vaso pode ser esticado e o fluxo sanguíneo diminuído.
      2. Coloque a agulha diretamente sobre o vaso o mais longe possível.
      3. Aplique uma leve pressão e deslize a agulha para dentro da cauda paralela às vértebras. Evite acionar a agulha para baixo, pois a agulha vai transectar o vaso. A agulha deve ser visível no vaso, pois é avançada pelo menos 2 mm no lúmen.
      4. Injete o material em um movimento lento e fluido para evitar a ruptura do vaso.
      5. Preste atenção especial à cauda durante a injeção. Se devidamente inserido no vaso, o material de injeção que flui para dentro do vaso é sentido sem resistência. O vaso sanguíneo deve branquear enquanto o sangue é empurrado para fora pelo material de injeção.
      6. Se a agulha não estiver no vaso, haverá forte resistência ao injetar. Se injetar com força, o material preencherá o espaço subcutâneo e a cauda irá balão. Pare imediatamente, pois o material projetado para ser injetado por via intravenosa pode ser cáustico para os tecidos circundantes. Retire a agulha e tente outra injeção mais cranialmente na cauda.
      7. Após a injeção bem sucedida, retire a agulha e aplique pressão no local da injeção para garantir uma boa hemostasia antes de devolver o animal à gaiola.

Figura 4. Injeção de veia traseira em camundongos.

A administração de compostos é muitas vezes um componente integral de um estudo com animais, e muitos fatores precisam ser avaliados para garantir que o composto seja administrado corretamente e de maneira humana. As duas principais vias de administração são enteral - através do trato digestivo e parenteral - fora do trato digestivo. A principal diferença é que, se o composto for administrado por via enteral, ele sofre metabolismo hepático ANTES de entrar na corrente sanguínea. Considerando que, por qualquer via parenteral, como intravenosa ou intramuscular, a substância pula essa primeira passagem pelo fígado, geralmente resultando em uma maior biodisponibilidade.

Neste primeiro vídeo da série sobre administração de compostos, começaremos discutindo os fatores que afetam a escolha da via de administração em geral. E então revisaremos os métodos de injeções parenterais mais comuns, incluindo subcutâneo abreviado como SC ou SubQ, intraperitoneal ou IP, intramuscular ou IM e intravenoso AKA IV.

Vamos começar revisando algumas coisas que se deve ter em mente antes de realizar qualquer tipo de procedimento de administração de compostos. O primeiro passo é preparar a solução ou suspensão a ser injetada, e a primeira consideração fundamental para a preparação da substância é a esterilidade. Para evitar a introdução de patógenos no animal, é importante que o material de injeção, bem como as agulhas e seringas a serem usadas, sejam estéreis.

A segunda consideração é a compatibilidade fisiológica. Uma solução de dosagem, administrada por via enteral ou parenteral, deve ser fisiologicamente tamponada a um pH adequado para que o composto seja absorvido adequadamente e para evitar lesões teciduais. O terceiro fator é a viscosidade do artigo de injeção, que desempenha um papel crítico na seleção da agulha. Normalmente, agulhas de calibre 20 a 30 são usadas em procedimentos de administração parenteral para camundongos e ratos. Os cubos dessas agulhas geralmente são codificados por cores para facilitar a identificação.

A solução deve ter fluidez suficiente para passar por pelo menos uma dessas agulhas. Se a solução pode passar por mais de um, então, em geral, a escolha é a menor bitola possível. O próximo fator é o volume de administração que afeta a seleção da seringa. Semelhante às agulhas, a menor seringa possível necessária para uma dosagem precisa com graduações corretas deve ser selecionada. O calibre da agulha e o volume de administração também dependem da rota e da espécie, tamanho e idade do animal que está sendo administrado. Consulte a Tabela 1 abaixo para revisar os valores relacionados às rotas discutidas neste vídeo. A última consideração importante é a taxa de absorção, que varia significativamente com cada via de administração e pode desempenhar um papel na seleção do método mais adequado.

Agora, vamos falar sobre as características peculiares dos métodos de injeção rotineiramente empregados.

A injeção SC ou SubQ coloca o material entre as camadas da pele e o músculo em um espaço virtual criado pelo levantamento da pele. Isso permite a injeção segura de volumes maiores, mas a taxa de absorção é mais lenta do que outras vias, proporcionando um efeito mais sustentado. Durante a administração IP, o composto é injetado diretamente na cavidade peritoneal. Este é outro método comum usado para fornecer grandes volumes de solução. Embora uma injeção de IP seja considerada administração parenteral, o mecanismo de absorção é realmente mais semelhante à dosagem oral.

Uma injeção IM fornece um composto diretamente no músculo glúteo ou gastrocnêmio. Uma substância injetada IM é rapidamente absorvida devido ao número abundante de vasos dentro do tecido muscular, o que pode torná-la uma via preferida em alguns casos. A injeção inadequada ou repetida no músculo pode causar danos nos nervos, resultando em paralisia ou necrose muscular. Por fim, uma injeção intravenosa na veia caudal do animal é a via de administração mais eficaz, pois a substância é introduzida diretamente no sistema circulatório. Observe que o composto deve ser injetado em uma das veias caudais laterais localizadas nas laterais da cauda. Existe um vaso que corre ao longo da linha média ventral da cauda, que não é adequado para fins de injeção.

Agora que discutimos o pano de fundo, vamos aprender os procedimentos, começando com as injeções de SC. Para ratos, pegue o animal pela cauda e deixe-o descansar em outra superfície segura, como uma tampa de barra de arame. Em seguida, prenda manualmente o animal levantando a pele ao redor do pescoço, formando uma barraca. Em seguida, coloque o animal sobre a mesa com as patas traseiras apoiadas na superfície e apoie a palma da mão sobre a mesa para evitar peso indevido sobre o animal que possa comprometer a respiração.

Para injetar, pegue na seringa com a solução a injetar e direcione a agulha paralelamente à coluna vertebral e para longe da cabeça para evitar a possibilidade de perfurações no crânio. Em seguida, insira a agulha com o chanfro voltado para cima, o que permite um deslizamento suave na pele. Puxe o êmbolo para trás para verificar o posicionamento correto da agulha. Se houver contrapressão quando o êmbolo for puxado para trás, a agulha estará na posição correta. Se o ar for aspirado para o êmbolo, a agulha precisará ser reposicionada.

Depois de confirmar que a agulha está posicionada corretamente, injete lentamente com um movimento constante. Faça uma pausa após a injeção e rode a agulha ligeiramente sob a pele para evitar a perda do artigo de injeção. Em seguida, aperte a pele no local da injeção e retire a agulha. Este mesmo método pode ser usado em ratos desmamados.

Para ratos adultos, primeiro o animal deve ser contido usando um dispositivo, cujo procedimento é discutido no vídeo "Noções básicas de manuseio e contenção" desta coleção. Então, pode-se realizar a injeção de SC da mesma maneira que é feita em camundongos.

A seguir, aprenderemos como realizar uma injeção de IP. Em camundongos, use a técnica de contenção com as duas mãos para conter manualmente o animal, novamente descrita no vídeo "Noções básicas de manuseio e contenção". Certifique-se de que sua mão não dominante esteja posicionada alta o suficiente no pescoço para evitar que o animal se vire. Estabilize os quartos traseiros colocando a cauda entre o terceiro e o quarto dedos ou prendendo a pele firmemente entre os dedos restantes e a base do polegar.

Em seguida, posicione o animal para expor seu abdômen. Incline o animal com a cabeça apontando para baixo em um 30? ângulo para permitir que os intestinos caiam para a frente. O ponto de referência da injeção pode ser delineado assim: desenhe uma linha imaginária que se estende horizontalmente pelo corpo, na parte superior do quadril, de flanco a flanco. Em seguida, desenhe a borda medial, ou a linha média, ao longo da linha onde o cabelo que cresce em direções opostas se encontra. Por fim, imagine a borda lateral, que é uma linha do topo dos quadris até o prepúcio nos machos e seguindo as tetas nas fêmeas. Isso fornece a área triangular para injeção segura de IP.

O próximo método que discutiremos é a injeção de IM. A contenção nesta técnica para camundongos e ratos requer duas pessoas ou o uso de um tubo de contenção. Aqui, descreveremos o método de uma pessoa utilizando um dispositivo de restrição.

Primeiro, coloque o animal no tubo e com as patas traseiras para fora, puxe a cauda para posicionar o animal. Em seguida, segure a pele do flanco na porção cranial do fêmur para estender a perna e evitar que o joelho se dobre. Em seguida, posicione o dispositivo de retenção para permitir a visualização do local da injeção.

Para identificar o ponto de referência glúteo, localize a massa muscular glútea posterior ao fêmur. O osso pode ser palpado e o grande músculo é facilmente sentido. Observe a linha média que vai da ponta do jarrete até a cauda. Muitas vezes você pode ver a crista onde os pelos das superfícies lateral e interna se juntam crescendo em direções opostas. Normalmente, as injeções são feitas em direção ao aspecto lateral da linha média. O gastrocnêmio é o músculo da panturrilha e a injeção nesse músculo também é melhor realizada a partir do aspecto posterior.

Para o músculo glúteo, no ponto de referência localizado, insira a agulha a uma profundidade máxima de cerca de 5 mm. Evite reposicionar a seringa durante a injeção para evitar danos musculares. Em seguida, aspire para garantir que a colocação seja dentro do músculo, não de um vaso sanguíneo. E, por último, injete o material de forma lenta e constante, pois a injeção rápida causará trauma tecidual. Remova a agulha de forma perpendicular seguindo o mesmo caminho da inserção. Para o músculo gastrocnêmio, insira a agulha até uma profundidade máxima de 3 mm e execute a injeção da mesma maneira que para o músculo glúteo.

Por fim, vamos aprender como realizar uma injeção intravenosa nas veias da cauda de roedores. O mesmo método é aplicável a camundongos e ratos.

Coloque o animal em um tubo de contenção cilíndrico e aqueça todo o corpo do animal usando uma almofada de aquecimento elétrica ajustada para MÉDIO por cerca de 2-5 minutos. Continue a aquecer o animal, até que os vasos sanguíneos fiquem dilatados, ou seja, visivelmente maiores. Lembre-se, as veias caudais laterais da cauda estão localizadas nas laterais da cauda. A artéria que está na linha média ventral não é adequada para fins de injeção. Gire o dispositivo de retenção e posicione a cauda de forma que as veias laterais da cauda fiquem voltadas para cima e mantidas sob tensão. Não aplique tensão excessiva ou o vaso pode ser esticado e o fluxo sanguíneo diminuído.

Coloque o chanfro da agulha diretamente sobre o vaso sanguíneo o mais distalmente possível e aplique uma leve pressão para deslizar a agulha na cauda paralela à coluna. Injete o material em um movimento lento e fluido e observe que o vaso empalidece à medida que o sangue é empurrado para fora pelo material de injeção. Se a agulha não estiver posicionada corretamente no vaso, haverá forte resistência ao injetar e, se você injetar com força, o material preencherá o espaço subcutâneo e a cauda inchará. Pare imediatamente, pois o material - projetado para ser injetado por via intravenosa - pode ser cáustico para os tecidos circundantes. Retire a agulha e tente outra injeção mais cranialmente na cauda. Após a injeção bem-sucedida, retire a agulha e aplique pressão no local da injeção para garantir uma boa hemostasia antes de retornar o animal à gaiola.

Agora que você está familiarizado com os métodos comuns de injeção, vejamos algumas aplicações dessas vias de administração, além da administração de medicamentos.

Em vários experimentos, os camundongos são injetados com um patógeno específico para estudar a infecção. Aqui, os pesquisadores usaram a via subcutânea para introduzir bactérias resistentes a antibióticos que causam lesões, e o tamanho dessas lesões serviu como uma leitura da virulência do patógeno. Vários cientistas estão interessados em estudar a distribuição e a sobrevivência de células-tronco após a entrega sistêmica. Neste estudo, os pesquisadores realizaram a injeção na veia da cauda de células-tronco neurais geneticamente marcadas em um modelo animal de esclerose múltipla e localizaram a distribuição das células injetadas nas regiões da medula espinhal e do cérebro.

Em outro experimento, os pesquisadores injetaram mioblastos marcados com fluorescência por via intramuscular em um modelo animal de distrofia muscular. Em seguida, a bioluminescência foi realizada para analisar o implante bem-sucedido das células-tronco. Por fim, as injeções também podem ser usadas para gerar modelos animais. Esses cientistas realizaram injeção intraperitoneal de dimetilnitrosamina - uma potente toxina hepática - em ratos Wistar machos para gerar um modelo animal de fibrose hepática, que foi então usado para estudar o desenvolvimento da doença hepática.

Você acabou de assistir à primeira parte da JoVE sobre administração de compostos discutindo as injeções parenterais comumente empregadas. Lembre-se, a rota de entrega ideal é baseada em vários fatores, incluindo pH, volume e viscosidade da solução injetada. E cada técnica tem vantagens e desvantagens, que devem ser consideradas em relação às necessidades experimentais. Como sempre, obrigado por assistir!