Name: Preparação de Desenvolvimento e Adultos Drosophila Brains e retina de imagens ao vivo (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-03-15T17:55:00.000+00:00
Duration: 16 min 47 s
Description: Aprenda técnicas de dissecação de cérebro e retina de Drosophila para imagens ao vivo e imunohistoquímica. Este protocolo demonstra métodos eficazes para estudar células fotorreceptoras em neurobiologia.

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Este trabalho foi financiado por doações da Fundação Welch (I-1657) e os NIH (RO1EY18884). PRH é um Eugene McDermott Scholar em Investigação Biomédica.

1. Introdução Neste vídeo, vamos demonstrar como preparar o cérebro e retina de Drosophila imagens ao vivo e imuno-histoquímica com foco em células fotorreceptoras. Primeiro, vamos mostrar como se preparar para dissecções cérebro. Em seguida, vamos demonstrar duas dissecções básicos comumente usado para imuno-histoquímica que formam a base para a preparação ao vivo. Estas duas preparações são o cérebro adulto e dissecções olho. Em seguida, vamos demonstrar a dissecções utilizado para geração de imagens ao vivo do cérebro adulto e em desenvolvimento, com ênfase na sua utilização para geração de imagens ao vivo de fotorreceptores. Finalmente, vamos descrever como nos tecidos imagem ao vivo e mostrar alguns exemplos de imagens ao vivo através de microscopia confocal de ressonância. 2. Preparação dissecção <ol><li> Para dissecções bom, você precisa de uma pinça afiada. Usando um bloco de nitidez ou de papel de areia muito fina (&gt; 1500), gentilmente passar o fórceps frente e para trás em cada lado até o fim do mês em um ponto bom. Usamos um padrão de pedra de afiar. Não iremos cobrir a técnica de sharpening aqui, mas note que uma pinça afiada são essenciais para dissecções ao vivo. Afiamos fórceps antes de cada dissecção. </li><li> Para dissecções cérebro adulto, coloque as moscas sobre uma almofada de CO 2 para anestesiá-lo e resolver o genótipo desejado. Para dissecções pupal, simplesmente chegar no frasco e remova cuidadosamente uma pupa com sua pinça, tomando cuidado para evitar quebrar o caso de pupa. </li><li> Umedeça um Kimwipe com água. Você vai usar isso durante a dissecção para remover detritos do seu fórceps. Posição de um prato de dissecação no palco de um estereoscópio e preenchê-lo com HL3 solução 1. Todos dissecações será realizado em HL3 para garantir que o tecido permanece vivo e saudável durante o processo de dissecção. Além disso, usamos um prato dissecção que tem uma cobertura inferior da Sylgard para proteger forceps durante a dissecção. </li><li> Agora, prepare fixação solução, se você pretende executar imuno-histoquímica. 180μL lugar de HL3 em um tubo de microcentrífuga 500μL. Adicionar 20μL de formaldeído 37% para obter uma solução de formol a 3,7%. </li><li> Finalmente, a posição da mão adequada é importante para dissecções bom. Com a posição boa mão, o fórceps será estável e capaz de controlada, movimentos sutis. Primeiro, coloque a pinça do lado do seu polegar. Em seguida, coloque o dedo indicador para baixo de tal modo que a ponta do dedo repousa no topo. Agora descansar ao lado da pinça do lado do seu dedo médio e passar para o prato dissecção. Fazer contato físico com o prato pelo seu polegar eo dedo médio. Enquanto descansava o polegar eo dedo médio no prato, planta o seu pulso no palco microscópio. Desta forma, você tem três pontos firmemente plantados nas superfícies durante a dissecção e agora é possível fazer manipulações muito sutil do fórceps. Esta técnica pode sentir um pouco estranho no início, mas com a prática, em breve você vai ser um mestre de dissecções cérebro. </li></ol> 3. Cérebro adulto <ol><li> No bloco de CO 2, orientar adultos uma mosca lado ventral com a cabeça longe de sua mão. Agarre o tórax logo abaixo da cabeça. Se feito corretamente, as pernas e se estenderá tromba. Durante a visualização sob um estereoscópio, pegue a tromba estendida com o fórceps para remover a cabeça. Descartar o corpo e submergir a cabeça. Reorientar sobre a cabeça submersa. A dissecção inteira será realizada sob solução. É muito importante para prender a cabeça com uma pinça em todos os momentos. Caso contrário, a cabeça irá flutuar e é difícil de recuperar. Se a cabeça se move fora de foco durante a dissecção, simplesmente movê-lo de volta para o plano focal sem ajustar o microscópio. Esta tarefa aparentemente simples pode ser difícil no início, mas mantendo sua cabeça em foco se tornará mais fácil ao longo do tempo. </li><li> Comece a dissecção pela primeira rasgar o tecido conjuntivo entre a tromba e os olhos. Lágrima no olho, mantendo firmemente com pelo menos um fórceps em todos os momentos. Esteja certo de que o dedo do fórceps está apenas abaixo da retina ou cutícula, para evitar danos no cérebro por baixo. Alternando direita e esquerda, use a sua pinça para arrancar a retina, trabalhando em direção a parte de trás da cabeça. Rasgar a retina vai aumentar as chances de que a lâmina permanece ligado ao lobo óptica ao longo deste dissecção. Continue em torno da parte traseira da cabeça, rasgando cutícula ao longo do caminho. Rasgam o outro olho e começar a se afastar cutícula. Enquanto você está pegando cutícula, você sabe que não está esmagando o cérebro! Com isto em mente, continue a puxar cutícula e retina afastado até que o cérebro é revelado. </li><li> Uma vez que o cérebro é visível, você pode começar a remover traquéia anexado para o cérebro (Fig. 1A). Continuar a puxar a traqueia e cutícula até o cérebro está isolado. Neste ponto, você deve redirecionar para o fundo do seu prato para tele restantes passos. Remover a traquéia restante porque seu cérebro pode flutuar de outra forma durante a lavagem de anticorpos durante a noite. Para geração de imagens de terminais fotorreceptoras, é desejável manter a lâmina, mas você precisa remover a retina, que contém os corpos celulares e pigmentos fortemente autofluorescent. Para fazer isso, puxe cuidadosamente os restos espessa e pigmentada celular sem danificar a lâmina. Esta é uma habilidade fina e requer prática. </li><li> O cérebro adulto pode ser mantido vivo por horas ou mesmo dias, utilizando as condições que vamos discutir na seção 6. Por imunohistoquímica, o cérebro adulto está pronto para ser fixado em formol. 2 Use um pipetteman P20 definido para 5μL para mover o cérebro adulto para a solução de fixação que você já preparado. Continue dissecar cérebros adultos por 20 minutos, o que deve render 10/04 cérebros. Deixe o cérebro em correção para um adicional de 40 minutos, no entanto, este tempo pode variar para a coloração ideal de anticorpos primários. Remover a solução de formaldeído e lavar os cérebros 3 vezes por 5 minutos cada, em 400μL de uma solução contendo PBS e 0,4% tritonX-100, a seguir denominada PBS-Triton. Depois de completamente de lavar a solução correção, você pode adicionar solução anticorpo primário. </li></ol> 4. Olho adulto <ol><li> Comece esta dissecção, como descrito para o cérebro adulto. Depois de submergir a cabeça e reorientar o microscópio, comece por rasgar o tecido conjuntivo entre a tromba e os olhos. Acima da tromba, separe a cutícula do olho. Agora, separado da cutícula da face inferior do olho, trabalhando em direção a parte de trás da cabeça. Com uma pinça, pegue o centro da parte traseira da cabeça. Com o outro, agarrar o olho e puxe. Permitir que o olho a se depositar no fundo do prato (Figura 1B). A lâmina provavelmente ainda ser anexados ao olho e pode ser usado para geração de imagens ao vivo dos terminais das células fotorreceptoras completamente intacto neste momento. Para continuar com imagens ao vivo de corpos celulares de fotorreceptores, vá para a seção 4.5. As próximas três seções explicam imunohistoquímica olho fixo. </li><li> Por imunohistoquímica, mover o olho para fixação usando uma solução pipetteman P20 definido para 5μL. Continue dissecar os olhos de adulto para um total de 10 minutos. Deixar os olhos em correção para um adicional de 30 minutos. Remover a solução e corrigir conduta lavagens, como descrito na dissecção cérebro adulto. </li><li> Se você deseja, em última análise a imagem da estrutura do olho ommatidial a lâmina deve ser removido agora. Devolver o olhar fixo para o seu prato dissecar e remover todas as células de gordura traquéia ou que ainda possam estar anexados. Em seguida, mantendo a parte externa do olho com uma pinça, retire a lâmina com o outro. Deve sair em uma única peça, expondo a cellbodies por baixo (Figura 1B). Tenha o cuidado de pegar a lâmina só! Caso contrário, corre o risco de separar os fotorreceptores da retina. </li><li> Usando um pipetteman P20, mover os olhos para 400uL PBS-Triton em um tubo de 500uL. Suavemente de rock-los a 4 graus durante a noite para remover o pigmento vermelho do autofluorescent fotorreceptores. No dia seguinte, você pode descartar a solução de lavagem e adicione a solução de anticorpo primário. </li><li> Para geração de imagens ao vivo de olhos adultos só usamos moscas adultas pharate, ou seja, pupas fase tardia pouco antes de eclosão. Nesta fase, os corpos fotorreceptoras cela separada dos terminais na lâmina durante a dissecção. </li><li> Adulto Pharate pupas têm bem definidas as asas, olhos, e cutícula visível através do caso de pupa. Selecione uma pupa e remover a porção anterior do caso pupal para expor a região da cabeça. Remova cuidadosamente a fina membrana interna que, adicionalmente, encerra a voar em desenvolvimento. Agarre a base da cabeça com o fórceps e puxar. Descartar o resto da pupa, mantendo a cabeça submersa. </li><li> Proceda como demonstrado na dissecção olho para imuno-histoquímica. Na fase adulta pharate, no entanto, os corpos de células fotorreceptoras irá separar mais facilmente a partir da lâmina, permitindo-lhe a imagem do corpo celular situado na retina. Além disso, a lâmina permanece ligado ao lobo óptico, permitindo-lhe a imagem da lâmina distal. Se você deseja a imagem da lâmina proximal, onde o terminal cartuchos de fotorreceptores pode ser visto, em seguida, executar a dissecção olho em uma mosca adulta, onde a lâmina é mais fortemente ligados aos olhos. </li></ol> 5. Desenvolvimento olho disco cérebro complexos <ol><li> O disco olho em desenvolvimento em 20% o desenvolvimento pupal (P +20%) tornou-se um favorito para imagens ao vivo em nosso laboratório, porque esta única camada de células relativamente grandes em desenvolvimento é facilmente observáveis ​​através de microscopia confocal. 3 </li><li> Para selecionar uma pupa de 20%, olhar para os túbulos de Malpighi, um ponto verde aparece abaixo do caso de pupa, pupa e evitar que um &quot;corpo negro&quot; 4. Depois de selecionar um submergir P +20% pupa, em HL3 em seu prato de dissecação e remova cuidadosamente uma porção anterior do saco pupal, tendo o cuidadopara não penetrar na fina membrana interna. Segure a membrana interna com o fórceps e separar. </li><li> Cuidadosamente visualizar o conteúdo liberado para encontrar o cérebro em desenvolvimento e os discos dos olhos que são bastante proeminentes (Fig. 1C). O olho complexo disco-cérebro é facilmente separados nesta fase de metamorfose. Isolar o cérebro no fundo do prato de dissecação. Separe cuidadosamente o cérebro central do lóbulo óptico. O disco lobo / olho óptica será utilizada na geração de imagens ao vivo. </li></ol> 6. Ao vivo Imaging: No microscópio <ol><li> Se desejar imagem por um curto período de tempo em apenas uma ou duas soluções, pode ser a imagem do seu tecido sobre uma lâmina de vidro. Neste caso, prepare o slide pela primeira camada na superfície com Sylgard usando as instruções do fabricante. Colocar 20μL HL3 no meio do slide. Transporte seu tecido dissecado em 20 mL adicional de HL3 ao slide. O tecido NUNCA deve ser exposto ao ar. Além disso, qualquer estresse ou tensão do manuseamento da pipeta ou tensão superficial solução deve ser evitado. </li><li> Para geração de imagens ao vivo, o tecido deve ser fixado firmemente com manipulação mínima e entre em contato. Nós firmemente a posição do cérebro usando a água-polimerização GluShield cola cirúrgica aplicada através de um microeletrodo, uma técnica de rotina usado em preparações embrionárias para eletrofisiologia 5. Obter um eletrodo de vidro como os puxou para gravações eletrofisiológicas. Quebrar a ponta e preencha com o fim GluShield usando pressão negativa gerada pela boca. Quebrar apenas o suficiente do eletrodo, que cola pode entrar. Agora uso de pressão positiva para aplicar uma pequena quantidade de cola para a Sylgard sob uma gota de HL3. Agora, definir rapidamente o tecido sobre a cola, mantendo a orientação desejada para a imagem ao vivo. Uma lente de imersão em água agora pode ser usado para geração de imagens. Se você quiser adicionar um corante membrana permeável, você pode adicioná-lo ao banho enquanto imagem. </li><li> Nós usamos um microscópio de varredura confocal Resonant que permite que imagens rápido com 6 fotobranqueamento reduzida. Para imagens durante longos períodos de tempo ou para soluções de câmbio totalmente ou várias vezes, usamos uma câmara de perfusão (Harvard IC30 confocal de imagem da câmara) que se conecta a uma bomba peristáltica que lentamente perfunde solução de cultura sobre o tecido vivo (Fig. 2A). Movimento de câmbio líquida constante e contato GluShield mínima reduzir o achatamento do tecido que tem sido observada ao longo de longos períodos de tempo 7. Note-se que para a imagem de períodos de tempo de desenvolvimento, o olho complexo disco-cérebro precisa permanecer intactos e deve ter o mínimo de contato com a cola. </li><li> Use uma lamínula revestido com uma gota de Sylgard que é raspada para torná-lo fino e liso. Dispensar 20μL HL3 para o centro da lamela e cola o tecido vivo para o Sylgard. Gerar uma junta que permitirá que as bolhas para passar através da câmara, sem expor o tecido ao vivo para o ar (Fig. 2B). A junta deve ser grossa o suficiente para evitar o esmagamento do tecido, mas fina o suficiente para trazer o tecido perto da lente do microscópio confocal; usamos 250μm em nossa instalação. Montar a câmara de perfusão, tomando cuidado para manter o tecido completamente submerso o tempo todo. Comece a perfusão inicialmente a uma taxa próxima 100μL por minuto usando uma bomba peristáltica. Esta velocidade é bastante rápido, dependendo da espessura da junta que define a altura da câmara. Para imagens na escala de horas, você pode precisar adicionar 20-hidroxiecdisona e antibióticos, mas não antifúngicos, e realizar a perfusão em velocidades muito mais baixas em torno de 10μl por minuto. Finalmente, o oxigênio da bolha que no meio de cultura que abastece a câmara de perfusão. </li></ol> 7. Resultados representativos: No final do nosso protocolo de vídeo mostramos um exemplo para geração de imagens ao vivo em células fotorreceptoras desenvolvimento, utilizando a preparação apresentados na Seção 5. Esta preparação leva vantagem de Drosophila transgênese para a célula, especificamente expressar repórteres fluorescentes. No exemplo mostrado, dois repórteres fluorescentes são expressos sob o controle do fotorreceptor driver específico GMR-Gal4 8: a membrana marcadas myrRFP eo marcador endossomal 2xFYVE-GFP 9. Conjuntos de dados de dois canais em 3D com uma caixa delimitadora de 70x70x17.5μm e um tamanho de voxel de 137x137x700nm (512x512x26) foram obtidos a cada 1 min. O filme mostra um plano selecionado ao longo do tempo neste conjunto de dados 4D que revela a dinâmica do tráfico intracelular endossomal e eventos fusão das vesículas. Imagens representativas para a preparação do tecido fixo do olho e lâmina são mostrados na fig. 3.

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Sondas fluorescentes usadas para criação de imagens Aqui nós descrevemos os pontos fortes e limitações da preparação do sistema Drosophila visual para uma seleção de sondas fluorescentes a partir de três classes: (1) Sondas que são adicionados a uma preparação tecido vivo exogenamente; (2) proteínas fluorescentes que são geneticamente codificados para os dois ao vivo e imagens fixas (3); corantes fluorescentes que são adicionadas ao tecido fixo para imuno-histoquímica. 1. Sondas exógenos: Lyso Tracker Verde DND-26 ou Red DND-99 (Invitrogen, Inc.) Estes são disponíveis comercialmente fluorescentes membrana permeável compostos que se acumulam em compartimentos fortemente acidificada na célula, o mais proeminente lisossomos, endossomos tarde, e autofagossomas. Lyso Tracker em concentrações nanomolar (que normalmente usam 50 nM) penetra na L3 e P disco olho +20% totalmente em menos de um minuto. Desde Lyso Tracker continuamente acumula e exerce um efeito alcalinizante, que imagem em menos de 5 minutos. Em contraste com os discos de olho, Lyso Tracker não penetra o cérebro sem rompimento do tecido. No entanto, cuidado rasgar da membrana externa permite a penetração de uma célula de alguns diâmetros no lóbulo óptico. Lysosensor DND-189 (Invitrogen, Inc.) Em contraste com Lyso Tracker, Lysosensor não se acumula em compartimentos acidificados, mas apresenta aumento de fluorescência em pH ácido. Lysosensor tem características de penetração que são muito semelhantes aos Lyso Tracker. Usamos Lysosensor a uma concentração de 1 Hm. 2. Sondas geneticamente codificado: Para muitos experimentos com imagens ao vivo, nós expressamos genes marcados com várias moléculas fluorescentes como GFP, TagRFP 10 ou o pHluorin pH-sensíveis 11 sob o controle do sistema binário expressão Gal4/UAS 12. Gal4 linhas que expressam em fotorreceptores em desenvolvimento incluem GMR-Gal4 (todos os fotorreceptores) 8 e mDelta0.5-Gal4 (desenvolvimento R4 e R7) 13. Vários subtipo específico Gal4 driver-linhas existem que usam diferentes promotores rodopsina 14. Particularmente útil sondas fluorescentes em imagens ao vivo são proteínas photoconvertible. Temos utilizado com sucesso Dendra2, uma proteína verde-vermelho monomérica photoconvertable 15. Note-se que Dendra2 é projetado para ser photoconvertible usando uma linha de 488nm Argon laser. No entanto, somos incapazes de alcançar a conversão usando a luz azul visível através do nosso set-up no modo de varredura ou confocal convencional ou ressonante. Em contraste, a conversão com laser de 405nm UV é eficiente. 3. Imuno-histoquímica: Para o olho adulto fixo, que muitas vezes escolher rodamina phalloidin (Invitrogen, Inc.) ou anti-Chaoptin (um anticorpo específico fotorreceptoras 16) para visualizar a estrutura rhabdomeric (Fig 1A). Uma boa maneira de analisar a estrutura do cartucho de lâmina é combinar anti-chaoptin 16, o marcador glial anti ébano-17 e anti-sec6 18 (Fig. 1B). Como mostrado na figura. 3, esta combinação de anticorpos distingue os principais pré-sináptico (chaoptin) e pós-sináptico (sec6) processos, bem como glia epiteliais (ebony) na lâmina 19. Montagem da Câmara de Perfusão Para geração de imagens ao vivo, nós empregamos uma câmara de perfusão que permite a troca lenta de soluções sem atrapalhar a preparação do tecido. Uma demonstração de reunião de câmara de perfusão está incluído no vídeo e esquematicamente mostrado na Figura 2. Assembleia da câmara de perfusão é ilustrada na Figura. 2A. Comece colocando a junta sobre a primeira amostra, e então continuar com a montagem como mostrado. A finalidade da junta é criar um espaço entre a base da câmara ea tampa, um espaço dentro do qual o tecido é selado e através do qual a solução de fluxo. O espaço dentro da junta deve incluir a entrada (solução entra aqui), a preparação do tecido, e na tomada através do qual a solução deixa a câmara. Duas características da junta são fundamentais: primeiro, a junta deve ser grossa o suficiente para o cérebro ainda fina o suficiente para permitir que imagens com uma lente de alta resolução. A espessura da junta ideal depende de set-up parâmetros específicos. Segundo, um entalhe no junta fornece um compartimento que permite que uma bolha para passar sem entrar em contato com a amostra (Fig 2B). Imagens ao microscópio Nós usamos um 63x (abertura 1.3) lente de imersão de glicerina para a câmara de perfusão ou uma lente de imersão 63x de água diretamente no meio de cultura em um slide. As lentes de glicerina fornecer mais trabalho à distância que as lentes de petróleo. Nós usamos um microscópio de varredura confocal ressonante que verifica a taxas muito mais rápido do que um scanner convencional (8000 Hz 1400 Hz em relação, respectivamente). Digitalização de ressonância permite 3-dimensional gravações ao longo do tempo em fastquadro de taxas de er. Além disso, maiores velocidades de varredura a laser reduzem significativamente fototoxicidade 6, que é uma grande preocupação para as verificações repetidas de tecido vivo. Um balanço da intensidade do laser e tensão PMT (ganho) deve ser alcançada para maximizar o sinal, minimizando o ruído e fotodegradação. Uma consideração importante ainda é que a quantidade de impacto laser em uma determinada região é determinada por resolução e zoom. Por exemplo, uma região de escolha é digitalizado com a mesma resolução de 256x256, zoom de 2x como em 512x512, zoom de 1x, mas a velocidade máxima de imagem possível viver é 4 vezes mais rápida, 256x256, zoom de 2x. Para registrar a atividade de rapidamente mover compartimentos intracelulares, conseguimos gravado com as seguintes configurações: 5 quadros por z-stack a uma taxa de um z-stack por 10 segundos com uma velocidade de digitalização de 8000 Hz e uma média de linha de 2x. Para as sessões de imagem muito sobre a escala de horas, muitas vezes reduzir a taxa de quadros para um por vários minutos e escolher áreas maiores como a preparação é mais provável a mudar. Drosophila Anatomy Sistema Visual A Figura 3 mostra a anatomia do olho adulto Drosophila (Fig. 3A), o cérebro adulto (Fig. 3B), e os 20% -25% pupal olho complexo disco / cérebro (Fig. 3C). Figura 3A ilustra o olho adultos com e sem a lâmina e células de gordura em anexo. Durante a dissecção dos olhos de adultos, a lâmina, que está no centro do olho situado em uma bacia formada pelos corpos celulares fotorreceptor (esquerda), deve ser removido sem perturbar os corpos celulares por baixo (à direita). Para a dissecção do cérebro adulto, a pessoa deve ser capaz de distinguir os corpos celulares fotorreceptor, a lâmina, o lobo óptico, o cérebro central, e traquéia (Fig. 3B). Os fotorreceptores e traquéia precisam ser removidos para esta dissecção, deixando a lâmina anexado ao lobo óptico. Para ajudar na identificação do complexo olho pupal 20-25% do disco / cérebro, uma imagem ao vivo é apresentado na Figura 3C. <img src="/files/ftp_upload/1936/1936fig1.jpg" alt="Diagrama de anatomia neural mostrando cérebro, lobo óptico, corpos celulares; dissecção da lâmina, fotorreceptores." data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. (A) cérebro adulto. (B) dos olhos dos adultos. (C) 20% -25% pupal complexo eye-disc/brain. <img src="/files/ftp_upload/1936/1936fig2.jpg" alt="Diagrama de configuração microfluídica com fluxo de amostra, lente objetiva, entradas, saídas, bomba, junta, base." data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. (A) de montagem da câmara de perfusão e (B) posicionamento da junta relativa à amostra. <img src="/files/ftp_upload/1936/1936fig3.jpg" alt="Imagens de microscopia fluorescente; estruturas celulares, marcadores verdes/vermelhos, comparação experimental." data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. (A) coloração Adulto rhabdomere usando anti-chaoptin. (B) a coloração da lâmina de adultos usando anti-chaoptin (verde, fotorreceptores), anti-ébano (vermelho, glia), e sec6 (azul, interneurônios).

Equipamentos especiais: <ol><li> Âmbito dissecção: Leica Mz12.5 com câmera digital </li><li> Leica TCS SP5 Microscópio Confocal Tandem Scanner para digitalização convencional e ressonância ao vivo microscopia de imagem, incluindo azul (488nm), verde (561nm), laranja (594nm) e vermelho-distante (633 nm), bem como lasers 63x especiais, 1,4 de glicerina e um 63x, lentes de 1,3 imersão em água. </li><li> Harvard Instruments modelo da bomba Confocal Imagem Câmara RC-30 e peristálticas 720 </li><li> Sutter Pipetar extrator P-97 </li><li> Software: Amira 5.2, Imagem Visage </li></ol>

preparação de desenvolvimento e adultos drosophila brains e retina de imagens ao vivo

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

O<em&gt; Drosophila</em&gt; Cérebro e do sistema visual são amplamente utilizados sistemas modelo para estudar o desenvolvimento neuronal função, e degeneração. Aqui nós mostramos três preparações do cérebro e do sistema visual que cobrem o vão do desenvolvimento de olho complexo disco-cérebro no desenvolvimento de pupas de olho individual e dissecção do cérebro de moscas adultas. Todos os protocolos são otimizados para a cultura viva dos preparativos. No entanto, apresentamos também as condições para a imunohistoquímica tecido fixado, quando aplicável. Finalmente, vamos mostrar imagens ao vivo as condições para estas preparações usando convencional e ressonância 4D imagem confocal viver em uma câmara de perfusão. Juntos, estes protocolos proporcionam uma base para geração de imagens ao vivo em diferentes escalas de tempo variando de ensaios funcionais intracelulares na escala de minutos para os processos de desenvolvimento ou degenerativa na escala de muitas horas.

Este protocolo descreve três<em&gt; Drosophila</em&gt; Preparações: 1) dissecção cérebro adulto, 2) dissecção retina adulta e 3) desenvolvimento de olho disco cérebro dissecção complexos. A ênfase é colocada sobre técnicas de preparação e condições especiais para imagens ao vivo, apesar de todas as preparações podem ser usados ​​para imuno-histoquímica do tecido fixo.

Preparação de Desenvolvimento e Adultos Drosophila Brains e retina de imagens ao vivo

O cérebro e o sistema visual da Drosophila são sistemas modelo amplamente utilizados para estudar o desenvolvimento, a função e a degeneração neuronal. Aqui, apresentamos três ...

Como vocês, neste vídeo, demonstrarei como preparar cérebros e retinas para imagem viva e imunohistoquímica com foco em células fotorreceptoras. Primeiro, mostrarei como se preparar para as dissecações cerebrais. Em seguida, demonstrarei três dissecações diferentes: o cérebro adulto, a retina adulta e o olho em desenvolvimento.Para cada um desses, o tecido pode ser fixado para imunohistoquímica ou imaging in vivo. Por fim, descreverei como realizamos o imaging de tecidos vivos e mostrarei alguns exemplos de imageamento in vivo utilizando microscopia confocal com varredura por ressonância. Então, vamos começar.Para as seções de boa qualidade, você precisa de pinças afiadas. Usando uma pedra de afiar ou uma lixa muito fina, passe suavemente a pinça para frente e para trás em cada lado até que as pontas se encontrem. Em pontas finas, utilizamos uma pedra de afiar padrão.Não abordarei a técnica de afiação aqui, mas direi que pinças afiadas são essenciais para dissecações em animais vivos. Afiamos as pinças diariamente para dissecações de cérebros de adultos. Coloque as moscas em uma placa de CO2 para anestesiá-las e separe o genótipo desejado.Para dissecações de pupas, basta colocar a pinça no frasco e remover cuidadosamente uma pupa, tomando cuidado para não quebrar o invólucro da pupa. Amasse uma toalha de papel e umedeça-a com água. Você usará isso durante a dissecação para remover detritos da sua pinça.Posicione uma placa de dissecação sobre a platina de um estereomicroscópio e preencha-a com solução HL3. Todas as dissecações serão realizadas em HL3 para garantir que o tecido permaneça vivo e saudável durante o procedimento de dissecação. Além disso, gosto de usar uma placa de dissecação que tenha uma cobertura inferior de Sylgard para proteger minhas pinças durante a dissecação.Agora, prepare uma solução fixadora. Se você pretende realizar imunohistoquímica, coloque 180 microlitros de HL3 em um tubo microcentrífuga de 500 microlitros.Adicione 20 microlitros de formaldeído a 37% para obter uma solução de formaldeído a 3,7%. Por fim, a posição correta das mãos é importante para bons dissecções com boa posição das mãos. Suas pinças estarão firmes e capazes de movimentos sutis controlados.Primeiro, coloque a pinça ao lado do polegar, depois desça o dedo indicador diretamente para que a ponta do dedo repouse por cima. Agora, apoie o lado da pinça ao lado do dedo médio e mova-se para a bandeja de dissecação. Estabeleça contato físico com a bandeja usando o polegar e o dedo médio, mantendo o polegar e o dedo médio apoiados na bandeja.Posicione seu punho sobre a platina do microscópio. Assim. Você tem três pontos firmemente apoiados nas superfícies durante a dissecação, o que agora permite realizar apenas movimentos muito sutis da pinça.No suporte de CO2. Posicione uma mosca adulta com o lado ventral voltado para cima e a cabeça afastada da sua mão. Segure o tórax logo abaixo da cabeça.Se feito corretamente, as pernas e o probóscide se estenderão ao serem observadas sob um estereomicroscópio; segure o probóscide estendido com sua pinça para remover a cabeça, descarte o corpo e submerja a cabeça. Reajuste o foco para a cabeça submersa. Toda a dissecação será realizada sob solução.É muito importante segurar a cabeça com a pinça o tempo todo. Caso contrário, a cabeça flutuará. E lembre-se, uma cabeça flutuante é sempre difícil de recuperar.Se a cabeça sair do foco durante a dissecação, mova-a de volta para o plano focal sem ajustar o microscópio. Essa tarefa aparentemente simples pode ser difícil no início, mas manter a cabeça em foco tornar-se-á mais fácil com o tempo. Inicie a dissecação rasgando primeiro o tecido conjuntivo entre o probóscide e o olho.Puxe o olho enquanto o segura firmemente com pelo menos uma pin&ccedil;a o tempo todo. Certifique-se de que a ponta da pin&ccedil;a esteja logo abaixo da retina ou cut&iacute;cula. Para evitar danificar o c&eacute;rebro subjacente, alterne entre os lados esquerdo e direito.Use a pinça para rasgar a retina, trabalhando em direção à parte traseira da cabeça. Rasgar a retina aumentará as chances de a lâmina permanecer aderida ao lobo óptico. Durante toda a dissecação, continue ao redor da parte traseira da cabeça, rasgando o cutículo ao longo do caminho, atravesse o outro olho e comece a puxar o cutículo para longe.Desde que você esteja puxando a cutícula, sabe que não está esmagando o cérebro. Com isso em mente, continue puxando a cutícula e a retina até que o cérebro seja exposto. Uma vez que o cérebro esteja visível, você pode começar a remover a traqueia ligada ao cérebro; continue puxando-a, juntamente com a traqueia e a cutícula, até que o cérebro esteja isolado.Neste momento, você deve refocar para a parte inferior da sua placa para as etapas restantes da obtenção de imagens dos terminais fotorreceptores. É desejável manter a lâmina, mas é necessário remover a retina, que contém os corpos celulares e o pigmento fortemente autofluorescente. Para isso, puxe cuidadosamente os restos dos corpos celulares em forma de arbusto sem danificar a lâmina.Esta é uma habilidade mais refinada e exige prática. Remova a traqueia remanescente. Como seu cérebro pode flutuar durante as lavagens com anticorpos durante a noite, o cérebro adulto pode ser mantido vivo por horas ou mesmo durante a noite utilizando condições que discutirei na seção sete. Para imunohistoquímica, o cérebro adulto agora está pronto para ser fixado e submetido à formaldeído.Use uma pipeta P20 ajustada para cinco microlitros para transferir o cérebro adulto para a solução de fixação que você já preparou. Continue a dissecar cérebros adultos por 20 minutos, o que deve render de quatro a dez cérebros. Deixe os cérebros em repouso e em fixação por mais 40 minutos.No entanto, essa duração pode variar. Para uma coloração ideal com anticorpo primário, remova a solução de formaldeído e lave os cérebros três vezes, por cinco minutos cada, com 400 microlitros de uma solução contendo PBS e 0,4% TRITON X-100, doravante denominada PBS Triton. Após a remoção completa da solução fixadora, você pode adicionar a solução de anticorpo primário.Inicie esta dissecação conforme descrito para o cérebro adulto. Após submergir a cabeça e refocar o microscópio, comece rasgando o tecido conjuntivo entre o probóscide e o olho acima do probóscide. Separe a cutícula do olho. Agora, separe a cutícula da face inferior do olho, trabalhando em direção à parte traseira da cabeça com uma pinça.Segure o centro da parte de trás da cabeça para esta dissecação. É aceitável esmagar o cérebro com a outra pinça. Segure o olho e puxe para separá-lo.Deixe o olho assentar no fundo da placa. A lâmina provavelmente ainda estará aderida ao olho e pode ser usada para imagem em tempo real dos terminais dos fotorreceptores a partir de células fotorreceptoras completamente intactas. As próximas três seções explicam como preparar o olho para imunohistoquímica.Para imunohistoquímica, transfira o olho para a solução fixadora. Usando uma pipeta P20 Petman ajustada para cinco microlitros, continue a dissecção dos olhos adultos por um total de 10 minutos. Deixe os olhos em repouso e fixe por mais 30 minutos.Remova a solução fixadora e realize as lavagens conforme descrito na dissecação de cérebro adulto. Se você deseja, no fim, obter imagens da estrutura material do olho, então ele deve ser removido. Agora, retorne os olhos fixados para o seu recipiente de dissecação e remova qualquer traqueia ou células adiposas que ainda possam estar aderidas.Em seguida, segurando a parte externa do olho com uma pinça, remova a lâmina com a outra. Ela deve sair inteira, expondo os corpos celulares subjacentes. Tenha cuidado para agarrar apenas a lâmina; caso contrário, há risco de destacar os corpos celulares da retina.Usando uma pipeta P20, transfira os olhos para 400 microlitros de PBS com Triton em um tubo de 500 microlitros. Agite suavemente a 4 graus durante a noite para remover o pigmento vermelho autofluorescente dos fotorreceptores no dia seguinte. Você pode descartar a solução de lavagem e adicionar o anticorpo primário para imagem em tempo real de olhos adultos sem a lâmina.Utilizamos apenas moscas adultas de furão, que são estágios tardios de pupa pouco antes da ecdise. Nesta fase, os corpos celulares dos fotorreceptores se separam dos terminais na lâmina durante a dissecação de furão. Pupas adultas possuem asas, olhos e cutícula bem definidos, visíveis através do caso pupal.Selecione uma pupa e submerja-a em HL três. Remova a porção anterior do cápsula pupal para expor a região da cabeça. Remova cuidadosamente a membrana interna fina que adicionalmente envolve a mosca em desenvolvimento.Segure a base da cabeça com sua pinça e puxe. Descarte o resto da pupa mantendo a cabeça submersa. Prossiga conforme descrito na dissecação do olho para imunohistoquímica no estágio adulto recém-emergido.No entanto, os corpos celulares dos fotorreceptores se destacarão mais facilmente da lâmina, permitindo que você visualize os corpos celulares acomodados na retina. Além disso, a lâmina permanece ligada ao lobo óptico, possibilitando a visualização da lâmina distal. Se desejar visualizar a lâmina proximal, onde podem ser observados os cartuchos terminais dos fotorreceptores, realize a dissecação ocular em uma mosca adulta, na qual a lâmina está mais firmemente aderida ao olho.O disco ocular em desenvolvimento com 20% de desenvolvimento da pupila tornou-se favorito para imagens em tempo real em nosso laboratório. Porque esta única camada de células em desenvolvimento relativamente grandes é facilmente observável usando microscopia confocal. Para selecionar uma pupa de 20%, procure pelos túbulos de Ian, uma mancha verde que aparece sob a cápsula pupal, e evite pupas que tenham um corpo escuro, o qual se forma após o desenvolvimento de 20% da pupila.Após selecionar uma pupa, mergulhe-a em HL3 no seu recipiente de dissecação e remova cuidadosamente uma porção anterior da bolsa pupal, tomando cuidado para não perfurar a fina membrana interna. Segure a membrana interna com sua pinça e puxe-a para abri-la.Procure cuidadosamente entre o conteúdo liberado para encontrar os discos cerebrais e oculares em desenvolvimento, que são bastante proeminentes. Isole o cérebro na parte inferior da placa de dissecação. Separe cuidadosamente o cérebro central do lobo óptico.O complexo do disco I do lobo óptico será usado para imagem viva. Se desejar realizar a imagem por um curto período de tempo em apenas uma ou duas soluções, você pode imaginar seu tecido em uma lâmina de vidro. Nesse caso, prepare a lâmina revestindo primeiro a superfície com Sylgard, seguindo as instruções do fabricante.Coloque 20 microlitros de HL três no centro da lâmina. Transfira seu tecido dissecado em 20 microlitros adicionais de HL três para a lâmina. O tecido nunca deve ser exposto ao ar.Além disso, qualquer estresse ou tensão decorrente da manipulação da pipeta deve ser evitado. Para o imageamento em tempo real, o tecido deve ser firmemente fixado. Obtenha um eletrodo de vidro semelhante aos puxados para gravações eletrofisiológicas.Quebre a ponta e preencha a extremidade com cola usando pressão negativa de ar gerada pela boca; quebre apenas o suficiente do eletrodo para que a cola possa penetrar. Agora, use pressão positiva para aplicar uma pequena quantidade de cola no batente, sob uma gota de HL três. Em seguida, posicione rapidamente o tecido sobre a cola, mantendo a orientação desejada para a imagem em tempo real.Agora pode-se usar uma objetiva de imersão em água para a aquisição de imagens. Se desejar adicionar um corante permeável à membrana, você pode adicioná-lo ao banho. Durante a aquisição de imagens por períodos prolongados ou para trocar completamente as soluções ou várias vezes, utilizamos uma câmara de perfusão conectada a uma bomba peristáltica que lentamente perfunde a solução de cultura sobre o tecido vivo.Utilize uma lamínula revestida com uma gota de Sylgard que foi aparada para torná-la fina e plana. Dispense 20 microlitros de HL3 no centro da lamínula. Coloque o tecido vivo sobre a lamínula e fixe-o com cola ao Sylgard.Gere uma junta que permita a passagem de bolhas pela câmara sem expor o tecido vivo ao ar. A junta deve ser espessa o suficiente para evitar esmagar o tecido, mas fina o suficiente para manter o tecido próximo à lente do microscópio confocal. Monte a câmara de perfusão tomando cuidado para manter o tecido completamente submerso em todos os momentos.Assim, as trocas de solução podem ser realizadas a taxas de até 100 microlitros por minuto. Para imagens em uma escala de horas, pode ser necessário adicionar 20 hydroxy Dyson e antibiótico, mas não antifúngico, e realizar a perfusão em velocidades muito mais lentas, cerca de 10 microlitros por minuto. Além disso, borbulhamos oxigênio no meio de cultura que alimenta a bomba peristáltica.Agora você possui todas as habilidades necessárias para a dissecação bem-sucedida do cérebro e da retina de drosófila. Além disso, pode obter imagens de discos oculares em desenvolvimento ou de fotorreceptores adultos vivos. Então, obrigado por assistir e boa sorte com seus experimentos.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

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