Name: Preparação do Tecido Cerebral de Rato imunomicroscopia (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-07-20T17:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 47 s
Description: Aprenda a preparar tecido cerebral de rato para imunomicroscopia eletrônica usando perfusão transcardíaca, imunoperoxidase e cortes ultrafinos. Este método permite visualizar a distribuição proteica com alta resolução espacial no sistema nervoso central.

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Agradecemos a Shao-Ming Lu e Harris A. Gelbard para o uso de uma bomba peristáltica e vibratome, bem como Karen L. Bentley e Gayle Schneider no Electron Microscope Facility Núcleo de Pesquisa da Universidade de Rochester Medical Center para assistência técnica. Este trabalho foi financiado por concessões do NIH (EY019277), Fundação Whitehall, Burroughs Wellcome Fund, e Alfred P. Sloan Foundation para AKM. M.-È.T. é financiado por um de Fonds la recherche en santé du Québec (FRSQ) prêmio de treinamento pós-doutorado.

1. Perfusão animais <ol><li> No dia antes da perfusão, prepare: - 2 L de tampão fosfato (PB; 100 mM, pH 7,4) e 1 L de sódio tampão fosfato (PBS, 0,9% NaCl em 50 mM PB, pH 7,4) em água destilada duas vezes. Armazenar o PBS e 1L de PB a 4 ° C. Estes serão usados ​​para a perfusão e incorporação de pré-imunocitoquímica. - Solução de 1L de paraformaldeído 4,0% (PFA, pH 7,4) fixador, o que permitirá a perfusão de 6 camundongos. Para o efeito, aquecer 1 L de PB sob uma coifa. Pesar 40 g de paraformaldeído granular (PFA) e despeje na solução PB quando atinge 60 ° C. Quando a solução é clara, com o PFA completamente dissolvido, arrefecer à temperatura ambiente (RT) e armazenar a 4 ° C. </li><li> No dia da perfusão, preparar 500 mL de solução de acroleína 3,5% em PB sob uma coifa. Então, filtrar a acroleína 3,5% e 4,0% PFA soluções utilizando papel de filtro. </li><li> Para anestesia mouse, injetar pentobarbital sódico (80 mg / kg) para o peritônio com uma calibre 27 ½ "agulha. </li><li> Durante a perfusão, 50 mL de PBS, 75 ml de acroleína, e 150 mL de PFA serão seqüencialmente passam para a circulação mouse. Para configurar a bomba peristáltica, encha o tubo com PBS e fixar um calibre 23 ¾ "agulha borboleta em uma extremidade. Mergulhe a outra extremidade do tubo na solução de perfusão (PBS, acroleína ou PFA). Definir a velocidade da peristáltica bomba para 20-25 mL / min para os ratos jovens e adultos. Durante a perfusão, evitar cuidadosamente as bolhas de ar que formam na tubulação. </li><li> Espere até que o rato anestesiado não responde mais a estímulos dolorosos, como uma pitada de cauda, ​​antes de prosseguir. Coloque o animal em uma bandeja de dissecação e corrigir as patas com fita. Com uma pinça e tesouras, abrir a pele e cavidade torácica para expor o coração. Para minimizar a isquemia cerebral, a perfusão deve ser iniciada rapidamente. Corte aberto o átrio direito com uma tesoura pequena e iniciar a bomba peristáltica. Enquanto mantém o coração com uma pinça, insira a agulha borboleta no ápice do ventrículo esquerdo. </li><li> Ao mudar solução, parar a bomba peristáltica, a transferência da tubulação de uma solução para outra, e reiniciar a bomba imediatamente. </li><li> Quando 150 mL de PFA passou, parar a bomba peristáltica. Com uma tesoura pequena, corte a cabeça, abrir a pele e quebrar o crânio entre os olhos. Usando uma pinça pequena, com cuidado pegue pequenos pedaços de crânio até o cérebro pode ser facilmente removido. Pós-fix o cérebro por 2 horas a 4 ° C em PFA. Lavar 3 vezes 10 minutos em PBS. </li><li> Imediatamente cortar o cérebro em transversal (50 seções mm de espessura) em ice-cooled PBS usando um vibratome. Com um pincel fino, a transferência de seções selecionadas para imunocitoquímica em um frasco de vidro contendo PBS. Armazenar os restantes secções a -20 ° C em crioprotetor (30% de etileno glicol e glicerol 30% em PBS) por até vários anos. </li></ol> 2. Pré-incorporação imunocitoquímica <ol><li> Para imunocitoquímica, as seções são processados ​​livremente flutuando em frascos de vidro. Durante todo o processo, é preciso evitar cuidadosamente deixando seções secar. </li><li> Primeiro, remova a PBS usando uma pipeta de transferência e substituir imediatamente com uma nova solução de borohidreto de sódio a 0,1% em PBS por 30 minutos em temperatura ambiente. </li><li> Enxágüe seções com PBS três vezes 10 minutos, retirando todas as bolhas, e incubar por 2 horas em temperatura ambiente em uma solução de bloqueio de PBS contendo 0,5% de gelatina e 5% de soro normal do animal em que o anticorpo secundário foi gerado (soro de cabra normal em presente exemplo da imunocoloração por Iba1). </li><li> Incubar durante 48 horas com o anticorpo primário em solução de bloqueio. Para Iba1 imunomarcação, utilize o anticorpo de coelho anti-Iba1 (1:1000). </li><li> Enxágüe seções com PBS três vezes 10 minutos e incubar em anticorpo secundário conjugado com biotina (1:1000) em solução de bloqueio por 2 horas em temperatura ambiente. Para Iba1 imunocoloração, use cabra anti-coelho IgGs. </li><li> Enxágüe seções com PBS três vezes 10 minutos e incubar em estreptavidina-peroxidase (1:1000) em solução de bloqueio por 1 hora em temperatura ambiente. </li><li> Enxágüe seções com PBS 10 minutos e com Tris / HCl-buffered saline (TBS, 50 mM, pH 7,4) duas vezes 10 minutos. Para revelar a rotulagem, incubar seções com DAB 0,05% e peróxido de hidrogênio 0,01% em TBS (solução recentemente preparada). Quando a coloração é marrom-escuro (veja o exemplo na Figura 1), parar a reação por lavagem em TBS. Em qualquer caso, a reação final após um máximo de 5 minutos. Enxágüe seções com TBS 10 minutos e com PB 2 vezes de 10 minutos. </li></ol> 3. Processamento para microscopia eletrônica <ol><li> Transferência de seções em PB em uma placa de cultura com vários poços usando um pincel fino. Prepare a solução de tetróxido de ósmio 1% em PB sob um capuz fumegante. Remover PB dos poços da placa de cultura e difundir as seções planas com um pincel fino. Seções mergulhadas imediatamente em ósmio 1% por 30 minutos em temperatura ambiente. </li><li> Transferir as seções em frascos de vidro, lave com PB 3 vezes 10 minutos, e desidratar até 2 minutos para imersões ascendente concentrações de etanol: 2 vezes 35%, 1 vez cada um dos 50%, 70%, 80%, 90%, e 95 %, 3 vezes 100%, seguido por três vezes óxido de propileno. </li><li> Para preparar a resina Durcupan, combine 20 g do componente A, 20 g do componente B, 0,6 g do componente C e 0,4 g do componente D em um copo descartável, misture bem até que a cor se torna uniforme, e despeje em uma lata de alumínio pesam prato. Se necessário, blocos de resina podem ser preparados por vazamento de resina em moldes de incorporação e cura em um forno de 55 ° C durante 48-72 horas. </li><li> Usando um pincel fino lavado com óxido de propileno, remova as seções do óxido de propileno e mergulhe na resina Durcupan para impregnação durante a noite a RT. </li><li> No dia seguinte, coloque o prato de alumínio pesam em um forno de 55 ° C por 10 minutos para amolecer a resina. Usando uma escova lavados com óxido de propileno, um filme de revestimento incorporando Aclar com uma fina camada de resina, estabelecer as seções, cubra com outro filme de incorporação, e distribuir pesos leves (cerca de 2 g, por exemplo as tampas de plástico de frascos de vidro) em cima para ajudar a espalhar a resina. Para polimerização da resina, incubar no forno por 48-72 horas (a 55 ° C). </li><li> Após a polimerização, remover os pesos leves e incorporação de filme no topo das seções. Sob um microscópio binocular, selecionar áreas de interesse quadrados (cerca de milímetro 2x2) e com cuidado especial sobre o consumo-los do filme usando uma lâmina de barbear. </li><li> Cole as áreas de interesse na ponta de blocos de resina usando Superglue e cura no forno 55 ° C por 1 hora. </li><li> Em preparação para corte, cortar o bloco de resina com a forma de um trapézio isósceles com uma lâmina de barbear. </li><li> Utilizando um ultramicrótomo e uma faca de vidro, remover a cola e resina na superfície do tecido. Preencha o barco da faca de vidro com água bidestilada e cortar alguns semi-finos (0,5-1 mm de espessura). </li><li> Transferir as seções para um slide SuperFrost com um laço perfeito. Seca das seções, colocando o slide em uma placa de aquecimento a 80 ° C por 1 minuto. Cubra com algumas gotas de 0,1% mancha azul de toluidina (2 g de borato de sódio e 0,2 g azul de toluidina em 200 mL de água bidestilada) por 1 minuto. Lavar o excesso de corante com água destilada duas vezes. Exame das seções com um microscópio de luz permitirá distinguir o tecido manchado a partir da resina (Figura 2). </li><li> Retomar o corte até a fronteira entre o tecido e resina alcança o meio das seções. Note que o procedimento a seguir exige treinamento. Substituir a faca de vidro com uma faca de diamante e preencha o barco com água destilada duas vezes. Prata para cortar seções prata-ouro ultrafinos (60-80 nm de espessura) e cuidadosamente coletá-los em grades de cobre de malha fina usando uma pinça invertida. Seca das grades em um papel de filtro. </li><li> Para melhorar o contraste, as seções ultrafinas podem ser marcadas com citrato de chumbo (0,03 g citrato de chumbo e 0,1 mL de hidróxido de sódio 10N em 10 mL de água bidestilada 1). Usando uma pinça fina invertida, a transferência de uma grade para uma gota de citrato de chumbo por 2 minutos. Retire a grelha e delicadamente enxágüe em três banhos sucessivos de água destilada duas vezes. Por fim, seque as grades de um filtro de papel e guarde-os em uma caixa de grade, até o exame microscópico de elétrons (Figuras 3-6). </li></ol> 4. Resultados representante <img src="/files/ftp_upload/2021/2021fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Iba1 manchada de secção no nível de luz microscópica. A distribuição celular de Iba1 é restrito a microglia, que mostra a especificidade da imunomarcação. Barra de escala = 100 mm. <img src="/files/ftp_upload/2021/2021fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Toluidina azul manchado de seção semi-fina no nível de luz microscópica. Nota da fronteira entre o tecido e resina onde a imunomarcação aparecerá mais intensa no microscópio eletrônico. <img src="/files/ftp_upload/2021/2021fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Ultrafinos seção mostrando Iba1-imunopositivas pericário microglial e processos ao nível da microscopia eletrônica. Iba1 positivo elementos estruturais são reconhecidos por sua imunoperoxidase-DAB precipitar elétron-denso. Barra de escala = 2 m. <img src="/files/ftp_upload/2021/2021fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Ultrafinos seção exibindo Iba1-imunopositivas processos microglial de tamanhos e formas diferentes ao nível da microscopia eletrônica. Barra de escala = 2 m. e 5 "/&gt; Figura 5. Ultrafinos secção que mostra a maior ampliação de um processo Iba1 positivo microglial na Figura 4, permitindo a identificação de suas organelas intracelulares. Barra de escala = 1 mícron. <img src="/files/ftp_upload/2021/2021fig6.jpg" alt="Figura 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"> Figura 6. Secção ultrafinos revelando a maior ampliação das relações entre um processo ultra-Iba1 positivo microglial e elementos próximos de neuropil incluindo sinapses. Barra de escala = 1 Hm.

<ol><li>Venable, J. H., Coggeshall, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simplified+lead+citrate+stain+for+use+in+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A simplified lead citrate stain for use in electron microscopy.</a> J Cell Biol. 25, 407-407 (1965).</li>
<li>Riad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somatodendritic+localization+of+5-HT1A+and+preterminal+axonal+localization+of+5-HT1B+serotonin+receptors+in+adult+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Somatodendritic localization of 5-HT1A and preterminal axonal localization of 5-HT1B serotonin receptors in adult rat brain.</a> J Comp Neurol. 417 (2), 181-181 (2000).</li>
<li>Tremblay, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization+of+EphA4+in+axon+terminals+and+dendritic+spines+of+adult+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Localization of EphA4 in axon terminals and dendritic spines of adult rat hippocampus.</a> J Comp Neurol. 501 (5), 691-691 (2007).</li>
<li>Tremblay, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+course+of+EphA4+cellular+and+subcellular+localization+in+the+postnatal+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Developmental course of EphA4 cellular and subcellular localization in the postnatal rat hippocampus.</a> J Comp Neurol. 512 (6), 798-798 (2009).</li>
<li>Bouvier, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pre-synaptic+and+post-synaptic+localization+of+EphA4+and+EphB2+in+adult+mouse+forebrain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Pre-synaptic and post-synaptic localization of EphA4 and EphB2 in adult mouse forebrain.</a> J Neurochem. 106 (2), 682-682 (2008).</li>
<li>Bouvier, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EphA4+is+localized+in+clathrin-coated+and+synaptic+vesicles+in+adult+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">EphA4 is localized in clathrin-coated and synaptic vesicles in adult mouse brain.</a> J Neurochem. , (2010).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Aqui nós descrevemos um protocolo para a preparação do tecido cerebral do rato para imunomicroscopia que oferece um excelente compromisso entre a preservação ultraestrutural e detecção imunocitoquímica ideal, quando os procedimentos são rigorosamente executado. Combinado com o TEM, este método permite distinguir elementos celulares com poucas características e critérios de identificação. Em particular, a coloração de imunoperoxidase DAB-de Iba1 permite identificar perikarya microglial e proc...

* Deve-se sempre trabalhar sob um exaustor e usar luvas ao manusear nitrilo acroleína, paraformaldeído, e ósmio e também deve dispor de seus resíduos de forma adequada.

preparação do tecido cerebral de rato imunomicroscopia

Preparation of Mouse Brain Tissue for Immunoelectron Microscopy

Microscopia eletrônica de transmissão (TEM) é extremamente útil para visualizar microglial, oligodendrocytic, astrocíticos e neuronal compartimentos subcelulares (dendrito, espinha dendrítica, axônio, axônio terminal, pericário), bem como suas organelas e do citoesqueleto intracelular no sistema nervoso central em alta resolução espacial. Combinado com o TEM, pré-incorporação imunocitoquímica permite a discriminação de elementos celulares com poucas características e critérios de identificação (por exemplo, microglial perikarya e processos, quando se utiliza um anticorpo contra o marcador microglia específicos Iba1 (cálcio ionizado molécula adaptador de ligação 1; como apresentado aqui)), identificando o conteúdo do neurotransmissor dos elementos celulares (por exemplo, serotoninérgicos) e sua localização ultra-estrutural de proteínas solúveis ou ligada à membrana (por exemplo, 5 HT1A e EphA4 receptores). Aqui, nós descrevemos um protocolo para perfusão intracardíaca de camundongos com acroleína fixador, remoção e corte do cérebro, bem como imunoperoxidase diaminobenzidina-coloração (DAB), a incorporação de resina, seccionamento e ultrafina das seções do cérebro. Após a conclusão desses procedimentos, o material imunocoradas está pronto para exame com TEM. Quando rigorosamente realizada, esta técnica fornece um excelente compromisso entre a preservação ultraestrutural e detecção imunocitoquímica ideal.

Nós descrevemos um protocolo para perfusão intracardíaca de ratos, remoção e corte do cérebro, bem como coloração por imunoperoxidase, a incorporação de resina, seccionamento e ultrafina das seções do cérebro. Após a conclusão desses procedimentos, o material imunocoradas está pronto para exame em microscopia eletrônica de transmissão.

Preparação do Tecido Cerebral de Rato imunomicroscopia

A microscopia eletrônica de transmissão (MET) é extremamente útil para a visualização de compartimentos subcelulares microgliais, oligodendrocíticos, astrocíticos e neuronais...

O objetivo geral deste procedimento é preparar o tecido cerebral de camundongo para microscopia eletrônica imunológica. Isso é realizado primeiramente fixando o cérebro por meio de perfusão do animal. O segundo passo do procedimento consiste em cortar o cérebro e processar as seções para imunohistoquímica.O terceiro passo do procedimento é osseccionar, desidratar e embutir as seções. O passo final do procedimento é cortar seções ultrfinas. Em última análise, podem ser obtidos resultados que mostram, com alta resolução espacial, a distribuição de várias proteínas em diferentes regiões e tipos celulares do sistema nervoso central.Olá, sou Maria Trombley do Laboratório de Esca, do Departamento de Neurobiologia e Anatomia da Universidade de Rochester. Hoje vamos mostrar um procedimento para o preparo de tecido cerebral de camundongo para microscopia eletrônica imunológica. Utilizamos este procedimento em nosso laboratório para estudar as interações entre micróglias e sinapses durante o desenvolvimento, a plasticidade dependente da experiência e o envelhecimento.Então vamos começar. Após fixar o cérebro do camundongo por meio de perfusão intracardíaca, submetê-lo à pós-fixação em aproximadamente 10 mililitros de formaldeído a quatro graus Celsius por duas horas. Lavar o cérebro com um XPBS gelado a quatro graus Celsius, três vezes, durante 10 minutos cada lavagem, utilizando um vibrador, e imediatamente seccionar o cérebro em cortes transversais de 50 mícrons.Use um pincel fino para transferir as seções selecionadas para um frasco de vidro contendo quatro graus Celsius. Armazene as seções restantes em XPBS com crioprotetor a menos 20 graus Celsius por até vários anos sem alteração. Processe no máximo 10 seções livres para coloração em cada frasco de vidro.Use uma pipeta de transferência para substituir o XPBS por uma solução fresca de 0,1% borohidreto de sódio em PBS, trocando as soluções rapidamente para evitar que os cortes sequem. Incube por 30 minutos, lave os cortes com XPBS três vezes por 10 minutos cada. Tendo o cuidado de remover todas as bolhas, bloqueie com XPBS contendo 0,5% de gelatina e 5% de soro normal apropriado para o anticorpo secundário que será utilizado.Incube por duas horas. Adicione o anticorpo primário diluído na solução bloqueadora. Incube por 48 horas.Lave com um XPB S três vezes por 10 minutos. Incube cada um com anticorpo secundário conjugado à biotina diluído na solução bloqueadora por duas horas. Lave três vezes por 10 minutos em um XPBS, como antes.Incube com estreptavidina peroxidase de rábano-picante diluída na solução bloqueadora por uma hora. Lave as seções uma vez em um XPBS e duas vezes em um XTBS durante 10 minutos cada. Para revelar a marcação, incube as seções com uma solução recém-preparada contendo 0,05% de dab e 0,01% de peróxido de hidrogênio em um XTBS.Quando a coloração estiver marrom-escura visivelmente ou a reação tiver prosseguido por cinco minutos, lave os cortes com um XTBS para interromper a reação. Em seguida, lave uma vez com um XTBS e duas vezes com um x PB durante 10 minutos cada. Em uma cabine de segurança, use um pincel fino para transferir os cortes para uma placa de cultura multi-poços preenchida com um XPB.Remova o PB de um poço usando um pincel fino para espalhar imediatamente os cortes em uma posição plana. Adicione uma solução de 1% de tetróxido de ósmio em um x PB antes de passar para o próximo poço, incube em temperatura ambiente por 30 minutos. Transfira os cortes de OSM para frascos de vidro.Lave com um XPB por três vezes durante 10 minutos. Desidrate as seções em concentrações crescentes de etanol. Em seguida, use óxido de propileno conforme descrito na parte textual deste protocolo.Use um pincel fino lavado com óxido de propileno para transferir as seções para resina dupant recém-preparada. Para a impregnação durante a noite, coloque a placa contendo as seções em uma estufa a 55 graus Celsius por 10 minutos. Para amolecer a resina, use um pincel lavado com óxido de propileno para revestir um filme de inclusão em cloro com uma camada fina de resina.Transfira a seção para o filme e cubra com outro filme de inclusão, distribuindo uniformemente pesos leves de cerca de dois gramas na parte superior para ajudar na distribuição da resina. Deixe a resina polimerizar a 55 graus Celsius por 48 a 72 horas em uma incubadora. Após a polimerização, remova os pesos na camada superior do filme de inclusão sob um microscópio binocular.Selecione áreas de interesse de dois por dois milímetros e use uma lâmina de barbear para removê-las do filme. Cole as áreas de interesse nas pontas dos blocos de resina com Super Bonder. Incube no forno a 55 °C por uma hora.Use uma lâmina de barbear para cortar o bloco de resina no formato de um trapézio isósceles, a forma ideal para a sucção ultrafina. Usando um micrótomo e uma lâmina de vidro, remova a cola na superfície do tecido para obter uma superfície plana. Para sucção.Encha o barquinho da lâmina de vidro com água bidestilada e corte algumas seções entre 0,5 e um mícron. Use um laço perfeito para transferir as seções para uma lâmina super frost. Seque em uma placa aquecida a 80 graus Celsius por um minuto e cora com azul de tuilina 0,1% por um minuto.Use uma garrafa com pulverizador para remover o excesso de corante com água bidestilada. Sob um microscópio óptico, examine as seções para distinguir o tecido corado da resina. Corte seções semifinas até que a borda entre o tecido e a resina alcance aproximadamente o centro da seção. Substitua a lâmina de vidro por uma lâmina de diamante e encha o barquinho com água bidestilada.Corte a prata até obter lâminas ultrfinas de cor prata dourada. Seccione com espessura de 60 a 80 nanômetros. Use pinças finas invertidas para coletar cuidadosamente as seções em grades de malha de cobre.Seque as grades em papel filtro para realçar o contraste. Use pinças finas invertidas para transferir uma grade para uma gota de citrato de chumbo durante dois minutos. Enxágue delicadamente a grade mergulhando-a em três banhos sucessivos de água destilada duplamente.Seque a grade em papel filtro e guarde-a em uma caixa para grades para exame posterior no microscópio eletrônico. Examine as grades no microscópio eletrônico para visualizar a imunomarcação, bem como a morfologia dos elementos celulares, suas organelas intracelulares e as relações entre elas.Aqui, apresenta-se uma imunomarcação representativa para IBA1 no nível microscópico luminoso. A distribuição celular de IBA1 está restrita aos micróglios, o que confirma sua especificidade no nível microscópico eletrônico. IBA1, micróglios imunomarcados com pericário e processos visíveis.A coloração imunoperoxidásica com DAB aparece como um precipitado denso ao elétron. Outros exemplos de IBA1, processos microgliais imunomarcados exibem diferentes tamanhos e formas. O aumento maior revela várias organelas intracelulares no interior de um dos processos microgliais, bem como as relações ultraestruturais entre outro processo microglial e elementos próximos do neuropil, incluindo sinapses.Acabamos de mostrar como preparar o tecido cerebral de camundongo para microscopia eletrônica imuno-histoquímica. Ao realizar este procedimento, é importante lembrar-se de seguir rigorosamente todos os passos e manipular o tecido cerebral com delicadeza. É isso aí.Obrigado por assistir e boa sorte com seus experimentos.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra a coloração imuno-histoquímica de fibras colinérgicas no núcleo basal da região de Meynert de seções cerebrais de camundongos. As seções são bloqueadas e tratadas com anticorpos primários contra colina acetiltransferase, seguidos por anticorpos secundários biotinilados. São adicionados complexos avidina-biotina-peroxidase, que se ligam a anticorpos secundários, seguidos pelo substrato cromogênico. As seções são então desidratadas e montadas antes de serem visualizadas ao...

Coloração imuno-histoquímica de fibras nervosas no núcleo basal de Meyner do cérebro de camundongo

Fonte: Kummari, E., et. al., Microdissecção por captura a laser - Uma demonstração do isolamento de neurônios dopaminérgicos individuais e toda a área tegmental ventral., J. Vis. Exp. (2015)Neste vídeo, demonstramos o protocolo de imuno-histoquímica para neurônios dopaminérgicos em seções de tecido cerebral para posterior microdissecção de captura a laser.

Imuno-histoquímica de seções de tecido cerebral de camundongos para direcionar neurônios dopaminérgicos

Fonte: Schönherr, S., et. al. Imunomarcação Combinada de Réplica Optogenética e de Fratura por Congelamento para Examinar o Arranjo Específico de Entrada de Receptores de Glutamato na Amígdala de Camundongo. J. Vis. Exp. (2016)Este vídeo demonstra a imunomarcação de réplicas fraturadas por congelamento de tecido cerebral de camundongo para microscopia eletrônica. As réplicas fraturadas e revestidas são digeridas para expor os receptores. Anticorpos primários e secundários marcados com ouro são...

Imunomarcação de proteínas da membrana neuronal em uma amostra fraturada por congelamento de tecido cerebral de camundongo

Fonte: Louth, E. L., et al. Imagem de neurônios em seções cerebrais espessas usando o método de Golgi-Cox. J. Vis. Exp. (2017)Este vídeo demonstra a imagem de neurônios em uma seção espessa do cérebro corada de Golgi-Cox, definindo os limites de foco superior e inferior e capturando imagens sobrepostas. Vários locais são fotografados para garantir projeções neuronais detalhadas, que são combinadas para criar uma representação 3D.

Imagem microscópica de neurônios em uma seção do cérebro de camundongo usando coloração metálica de Golgi-Cox

Neste artigo vamos descrever o procedimento experimental completo para reconstruir, com alta resolução, a anatomia do cérebro multa de cérebros fluorescente etiquetado do mouse. O protocolo descrito inclui preparação de amostras e limpeza, espécime de montagem para a imagem latente, os dados de pós-processamento e visualização multi-escala.

Micron escala Resolução óptica Tomografia de todo cérebro do rato com confocal Luz Folha de Microscopia

Aqui, nós fornecemos um, de baixo custo fácil, e protocolo de tempo-eficiente para corrigir quimicamente o tecido cerebral dos primatas com fixador acroleína, permitindo a preservação a longo prazo que seja compatível com imunohistoquímica pré-incorporação para microscopia eletrônica de transmissão.

Preparação do Tecido Cerebral primata não humano para Pré-incorporação de imuno-histoquímica e Microscopia Electrónica

Aqui, descrevemos uma abordagem quantitativa para determinar a distribuição de uma proteína sináptica em relação uma proteína de marcador usando a mancha da imunofluorescência, microscopia confocal e análise baseada em computador.

Quantificar a distribuição heterogênea de uma proteína sináptica no cérebro do rato utilizando imunofluorescência

Este relatório descreve métodos detalhados para preparar seções congeladas do retina do rato para immunohistochemistry (IHC).  Os métodos descritos incluem dissecção do copo posterior ocular, fixação paraformaldeído, incorporação em meios de temperatura de corte ideal (OCT) e orientação tecidual, corte e imunocoloração.

Preparação de Cryo-seções retinal do rato para immunohistochemistry

Este protocolo descreve um método para combinar hibridização in situ fluorescente (FISH) e imunohistoquímica de fluorescência (IHQ) em cortes frescos congelados e fixos de camundongos em cérebros, com o objetivo de obter sinais de FISH multimarcados e IHC de fluorescência. IHQ teve como alvo proteínas citoplasmáticas e ligadas à membrana.

Combinando Hibridização In Situ por Fluorescência Multiplex com Imunohistoquímica Fluorescente em Seções Cerebrais de Camundongos Frescos Congelados ou Fixos

Este protocolo descreve uma abordagem eficiente e reprodutível para estudos histológicos cerebrais do camundongo, incluindo perfusão, seção cerebral, imunostaining flutuante livre, montagem de tecido e imagem.

Imunostaining flutuante livre de cérebros de rato

A capacidade de marcar permanentemente células-tronco e sua prole com um fluoróforo usando uma linhagem transgênica indutível que traça a linhagem do mouse permite a análise espacial e temporal de ativação, proliferação, migração e/ou diferenciação in vivo. O rastreamento de linhagem pode revelar novas informações sobre o comprometimento da linhagem, a resposta à intervenção e a multipotência.

Rastreamento de linhagem de células-tronco fluorescentes indutíveis no cérebro do rato adulto

Aprenda a preparar tecido cerebral de rato para imunomicroscopia eletrônica usando perfusão transcardíaca, imunoperoxidase e cortes ultrafinos. Este método permite visualizar a distribuição proteica com alta resolução espacial no sistema nervoso central.

Preparação do Tecido Cerebral de Rato imunomicroscopia

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