Name: Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae) (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-07-04T01:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 3 s
Description: Aprenda a criação de Anopheles gambiae em laboratório para pesquisa em biologia de vetores e controle da malária. Este protocolo demonstra manutenção em condições controladas de temperatura e umidade.

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Alimento do mosquito: <ol><li> Um alimento: comida de peixe aterrado (Aquaricare). Uma pitada pequena pode ser adicionada. </li><li> Alimentos B: aterrado alimentos CAT (Purina). Uma pitada pequena pode ser adicionada. </li><li> Alimentos C: cat alimentos (Purina). Dois comprimidos pode ser adicionada. </li></ol> Sangue: Sangue animal ou humano pode ser usado para mosquitos traseira. Sangue fresco é coletado com uma seringa e colocar em um tubo de 15 ml estéril Falcon contendo 1ml de CPD (anticoagulante) para cada 10 ml de sangue, então misturado delicadamente e centrifugado à temperatura ambiente a 2000 rpm por 5 min. O sobrenadante é descartado, tendo o cuidado de remover o revestimento buffy que compreende outras células sanguíneas (por exemplo WBC). O pellet RBC é então suspenso em um volume igual de meio RPMI por pipetagem, e novamente lavado nesse meio três vezes. Após a lavagem final, os eritrócitos são peletizadas ressuspenso em um volume igual de meio RPMI e armazenados a 4 ° C (pode ser mantida por 80-10 dias). Antes da alimentação, o RBC (em RPMI) é centrifugado (2000 rpm por 5 min) para pellet as células, ea RBC embalado é ressuspenso no soro (O + soro humano) para obter um hematócrito de 40%. O sangue deve ser mantida a 37 ° C sempre para a alimentação. DIA 1: <ol><li> O dia 05/03 mosquitos adultos do sexo feminino, são alimentados com sangue para botar ovos. </li><li> Para a alimentação de sangue, uma membrana artificial método de alimentação (parafilme) é usado como segue: <ol><li> Células vermelhas do sangue (ver acima para a preparação de sangue) são misturadas com soro inactivado pelo calor para obter um hematócrito ~ 40% (embalado RBC 40% e 60% de soro). Este é adicionado ao alimentador de vidro. </li><li> O alimentador é ligado a uma jaqueta de água quente (37 ° C), e colocado na gaiola para permitir o acesso de mosquitos na superfície da membrana. </li><li> Os mosquitos são permitidos aos alimentos para ~ 30 minutos. </li></ol></li></ol> DIA 3: <ol><li> As fêmeas põem ovos dois dias depois que eles se alimentam de sangue. Um pequeno papel filtro envolto em um formato cônico é colocado em um pequeno copo contendo água destilada, tornando-se o papel filtro fica úmido. O copo é mantido dentro da gaiola durante a noite para os mosquitos botar ovos. </li></ol> DIA 4: <ol><li> O filtro de papel contendo os ovos do mosquito é colocado em uma bandeja de plástico com ~ 300 ml de água destilada. Uma pitada de alimento A é adicionado à bandeja e os ovos são autorizados a escotilha para larvas durante os próximos dias. </li></ol> DIAS 5-8: <ol><li> Larvas em crescimento são alimentados todos os dias com dois comprimidos de comida C, e monitorados para a densidade e população. No oitavo dia (cinco dias as larvas de idade), a população de larvas é diluída a partir de 1 bandeja para ~ 10 bandejas, com uma pitada de alimentos A e dois comprimidos de C alimentos em cada bandeja. (~ 30 mins) </li></ol> DIAS 9-12: <ol><li> As larvas são alimentados todos os dias com alimentos C. No 12 º dia (9 larvas dias de idade), a água é trocada com água fresca e alimento é adicionado (uma pitada de alimentos B e dois comprimidos de comida C). As pupas começa a desenvolver nesta fase. As bandejas são cobertas com redes para evitar a fuga dos adultos. (~ 8-10 minutos) </li></ol> DIA 13 - 15: As pupas podem surgir para os adultos para os próximos 2 - 3 dias. O alimento é dado todos os dias para as larvas / pupas, removendo cuidadosamente o líquido para evitar a fuga dos adultos. DIA 16: <ol><li> Os adultos são coletados em uma gaiola por meio de um aspirador ligado à vácuo. A gaiola é composto por uma garrafa pequena ml 100 com um chumaço de algodão que é encharcada com sacarose 10% (autoclavado) e um forro de papel toalha no fundo para absorver todos os derramamentos de açúcar em potencial que podem ocorrer durante o manuseio gaiola. (~ 30-40 minutos) </li></ol> DIA 17-21: <ol><li> Os adultos (machos e fêmeas) são então mantidos na sala de insetário por 4-5 dias, alimentados com sacarose 10% antes de serem novamente sangue-fed para iniciar o próximo ciclo. Os mosquitos mesmo pode ser usado para desovar mais de uma vez. </li><li> Os mosquitos que não são necessários para a criação de experiências ou pode ser morto por colocar a gaiola em um freezer. As bandejas usadas e gaiolas devem ser limpas e secas antes de serem utilizados novamente. </li></ol> NOTA: Pode haver algumas variações no método de criação do mosquito e laboratórios diferentes podem ter diferentes técnicas.

<ol><li>Bangs, M. J., Soelarto, T., Barodji,, Wicaksana, B. P., Boewono, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colonization+of+Anopheles+maculatus+from+Central+Java%2C+Indonesia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Mosq+Control+Assoc%22%5BJournal%5D)">Colonization of Anopheles maculatus from Central Java, Indonesia.</a> J Am Mosq Control Assoc. 18, 359-363 (2002).</li>
<li>Beier, M. S., Beier, J. C., Merdan, A. A., el Sawaf, B. M., Kadder, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+rearing+techniques+and+adult+life+table+parameters+for+Anopheles+sergentii+from+Egypt%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Mosq+Control+Assoc%22%5BJournal%5D)">Laboratory rearing techniques and adult life table parameters for Anopheles sergentii from Egypt.</a> J Am Mosq Control Assoc. 266, 266-270 (1987).</li>
<li>Benedict, M. Q. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBenedict%2C+MQ+%22Care+and+maintenance+of+anopheline+mosquitoes%2C+The+molecular+biology+of+disease+vectors%3A+A+methods+manual%22">Care and maintenance of anopheline mosquitoes, The molecular biology of disease vectors: A methods manual</a>. Crampton, J. M., Beard, C. B., Louis, C. , Champman & Hall. London. 3-12 (1997).</li>
<li>Casanges, A. H., Mcgovran, E. R., Chiles, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rearing+of+Anopheles+quadrimaculatus+Say+and+Aedes+aegypti+%28L.%29+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Mosq+News%22%5BJournal%5D)">Rearing of Anopheles quadrimaculatus Say and Aedes aegypti (L.) in the laboratory.</a> Mosq News. 9, 112-117 (1949).</li>
<li>Merritt, R. W., Dadd, R. H., Walker, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+behavior%2C+natural+food+and+nutritional+relation+ships+of+larval+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Feeding behavior, natural food and nutritional relation ships of larval mosquitoes.</a> Annual Rev. Entomol. 37, 349-376 (1992).</li>
<li>Nasirian, H., Ladonni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artificial+bloodfeeding+of+Anopheles+stephensi+on+a+membrane+apparatus+with+human+whole+blood%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Mosq+Control+Assoc%22%5BJournal%5D)">Artificial bloodfeeding of Anopheles stephensi on a membrane apparatus with human whole blood.</a> J Am Mosq Control Assoc. 22, 54-56 (2006).</li>
<li>Ng'habi, K. R., John, B., Nkwengulila, G., Knols, B. G., Killeen, G. F., Ferguson, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+larval+crowding+on+mating+competitiveness+of+Anopheles+gambiae+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Malar+J%22%5BJournal%5D)">Effect of larval crowding on mating competitiveness of Anopheles gambiae mosquitoes.</a> Malar J. 30 (4), 49(2005).</li>
<li>Stobart, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+the+control+of+body+volume+in+the+larvae+of+the+mosquitoes+Aedes+aegypti+and+Aedes+detritus%5BTitle%5D)+AND+%22Edw.+J.+Exp.+Boil%22%5BJournal%5D)">Factors affecting the control of body volume in the larvae of the mosquitoes Aedes aegypti and Aedes detritus.</a> Edw. J. Exp. Boil. 54, 67-82 (1971).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Alimento A</td><td></td><td>Aquaricare</td><td></td><td>Alimento moído para peixes. Deve-se adicionar uma pequena pitada.</td></tr><tr><td>Alimento B</td><td></td><td>Purina</td><td></td><td>Alimento moído para gatos. Deve-se adicionar uma pequena pitada.</td></tr><tr><td>Alimento C</td><td></td><td>Purina</td><td></td><td>Alimento para gatos. Devem-se adicionar duas comprimidos.</td></tr><tr><td>RBC</td><td></td><td></td><td></td><td>células vermelhas do sangue preparadas: 40% de hematócrito em soro humano</td></tr><tr><td>RPMI</td><td>Meio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>CPD</td><td></td><td></td><td></td><td>anticoagulante</td></tr><tr><td>soro</td><td></td><td></td><td></td><td>soro humano O+</td></tr><tr><td>Alimentador de mosquitos</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>parafilm</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anopheles gambiae</td><td></td><td></td><td></td><td>mosquitos</td></tr><tr><td>sacarose 10%</td><td></td><td></td><td></td><td>alimento para mosquitos</td></tr><tr><td>insetário</td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

protocolo para a criação mosquito (a. gambiae)

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

Este protocolo descreve a criação do mosquito no insetário. Os quartos são mantidos em insetário 28 ° C e ~ 80% humidade, com um hr 12. ciclo de dia / noite. Para este procedimento, você precisará de gaiolas mosquito, solução de sacarose 10% estéril, toalhas de papel, copo, papel de filtro Whatman, alimentadores de vidro, sangue humano e banho de água do soro, parafilme, água destilada, limpa bandejas de plástico, comida mosquito (descrita abaixo), mosquiteiro para cobrir as bandejas, a vácuo, e uma câmara de coleta para coletar adultos.

Este vídeo ilustra as técnicas gerais usadas para a retaguarda Anopheles gambiae em laboratório. Os métodos para cuidar dos mosquitos laboratório são demonstrados por todos os estágios do ciclo de vida do organismo a partir de larvas de pupas a sangue-alimentação adultos.

Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

Este protocolo descreve a criação de mosquitos no insetário. As salas do insetário são mantidas a 28°C e ~80% de umidade, com um ciclo de dia/noite de 12 h...

Meu nome é Shish e sou pós-doutorando no laboratório do Dr. George OU na Escola de Saúde Pública de Johns Hopkins. No Departamento de Microbiologia Molecular e Imunologia, mostrarei como criar mosquitos da espécie *Gambusia*. No laboratório, mantemo-los em uma sala de insetos, que normalmente é conservada a 27 graus centígrados e 80% de umidade.O insetário também é mantido em um ciclo de 12 horas de dia e noite, de modo que possamos imitar as condições encontradas em ambientes naturais. Este é o insetário que temos, uma instalação central aqui, responsável por manter esses insetos. Como é possível observar, há várias bandejas contendo mosquitos em estágios diferentes, como o ovo, as diversas fases das larvas e a pupa.Essas bandejas contêm larvas com cerca de 11 ou 12 dias de idade, e esta é uma gaiola onde coletamos os mosquitos adultos e os mantemos em solução de sacarose a 10%. Para iniciar o processo de criação dos mosquitos, precisamos alimentá-los com sangue, pois os mosquitos necessitam da proteína do sangue para pôr ovos. Assim, o dia um ocorre após os adultos serem coletados na gaiola e mantidos em sacarose a 10%.No dia um, deve-se alimentar os mosquitos com sangue, e é por

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Uma vez que um gene é identificada como potencialmente refratário para a malária, deve ser avaliado pelo seu papel na prevenção de infecções Plasmodium dentro do mosquito. Este protocolo ilustra como a extensão de infecções plasmodium de mosquitos podem ser ensaiadas. As técnicas de preparação da cultura gametócitos, membrana alimentarem de sangue humano os mosquitos, e assaying títulos viral no intestino médio do mosquito são demonstradas.

Protocolo para Infecções Plasmodium falciparum em mosquitos e Infecção Determinação Fenótipo

Reversa abordagens genéticas têm-se revelado extremamente útil para determinar quais genes de resistência a patógenos underly vetor em mosquitos. Este protocolo de vídeo ilustra um método utilizado pelo laboratório Dimopoulos para injetar dsRNA em mosquitos Anopheles gambiae, que abrigam o parasita da malária. A técnica de manipular a configuração da injeção e injetar dsRNA no tórax é ilustrado.

Protocolo para Ensaios RNAi em mosquitos adultos (A. gambiae)

Cruzamentos genéticos de parasitas da malária em roedores são realizadas, alimentando dois parasitas geneticamente distintas para os mosquitos. Progênie recombinante são clonados a partir de sangue do rato depois de permitir que mosquitos a morder camundongos infectados. Este vídeo mostra como produzir cruzamentos genéticos...

Protocolo para produção de uma Cruz genética do parasita da malária de roedores

RNA-Seq as análises estão se tornando cada vez mais importantes para identificar os fundamentos moleculares de características adaptativas em organismos não modelo. Aqui, um protocolo para identificar genes diferencialmente expressos entre mosquitos Aedes albopictus diapausados e não diapausados é descrito, desde a criação de mosquitos até o sequenciamento de RNA e análises de bioinformática de dados de RNA-Seq.

Uma Experimental e Bioinformática Protocolo de Análises de RNA-seq de fotoperiódicas diapausa no Tigre Asiático Mosquito, Aedes albopictus

Através da inoculação com grânulos, a técnica descrita possibilita a estimulação da resposta de melanização do mosquito no sistema circulante da hemolinfa. A quantidade de melanina que cobre as esferas pode ser medida após a dissecção como uma medida da resposta imune.

inoculando<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt; Os mosquitos com grânulos para induzir e medir a melanizacao Resposta Imunológica

Os mosquitos Aedes aegypti infectados com Wolbachia estão sendo liberados em populações naturais para suprimir a transmissão de arbovírus. Descrevemos métodos para traseira Ae. aegypti com Wolbachia infecções no laboratório para experiências e lançamento de campo, tomando as precauções para minimizar a seleção e adaptação de laboratório.

Manter o Aedes aegypti , mosquitos infectados com Wolbachia

O sistema bipartite GAL4-UAS é uma ferramenta versátil para modificação da expressão genética de forma espástica controlada que permite a análise genética funcional em Anopheles gambiae. Os procedimentos descritos para o uso deste sistema são uma estratégia de clonagem semi-padronizada, sexagem e triagem de pupas para marcadores de proteína fluorescente e fixação de embriões.

Usando o sistema GAL4-UAS para genética funcional em Anopheles gambiae

O protocolo descreve como alcançar modificações direcionadas ao local no genoma dos mosquitos anofelinos da malária usando o sistema φC31 . As modificações descritas incluem tanto a integração quanto a troca de fitas transgênicas no genoma das linhas de acoplamento de rolamento attP.

Integração mediada pelo site φC31 e troca de em vetores anofelinos da malária

A técnica de insetos estéreis (SIT) é usada para controlar populações específicas de mosquitos clinicamente importantes que podem ser resistentes a controles químicos. Aqui, descrevemos um método de criação em massa e preparação de mosquitos machos estéreis para liberação em um programa operacional de SIT visando o mosquito Aedes aegypti .

Preparando mosquitos Aedes aegypti machos irradiados e marcados para liberação em um Programa Operacional de Técnica de Insetos Estéreis

Técnicas de microinjeção são essenciais para introduzir genes exógenos nos genomas dos mosquitos. Este protocolo explica um método usado pelo laboratório James para microinjetar construções de DNA em embriões Anopheles gambiae para gerar mosquitos transformados.

Método de microinjeção para embriões anofelinos gambiae

Aprenda a criação de Anopheles gambiae em laboratório para pesquisa em biologia de vetores e controle da malária. Este protocolo demonstra manutenção em condições controladas de temperatura e umidade.

Protocolo para a Criação Mosquito (A. gambiae)

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