Name: Modelagem de Membranas Biológicas, com placas de circuito e medição de sinais elétricos em Axônios: Exercícios Laboratório Student (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-01-18T18:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 56 s
Description: Aprenda a modelar membranas biológicas usando circuitos elétricos e registre potenciais de ação do cordão nervoso ventral de lagostins. Este método ensina propriedades de resistência e capacitância em neurofisiologia.

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Estes experimentos foram modificados a partir de um manual de laboratório que tem sido utilizado em um curso, orquestrada pelo Dr. HL Atwood, no Departamento de Zoologia da Universidade de Toronto. Os exercícios também foram utilizados e modificados de um manual que foi produzido para &quot;6 º WORKSHOP Ibro intensivo sobre neurociência básica&quot; e foi realizado na Korea University, Seoul, Coreia do Sul em 1993 (Cooper et al., 1993). As modificações atuais eram obrigados a usar o equipamento comum para apresentar laboratórios dias estudante dirigido em várias universidades. Apoiada pela Universidade de Kentucky, Departamento de Biologia, Instituto de Estudos de Graduação e Faculdade de Artes e Ciências.

<ol><li>Bennett, M. V. L., Barrio, L. C., Bargiello, T. A., Spray, D. C., Hertzberg, E., Sdez, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gap+junctions%3A+new+tools%2C+new+answers%2C+new+questions%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Gap junctions: new tools, new answers, new questions.</a> Neuron. 6, 305-320 (1991).</li>
<li>Bernardini, G., Peracchia, C., Peracchia, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+effects+of+heptanol+on+gap+junction+structure+and+cell-to-cell+electrical+coupling%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Reversible effects of heptanol on gap junction structure and cell-to-cell electrical coupling.</a> European Journal of Cell Biology. 34 (2), 307-312 (1984).</li>
<li>A report on the, "SIXTH INTENSIVE IBRO WORKSHOP ON BASIC NEUROSCIENCE". Cooper, R. L., Chang, J. J., Ito, M. July 1993, Seoul, South Korea, , Society for Neuroscience. 116-116 (1985).</li>
<li>Cragg, B. G., Thomas, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+relationship+between+conduction+velocity+and+the+diameter+and+internodal+length+of+peripheral+nerve+fibers.%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">The relationship between conduction velocity and the diameter and internodal length of peripheral nerve fibers.</a> Journal of Physiology. 136, 606-614 (1957).</li>
<li>Erlanger, J. G. asser, S, H., Bishop, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+compound+nature+of+the+action+current+of+nerves+as+disclosed+by+the+cathode+ray+oscillograph%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">The compound nature of the action current of nerves as disclosed by the cathode ray oscillograph.</a> American Journal of Physiology. 70, 624-666 (1924).</li>
<li>Furshpan, E. J., Potter, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmission+at+the+giant+motor+synapses+of+the+crayfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Transmission at the giant motor synapses of the crayfish.</a> Journal of Physiology. 145 (2), 289-325 (1959).</li>
<li>Johnston, M. F., Simon, S. A., Ramrn, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+anesthetics+with+electrical+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Interaction of anesthetics with electrical synapses.</a> Nature (Lond). 286, 498-500 (1980).</li>
<li>Loewenstein, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Permeability+of+membrane+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+NY+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Permeability of membrane junctions.</a> Annual NY Academy of Sciences. 137, 441-472 (1966).</li>
<li>Meda, P., Bruzzone, R., Knodel, S., Orci, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockage+of+cell-to-cell+communication+within+pancreatic+acini+is+associated+with+increased+basal+release+of+amylase%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Blockage of cell-to-cell communication within pancreatic acini is associated with increased basal release of amylase.</a> Journal of Cell Biology. 103 (2), 475-483 (1986).</li>
<li>Peracchia, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increase+in+gap+junction+resistance+with+acidification+in+crayfish+septate+axons+is+closely+related+to+changes+in+intracellular+calcium+but+not+hydrogen+ion+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Membrane+Biology%22%5BJournal%5D)">Increase in gap junction resistance with acidification in crayfish septate axons is closely related to changes in intracellular calcium but not hydrogen ion concentration.</a> Journal of Membrane Biology. 113 (1), 75-92 (1990).</li>
<li>Peracchia, C., Dulhunty, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+resistance+junctions+in+crayfish%3A+structural+changes+with+functional+uncoupling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Low resistance junctions in crayfish: structural changes with functional uncoupling.</a> Journal of Cell Biology. 70, 419-439 (1976).</li>
<li>Peracchia, C., Bernardini, G., Peracchia, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+calmodulin+involved+in+the+regulation+of+gap+junction+permeability%5BTitle%5D)+AND+%22Pf%C3%BCgers+Arch%22%5BJournal%5D)">Is calmodulin involved in the regulation of gap junction permeability.</a> Pfügers Arch. 399, 152-154 (1983).</li>
<li>Peracchia, C., Lazrak, A., Peracchia, L. L. Molecular models of channel interaction and gating in gap junctions. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPeracchia%2C+C+%22Handbook+of+Membrane+Channels.+Molecular+and+Cellular+Physiology%22">Handbook of Membrane Channels. Molecular and Cellular Physiology</a>. Peracchia, C. , Academic Press. San Diego. 361-377 (1994).</li>
<li>Spray, D. C., Harris, A. L., Bennett, M. V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gap+junctional+conductance+is+a+simple+and+sensitive+function+of+intracellular+pH%5BTitle%5D)+AND+%22Sciences+NY%22%5BJournal%5D)">Gap junctional conductance is a simple and sensitive function of intracellular pH.</a> Sciences NY. 211, 712-715 (1981).</li>
<li>Spray, D. C., Harris, L. L., Bennett, M. V. L. Comparison of pH and Ca dependence of gap junctional conductance. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSpray%2C+DC+%22Intracellular+pH%3A+Its+Measurement%2C+Regulation%2C+and+Utilization+in+Cellular+Functions%22">Intracellular pH: Its Measurement, Regulation, and Utilization in Cellular Functions</a>. Nuccitelli, R., Deamer, D. , Alan R. Liss. New York. 445-461 (1982).</li>
<li>Spray, D. C., White, R., De Carvalho, C., Harris, A. L., Bennett, M. L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gating+of+gap+junction+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biophysics%22%5BJournal%5D)">Gating of gap junction channels.</a> Journal of Biophysics. 45, 219-230 (1984).</li>
<li>Watanabe, A., Grundfest, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impulse+propagation+at+the+septal+and+commissural+junctions+of+crayfish+lateral+giant+axons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+General+Physiology%22%5BJournal%5D)">Impulse propagation at the septal and commissural junctions of crayfish lateral giant axons.</a> Journal of General Physiology. 45, 267-308 (1961).</li>
<li>Wiersma, C. A. G., Hughes, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+functional+anatomy+of+neuronal+units+in+the+abdominal+cord+of+the+crayfish%2C+Procambarus+clarkii%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">On the functional anatomy of neuronal units in the abdominal cord of the crayfish, Procambarus clarkii.</a> Journal of Comparative Neurology. 116, 209-228 (1961).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Nosso objetivo na apresentação de vídeo on-line e este trabalho é demonstrar que as propriedades biofísicas das células pode, em parte, ser modelado como circuitos elétricos. Além disso, com o tecido neural ao vivo que é relativamente fácil de obter, princípios fundamentais da velocidade de condução, períodos refratários e técnicas de gravação eletrofisiológicas são possíveis para os laboratórios de estudante de graduação com modesto investimento de equipamento. Os temas e paradigmas fundamentais apresentadas podem ser facilmente modificados para as necessidades de diferentes cursos. Manutenção de lagostas e sua abundância torna modelos mais atraentes para estudantes-driven experimentação. Cordões nervosos crustáceo ventral são geralmente robusto e manter a integridade fisiológica em uma solução salina mínima de horas, que é adequada para um laboratório de estudante três horas. Dado que alguns dos grandes axônios no VNC do lagostim são conectados através de junções, a experimentação adicional sobre a sua contribuição pode ser realizada, e propriedades diferentes do que o encontrado no padrão preparação nervo ciático de rã pode ser demonstrada. O nervo ciático é um modelo clássico para abordar potenciais compostos de ação e propriedades de condução. Pode até ser uma experiência interessante comparativa para os alunos comparar as propriedades de condução, recrutamento axônio, e os períodos refratários entre essas duas preparações.

Placa de circuito <ol><li> Eletrônicos listados abaixo para os experimentos breadboard podem ser obtidas em uma loja local da eletrônica como a Radio Shack. </li><li> Placa de pão, resistores, capacitores, baterias e fios que podem servir como cruzamentos para a breadboard, conforme descrito nos experimentos. </li><li> Um voltímetro comum (Wavetek Meterman voltímetro) </li><li> A / D para o conselho sobre a gravação de linha para um computador. Sinais elétricos são registrados na linha de uma interface PowerLab/4s (ADInstruments, Colorado Springs, CO, EUA). Nós usamos software padrão de ADInstruments chamado gráfico ou Âmbito. </li></ol> Experimentos fisiologia <ol><li> Lagostim (Procambarus clarkii). Atchafalaya Biological Supply Co., Raceland, LA., EUA. </li><li> Padrão lagostas salina: Modificado de solução de Van Harreveld (1936). (Em mM) 205 NaCl; 5,3 KCl, 13,5 CaCl 2 2H 2 O, 2,45 MgCl 2 6H 2 O, 5 e HEPES pH ajustado para 7,4. Todos os produtos químicos salinos foram obtidos da Sigma Chemical Company (St. Louis, MO). </li><li> Ferramentas de dissecção: Fine # 5 pinças, tesoura fina, lâmina de faca, # 26002-20 pinos de insetos (todos obtidos a partir de Ferramentas Ciência Fine (EUA), Inc., 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94404-1139) </li><li> Um prato câmara do nervo (ADInstruments, Colorado Springs, CO, EUA) para conter o nervo. Os fios que vêm com o prato câmara do nervo pode ser usado para estimular o nervo. </li><li> Um eletrodo de sucção é usada para registrar os sinais. </li><li> O manipulador ou um grampo em um suporte de anel também servirá como um suporte para o eletrodo de sucção. </li><li> Gaiola de Faraday </li><li> Microscópio de dissecação </li><li> Iluminador de Alta Intensidade (fonte de luz) </li><li> Plataforma microscópio </li><li> AC / DC Amplificador Diferencial (AM Sistemas Modelo Inc. 3000) </li><li> PowerLab 26T (Instrumentos AD) </li><li> Amplificador extracelular (AD Instruments) </li><li> LabChart 7 (ADI Instruments) </li><li> Ferramentas de dissecação </li><li> Um anel de suporte e fixação para servir como um suporte para o eletrodo de sucção de gravação </li></ol>

modelagem de membranas biológicas, com placas de circuito e medição de sinais elétricos em axônios: exercícios laboratório student

Modeling Biological Membranes with Circuit Boards and Measuring Electrical Signals in Axons: Student Laboratory Exercises

Esta é uma demonstração de como os modelos elétricos podem ser usadas para caracterizar membranas biológicas. Este exercício também apresenta a terminologia utilizada biofísicos em eletrofisiologia. O mesmo equipamento é utilizado no modelo de membrana como sobre os preparativos ao vivo. Algumas propriedades de um cordão nervoso isoladas são investigadas: potenciais de ação do nervo, o recrutamento de neurônios, e capacidade de resposta do cordão nervoso a fatores ambientais.

Esta é uma demonstração de como membranas biológicas podem ser compreendidos através de modelos elétricos. Nós também demonstramos os procedimentos para registrar potenciais de ação a partir do cordão nervoso ventral do crustáceo para laboratórios de estudantes orientados.

Modelagem de Membranas Biológicas, com placas de circuito e medição de sinais elétricos em Axônios: Exercícios Laboratório Student

Esta é uma demonstração de como modelos elétricos podem ser utilizados para caracterizar membranas biológicas. Este exercício também introduz a terminologia biofísica...

O objetivo geral deste procedimento é demonstrar como as membranas biológicas podem ser compreendidas utilizando modelos elétricos e mostrar os procedimentos para registrar potenciais de ação do cordão nervoso ventral do lagostim. Esta demonstração utiliza primeiramente componentes de um circuito em uma placa de prototipagem para representar as propriedades elétricas das membranas. O segundo passo do procedimento consiste em variar a resistência e a capacitância em um circuito modelo para observar os efeitos nas curvas de tensão.O terceiro passo do procedimento consiste em aplicar os conceitos aprendidos a partir de um circuito modelo a um preparo nervoso vivo. O passo final do procedimento é registrar potenciais de ação compostos e compreender as propriedades dos períodos refratários limiares e da transmissão sináptica. Em última análise, os resultados demonstram como o estudo de modelos de circuitos elétricos de membranas biológicas e das propriedades de nervos vivos pode ser útil como ferramenta didática, conforme demonstrado pela alteração dos componentes de um circuito modelo e pela variação da estimulação do nervo vivo.Este método pode fornecer uma compreensão de como as membranas biológicas podem ser interpretadas em termos de modelos elétricos. Também pode ser aplicado a outros tecidos, como o músculo Visual. A demonstração deste método é essencial, pois a dissecação do cordão nervoso ventral e a montagem do sistema de gravação podem ser difíceis no início, sendo necessário ter cuidado para não danificar os nervos, a fim de obter uma boa configuração para estimular e registrar atividade no cordão nervoso.No primeiro momento do experimento, resistores e capacitores são utilizados para simular a atividade elétrica da membrana da célula nervosa. O circuito inicial possui apenas resistores. Capacitores são adicionados em uma etapa posterior.As propriedades resistivas passivas da membrana nervosa são representadas pelo circuito mostrado aqui. A matriz de contatos é montada com resistores em paralelo de 33 kilo ohms, representando a resistência transversal da membrana, e resistores em série de 10 kilo ohms, representando a resistência intracelular. Este circuito assume que a resistência do fluido externo é desprezível em comparação com as resistências intracelular e transversal da membrana.Quando seu modelo de célula estiver completo, conecte os cabos de saída do laboratório de energia à placa de prototipagem. O laboratório de energia gera o estímulo e possui uma sonda de medição para registrar a tensão. Em seguida, conecte o laboratório de energia ao computador.O computador é usado para exibir os sinais elétricos registrados a partir da matriz de contatos. O próximo passo é configurar o software do computador que controlará o estímulo enviado pelo laboratório de potência à célula nervosa modelo. Abra o programa de gravação de laboratório a partir da área de trabalho.Selecione novo arquivo, selecione configuração e, em seguida, configurações de canal. Selecione um canal para ser exibido, depois selecione o painel do estimulador. São necessários pulsos longos de 1,5 volts.Para esta parte do experimento, ajuste a amplitude para um volt. O laboratório de potência emitirá uma tensão que flutua entre 0,5 volts positivo e negativo, o que resulta em um estímulo de pico a pico de um volt. Defina a frequência em 0,75 hertz e a duração do pulso em um segundo.Para as configurações do canal, selecione o canal um para monitoramento, clique no amplificador de entrada e, na caixa, clique no botão diferencial e defina a faixa em cinco volts e selecione Ok. O próximo passo é aplicar um sinal elétrico ao modelo de célula nervosa e examinar a perda do sinal ao longo do comprimento do modelo. Aplique uma tensão em uma extremidade do circuito entre A e B clicando em iniciar no computador.Meça a tensão na primeira unidade de comprimento ao longo do axônio modelo e monitore-a no computador. Mantenha o cabo vermelho da sonda de medição de tensão fixo no ponto A da placa de circuitos, enquanto move o outro cabo para diferentes posições entre os resistores em série. Observe a queda de tensão nos locais mais distantes.Agora pare a gravação pressionando parar no computador. Meça as diferenças de tensão salvas nas curvas armazenadas no computador usando o cursor para mover a curva até cada pulso registrado. Use o cursor do marcador M, encontrado no canto inferior esquerdo, para marcar a base da curva e posicione o cursor livre no pico da curva para medir a diferença de tensão.Leia a medição da diferença de tensão na tela e anote-a em seu caderno para cada local de medição ao longo do circuito. O próximo passo é calcular a constante de comprimento da célula modelo, que é usada para descrever o decaimento exponencial do sinal com a distância. Represente graficamente cada valor da diferença de tensão em um gráfico de diferença de potencial em função da distância em relação à fonte, onde os resistores da membrana são considerados como uma unidade.Além do seu gráfico, determine a constante de comprimento deste circuito. A constante de comprimento de uma fibra nervosa é definida como a distância na qual uma diferença de potencial através da membrana decai para 37% do seu valor original no ponto de origem. Para simular melhor as propriedades passivas de cabos em fibras nervosas e musculares, a célula nervosa modelo será expandida para conter componentes resistivos e capacitivos.Não só existe uma resistência transversal da membrana presente na membrana da célula nervosa, como também há uma capacitância da membrana superficial, que distorce o sinal da célula nervosa. Para simular isso, conecte capacitores de 10 microfarads em paralelo com a membrana transversal. Resistores na placa de circuitos no computador.Configure o estimulador para usar um segundo, um volt, ou seja, um ajuste de amplitude de 0,5 volt e pulsos de 0,75 hertz. Também no canto superior direito do painel, defina a taxa de aquisição para 20 K por segundo. Em seguida, clique no canal um no lado direito da tela.Clique no amplificador de entrada na caixa. Clique no botão diferencial e defina a faixa em cinco volts. Clique em OK.Para salvar essas alterações, clique em iniciar para começar a coletar dados. Meça os dados nos mesmos pontos ao longo da matriz de contatos. Após a coleta de dados, use a janela de zoom para ampliar o tempo de subida em um dos pulsos quadrados.Repita o aumento conforme necessário para expandir o traçado. Meça o tempo que o sinal leva para subir da linha de base até o topo do traçado de tensão, logo antes de se estabilizar.Observe o curso temporal da alteração do potencial e a distorção dos pulsos quadrados. Observe também se a tensão medida está acima de 0,2 volts; utilizando o cursor M e o cursor livre como antes, leia a alteração na tensão e registre os dados em seu caderno, assumindo como tensão limiar o valor de 0,2 volts. Meça o tempo necessário para que o potencial atinja o limiar em cada resistor da membrana.Represente graficamente os seus resultados como tempo em função da distância e observe que o aumento na espessura da bainha de mielina produz uma diminuição na capacitância da membrana. Simule isso substituindo os capacitores de 10 micro ferd na placa de prototipagem por capacitores menores de 0,1 micro ferd. Repita o experimento anterior.Observe a alteração no tempo para atingir o limiar em um resistor selecionado. Sobreponha os dados com os capacitores maiores no gráfico anterior de tempo versus distância. O aumento na espessura da bainha de mielina permite que os sinais elétricos subam e caiam mais rapidamente em uma célula nervosa, aumentando assim a velocidade de condução.Na próxima parte do experimento, as propriedades eletroquímicas dos axônios serão examinadas no cordão nervoso ventral do lagostim. As propriedades da propagação de corrente passiva apresentadas nos circuitos modelo também são observadas em preparações vivas. No entanto, um potencial de ação é necessário sempre que um sinal precise ser transmitido ao longo de uma distância de alguns milímetros, pois as propriedades elétricas passivas das células atenuariam os sinais nessa distância.Quando os sinais percorrem o cordão nervoso ventral do lagostim com diferentes velocidades de condução, os mais rápidos serão observados primeiro e os mais lentos serão observados ligeiramente depois. Alguns dos sinais se somarão na gravação, dependendo da população de axônios com velocidades de condução semelhantes. Esse sinal elétrico somado proveniente de múltiplos axônios é denominado potencial de ação composto.A próxima série de experimentos concentra-se na gravação de potenciais de ação compostos de nervos de lagostim para obter o cordão nervoso ventral do animal. Primeiro, prepare os instrumentos de dissecação para o prato de nervo e as soluções salinas. Coloque o lagostim sobre gelo por cerca de cinco minutos para anestesiá-lo.Uma vez anestesiado, enrole o lagostim em uma toalha de papel úmida e segure-o com uma das mãos, com as garras entre o polegar e o indicador. Usando a outra mão, faça uma incisão com a tesoura através do rostro, entre as órbitas oculares. Corte em direção descendente a partir da incisão até que a cabeça seja completamente separada.Remova as garras e as pernas de locomoção. Faça uma incisão na base do tórax cefálico acima do abdômen e separe o tórax cefálico. Remova a cauda e as nadadeiras natatórias.Realize um corte ao longo de ambos os lados da face ventral do abdômen. Tenha cuidado para não danificar os tecidos mais profundos. Retire a seção solta do exoesqueleto até a base do leque caudal para expor o cordão nervoso ventral.Usando a borda da pinça, remova cuidadosamente o cordão nervoso ventral pela ponta. Tenha cuidado para não esticar nem esmagar o cordão nervoso. Quaisquer nódulos observados no cordão nervoso são gânglios de lagostim.Coloque o cordão nervoso sobre as barras metálicas na câmara nervosa. É imperativo manter o cordão nervoso ventral úmido. Para isso, adicione solução salina de lagostim suficiente na câmara nervosa até atingir o nível das barras metálicas transversais.Em seguida, pipete uma quantidade suficiente da solução salina de lagostim para que o nível do líquido entre em contato apenas com a parte inferior das barras. Uma vez que o cordão nervoso esteja posicionado, conecte o cabo do estimulador com as duas ponteiras em gancho ao compartimento do nervo. Conecte a ponteira vermelha positiva a uma das alças metálicas externas próxima à extremidade do cordão nervoso e conecte a ponteira preta negativa à alça metálica adjacente que também está em contato com o cordão nervoso.Use o manipulador para posicionar o eletrodo de sucção próximo à extremidade do nervo oposta aos terminais negativo e positivo. Aspire cuidadosamente a ponta da cadeia nervosa ventral para dentro do eletrodo de gravação. Fixe o eletrodo à sonda da etapa inicial conectando um fio do eletrodo de sucção à entrada positiva da sonda e o outro fio à entrada negativa.Não importa qual fio vai para qual entrada. O eletrodo pode ser aterrado à gaiola de Faraday ou ao banho salino utilizando um fio de cloreto de prata, ou conectado à entrada de terra no amplificador diferencial para reduzir o ruído potencial de 60 hertz. Conecte o eletrodo ao amplificador diferencial e ligue o amplificador ao laboratório de energia.Verifique as configurações do amplificador RS indicadas na tabela no artigo acompanhante. Use o cabo USB para conectar o PowerLab ao computador. Abra o software Scope na área de trabalho do computador, no canto superior direito da tela.Selecione o canal dois e desligue. Ajuste a tela para que somente o canal um seja exibido, arrastando a barra do meio até a parte inferior da tela. Verifique o amplificador de entrada com as configurações indicadas no artigo suplementar.Em seguida, no menu de configuração na parte superior da tela, selecione o estimulador e desligue o estímulo isolado, ajustando o atraso para cinco milissegundos, a duração para um milissegundo, dois pulsos, um intervalo de 15 milissegundos, um alcance de cinco volts e uma amplitude de 0,5 volts. Para iniciar a estimulação do cordão nervoso ventral, clique no botão iniciar no canto inferior esquerdo da tela. Um potencial de ação bem definido deve aparecer na caixa de coleta de dados do osciloscópio.Esboce a forma geral do potencial de ação em seu caderno. Diminua lentamente a voltagem utilizando a aba no canto superior esquerdo da tela. O potencial de ação deve tornar-se menor em magnitude até que seu padrão de onda característico desapareça.A redução da voltagem diminui o número de neurônios recrutados para contribuir com o potencial de ação composto; para reverter esse efeito, aumente progressivamente a voltagem. À medida que mais neurônios são recrutados, a onda do potencial de ação composto torna-se maior. Este exercício ilustra o fato de que neurônios individuais possuem diferentes limiares nos quais seus potenciais de ação são desencadeados.Quando um aumento adicional na voltagem de estímulo não aumenta a resposta composta, todos os neurônios foram recrutados e dois picos distintos na onda do potencial de ação devem ser visíveis na tela do computador. A próxima parte do experimento examina o período refratário dos axônios. Altere o atraso entre os pulsos utilizando a aba no canto superior esquerdo da tela.Continue encurtando o atraso até que o segundo potencial de ação composto não possa mais ser elicitado. O período refratário absoluto é definido como o atraso temporal entre pulsos no qual um segundo potencial de ação já não é elicitado. O período refratário relativo é definido como o tempo que vai do final do período refratário absoluto até o momento em que a aplicação de um segundo estímulo resulta em um segundo potencial de ação de amplitude máxima.Agora você pode investigar as propriedades de um inibidor de junções comunicantes, como o heptanol. As diferenças no potencial de ação composto podem ser comparadas para os mesmos parâmetros de estimulação, a fim de determinar quais sinais são conduzidos por meio de junções comunicantes ao longo do cordão nervoso ventral. Você também poderia usar solução salina fria ou solução salina quente e medir as diferenças nas velocidades de condução das diversas entidades que compõem o potencial de ação composto.Mostrados aqui estão dois potenciais de ação compostos registrados do cordão nervoso ventral de um camarão-de-água-doce. Esta figura ilustra o período refratário relativo, que é o tempo após um potencial de ação composto completo durante o qual um segundo estímulo provoca um potencial de ação composto menor. Esta figura mostra os efeitos do uso de heptano sobre o potencial de ação composto após este procedimento.Os componentes do circuito da membrana biológica podem ser variados para responder perguntas adicionais, como o efeito de uma densidade alterada de canais de vazamento na membrana ou a função de canais ativados por voltagem após seu desenvolvimento. Essas técnicas e procedimentos abrem caminho para que pesquisadores na área de fisiologia explorem como as células funcionam como circuitos elétricos e como as junções comunicantes funcionam em tecidos vivos de animais.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

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De circuito fechado experiências neuro-robótico para testar as propriedades computacionais da Neuronal Networks

Técnicas de microscopia de luz acopladas a ensaios bioquímicos elucidam o envolvimento da exocitose mediada por SNARE na ramificação do axônio dependente de netrina. Essa combinação de técnicas permite a identificação de mecanismos moleculares que controlam a ramificação do axônio e a mudança da forma celular.

Utilizando metodologias combinadas para definir o papel do Plasma Membrane entrega durante Axon Ramificação e Neuronal morfogênese

Este protocolo visa demonstrar como combinar em vitro matrizes de microeletrodos com dispositivos microfluídicos para estudar a transmissão do potencial de ação em culturas neuronal. Análise de dados, ou seja, a detecção e caracterização de potenciais de ação, de propagação é realizada utilizando um novo avançado, ainda amigável e livremente disponível, ferramenta computacional.

Microfluídica interfaceamento com matrizes de microeletrodos para estudar comunicação Neuronal e propagação de sinal Axonal

Macio, baixo consumo de energia, biomolecular memristors alavancar semelhante composição, estrutura e mecanismos de bio-sinapses de comutação. Apresentado aqui é um protocolo para montar e caracterizar biomolecular memristors obtido de isolamento bilayers do lipid formadas entre as gotículas de água em óleo. A incorporação dos resultados de peptídeos alamethicin tensão-ativado em memristive de condutância iônica através da membrana.

Montagem e caracterização de Biomolecular Memristors consiste em membranas de lipídios dopado com canal iônico

Um protocolo experimental é apresentado para montar, estimular eletricamente e analisar bicamadas de interface de gotículas dopadas com gramicidina A. As relações estrutura-função lipídio-proteína são quantificadas medindo mudanças na área da membrana, fluxo iônico e condutância de canal único, e relacionando essas respostas a mudanças semelhantes à plasticidade na condução iônica em um modelo de membrana inspirado em sinapses elétricas.

Caracterização da Estrutura e Função da Membrana Lipídio-Proteína usando Bicamadas de Interface de Gotículas

Aprenda a modelar membranas biológicas usando circuitos elétricos e registre potenciais de ação do cordão nervoso ventral de lagostins. Este método ensina propriedades de resistência e capacitância em neurofisiologia.

Modelagem de Membranas Biológicas, com placas de circuito e medição de sinais elétricos em Axônios: Exercícios Laboratório Student (Vídeo) | JoVE Journal

Modelagem de Membranas Biológicas, com placas de circuito e medição de sinais elétricos em Axônios: Exercícios Laboratório Student

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