Name: A manipulação mecânica de Neurônios para controlar o desenvolvimento Axonal (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 2 s
Description: Aprenda a manipulação mecânica de neurônios para controlar o desenvolvimento axonal usando agulhas de vidro calibradas. Este método permite medir forças na faixa de microdinas durante a elongação axonal.

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Agradecemos as importantes contribuições do Dr. Robert E. Buxbaum no desenvolvimento desta metodologia.

<ol><li>Zheng, J., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurements+of+growth+cone+adhesion+to+culture+surfaces+by+micromanipulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Measurements of growth cone adhesion to culture surfaces by micromanipulation.</a> J Cell Biol. 127, 2049-2060 (1994).</li>
<li>Chada, S., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytomechanics+of+neurite+outgrowth+from+chick+brain+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Cytomechanics of neurite outgrowth from chick brain neurons.</a> J Cell Sci. 110, 1179-1186 (1997).</li>
<li>Heidemann, S. R., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHeidemann%2C+SR+%22The+Neuron+in+Tissue+Culture%22">The Neuron in Tissue Culture</a>. Haynes, L. W. , J. Wiley and Sons. 105-119 (1999).</li>
<li>Lamoureux, P., Altun-Gultekin, Z. F., Lin, C., Wagner, J. A., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rac+is+required+for+growth+cone+function+but+not+neurite+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Rac is required for growth cone function but not neurite assembly.</a> J Cell Sci. 110, 635-641 (1997).</li>
<li>Lamoureux, P., Ruthel, G., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+tension+can+specify+axonal+fate+in+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanical tension can specify axonal fate in hippocampal neurons.</a> J Cell Biol. 159, 499-508 (2002).</li>
<li>Lamoureux, P., Heidemann, S. R., Martzke, N. R., Miller, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+and+elongation+within+and+along+the+axon%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Growth and elongation within and along the axon.</a> Dev Neurobiol. 70, 135-149 (2010).</li>
<li>Dennerll, T. J., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cytomechanics+of+axonal+elongation+and+retraction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The cytomechanics of axonal elongation and retraction.</a> J Cell Biol. 109, 3073-3083 (1989).</li>
<li>Heidemann, S. R., Kaech, S., Buxbaum, R. E., Matus, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observations+of+the+mechanical+behaviors+of+the+cytoskeleton+in+living+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Direct observations of the mechanical behaviors of the cytoskeleton in living fibroblasts.</a> J Cell Biol. 145, 109-122 (1999).</li>
<li>Yoneda, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+Exerted+by+a+Single+Cilium+of+Mytilus-Edulis+.1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Force Exerted by a Single Cilium of Mytilus-Edulis .1.</a> Journal of Experimental Biology. 37, (1960).</li>
<li>Bray, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+Tension+Produced+by+Nerve-Cells+in+Tissue-Culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Mechanical Tension Produced by Nerve-Cells in Tissue-Culture.</a> Journal of Cell Science. 37, 391-410 (1979).</li>
<li>Pfister, B. J., Iwata, A., Meaney, D. F., Smith, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extreme+stretch+growth+of+integrated+axons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Extreme stretch growth of integrated axons.</a> J Neurosci. 24, 7978-7983 (2004).</li>
<li>Fass, J. N., Odde, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tensile+force-dependent+neurite+elicitation+via+anti-beta1+integrin+antibody-coated+magnetic+beads%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Tensile force-dependent neurite elicitation via anti-beta1 integrin antibody-coated magnetic beads.</a> Biophys J. 85, 623-636 (2003).</li>
<li>Yang, S., Saif, M. T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfabricated+Force+Sensors+and+Their+Applications+in+the+Study+of+Cell+Mechanical+Response%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Mech%22%5BJournal%5D)">Microfabricated Force Sensors and Their Applications in the Study of Cell Mechanical Response.</a> Exp Mech. 49, 135-151 (2009).</li>
<li>Bernal, R., Melo, F., Pullarkat, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drag+Force+as+a+Tool+to+Test+the+Active+Mechanical+Response+of+PC12+Neurites%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Drag Force as a Tool to Test the Active Mechanical Response of PC12 Neurites.</a> Biophysical Journal. 98, 515-523 (2010).</li>
<li>Lamoureux, P., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+that+growth+cones+pull%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Direct evidence that growth cones pull.</a> Nature. 340, 159-162 (1989).</li>
<li>Heidemann, S. R., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+cone+behavior+and+production+of+traction+force%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Growth cone behavior and production of traction force.</a> J Cell Biol. 111, 1949-1957 (1990).</li>
<li>O'Toole, M., Lamoureux, P., Miller, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+physical+model+of+axonal+elongation%3A+force%2C+viscosity%2C+and+adhesions+govern+the+mode+of+outgrowth%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">A physical model of axonal elongation: force, viscosity, and adhesions govern the mode of outgrowth.</a> Biophys J. 94, 2610-2620 (2008).</li>
<li>Bray, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+growth+in+response+to+experimentally+applied+mechanical+tension%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Axonal growth in response to experimentally applied mechanical tension.</a> Dev Biol. 102, 379-389 (1984).</li>
<li>Heidemann, S. R., Lamoureux, P., Ngo, K., Reynolds, M., Buxbaum, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open-dish+incubator+for+live+cell+imaging+with+an+inverted+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Open-dish incubator for live cell imaging with an inverted microscope.</a> Biotechniques. 35, 708-708 (2003).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Técnicas para aplicar e medir forças celulares têm uma longa história 9. Nosso método foi originalmente motivado pelo trabalho de Dennis Bray, que usou agulhas de vidro semelhante ao nosso para &quot;rebocar&quot; os neurônios em uma taxa constante através de um dispositivo motorizado hidráulico 10. Existem muitos meios alternativos de aplicação de forças para as células que incluem: motores de passo 11, 12 esferas magnéticas, vigas microfabricated 13 e fluxos de fluido 1...

<table><tbody><tr><td>Tubo capilar R-6</td><td>Drummond Scientific</td><td>9-000-3111</td><td>Tubo de vidro R-6, OD 0,9 mm, ID 0,6 mm, 8&quot;</td></tr><tr><td>Puxador BB-CH</td><td>Mecanex S.A., Genebra, Suíça</td><td>BB-CH puller</td><td>Utilize o Modo 4 Alt com CP=100, PP=10, SP1=1000, SP2=1000</td></tr><tr><td>Fio de Cromel 0,001&quot;</td><td>Omega Engineering, Inc.</td><td>SPCH-001-50</td><td>Fio termopar sem revestimento, carretel de 50 pés, agora chamado Chromega</td></tr><tr><td>Fio de Constantan 0,003&quot;</td><td>Omega Engineering, Inc.</td><td>SPCI-003-50</td><td>Fio termopar sem revestimento, carretel de 50 pés</td></tr><tr><td>Pinça fina</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td>Dumont Inox nº 5</td></tr><tr><td>Suporte universal para microscópio com braço articulado</td><td>Nikon Instruments</td><td>76135 ou 90430</td><td>A maioria das marcas ou tipos de suporte com braço articulado funcionará para este uso</td></tr><tr><td>Micromanipulador mecânico</td><td>Narishige International</td><td>M-152</td><td>Micromanipulador mecânico de três eixos com acionamento direto</td></tr><tr><td>Micromanipulador hidráulico</td><td>Narishige International</td><td>MO-203</td><td>Agora disponível como MMO-203, tipo com três eixos móveis</td></tr><tr><td>Porta-agulha</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520145</td><td>Jogo com 3 unidades</td></tr><tr><td>Suporte simples para instrumento</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520142</td><td></td></tr><tr><td>Suporte duplo para instrumento</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520143</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador mecânico</td><td>Leica Microsystems</td><td>39430001</td><td>Montagem em haste, 1 suporte para sonda, modelo RH 430001</td></tr><tr><td>Micromanipulador mecânico com joystick</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520137</td><td></td></tr><tr><td>Leica DM IRB</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Microscópio invertido</td></tr><tr><td>Mesa de isolamento Vibraplane</td><td>Kinetic Systems</td><td>Série 1200</td><td>O nosso é o modelo 1201-02-12</td></tr><tr><td>Ringcubator</td><td>Construído artesanalmente (ver referência 19)</td><td></td><td>Referência 19, requer controlador atualizado listado abaixo</td></tr><tr><td>Controlador de temperatura programável</td><td>Instrumart.com</td><td>Fuji Electric PXR3</td><td>Substitui o controlador de temperatura descontinuado PXV3</td></tr><tr><td>Nikon Diaphot TMD</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td>Microscópio invertido, aproximadamente de 1980</td></tr><tr><td>Nikon SMZ-10, binocular para dissecação</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td>Outros microscópios para dissecação funcionarão</td></tr></tbody></table>

a manipulação mecânica de neurônios para controlar o desenvolvimento axonal

Mechanical Manipulation of Neurons to Control Axonal Development

Manipulações de células e extensão de axônios neuronal pode ser realizado com vidro calibrado micro-fibras capazes de medir e aplicação de forças na faixa de 1,2 1-10 μdyne. Medidas de força são obtidos através da observação da Hookean flexão das agulhas de vidro, que são calibrados por um método direto e empírica 3. Requisitos de equipamentos e procedimentos para a fabricação, calibração, tratamento e usando as agulhas sobre as células estão completamente descritos. A força de regimes tipos de células usadas anteriormente e diferente para que estas técnicas foram aplicadas demonstrar a flexibilidade da metodologia e são dados como exemplos para futuras investigações 4-6. As vantagens técnicas são as &quot;visualização&quot; contínua das forças produzidas pelas manipulações ea capacidade de intervir diretamente em uma variedade de eventos celulares. Estes incluem a estimulação direta e regulação do crescimento axonal e retração 7, assim como desapego e medições mecânicas em qualquer tipo de células cultivadas 8.

Aplicação e medições diretas de forças sobre os neurônios na faixa Microdyne 2000-1000 são obtidos com alta precisão usando agulhas de vidro calibrado. Esta metodologia pode ser usada para controlar e medir vários aspectos do desenvolvimento axonal, incluindo a iniciação axonal, a tensão axonal, a velocidade de alongamento axonal, e vetores de força.

A manipulação mecânica de Neurônios para controlar o desenvolvimento Axonal

Manipulações celulares e a extensão de axônios neuronais podem ser realizadas com microfibras de vidro calibradas, capazes de medir e aplicar forças na...

O objetivo deste experimento é estender um axônio enquanto se medem com precisão as forças. Isso é alcançado por meio da confecção de uma agulha de referência de arame diretamente calibrada, seguindo-se a calibração da agulha de referência de arame; agulhas calibradas, intermediárias e de trabalho são preparadas na faixa de força desejada. Em seguida, cones de crescimento são rebocados com uma agulha de trabalho para promover o alongamento de um axônio.O alongamento axonal resultante é registrado e as forças são medidas com base na flexão da agulha calibrada. Este método pode responder perguntas fundamentais sobre a biofísica do alongamento axonal. Inicie este procedimento utilizando um puxador de microsserrote ajustável e tubos capilares de vidro para fabricar agulhas com pontas afiladas de aproximadamente quatro milímetros de comprimento.Armazene as agulhas em uma placa de Petri de 160 milímetros com tampa. Em seguida, prepare uma agulha de calibração de arame inserindo um arame de cromel de 0,001 polegada no interior de uma agulha de vidro com a ponta quebrada. Puxe o arame para fora da ponta até um comprimento de 26 milímetros e fixe-o com cola instantânea.Dobre o milímetro distal do fio em forma de gancho. Em seguida, são feitos micro pesos a partir de um metro de fio com diâmetro constante de 0,003 polegadas. Para medir o fio, fixe-o com fita adesiva em uma régua de um metro.Para ajudar a deixá-lo o mais reto possível, pese o fio de um metro e corte-o com precisão em pedaços de um centímetro. Dobre várias partes do fio em forma de vaso. A calibração das agulhas de arame requer um microscópio estereoscópico com escala vertical e um micromanipulador. O microscópio é inclinado 90 graus sobre o seu lado. Utiliza-se um suporte universal articulado para que a deflexão descendente da agulha de arame possa ser observada.Monte a agulha de arame em um suporte de ferramenta em um micromanipulador de modo que fique perpendicular ao eixo óptico do microscópio. Alinhe o gancho da agulha de arame com uma marca radical. Pendure o micro-peso de um centímetro no gancho e registre a deflexão.A constante de flexão do fio de referência é igual à massa do micro peso dividida pelo deslocamento observado. Após a calibração, prepare a agulha para o próximo passo cortando o gancho no ponto de passagem com a lâmina de barbear, a fim de calibrar as agulhas de vidro intermediárias. É necessário um microscópio invertido com ocular micrométrica.Em um lado da platina do microscópio, há um micromanipulador mecânico usado para segurar a agulha de arame. No outro lado, encontra-se um micromanipulador hidráulico utilizado para mover a agulha de vidro intermediária. Utilizando os micromanipuladores, calibre o sistema trazendo ambas as agulhas juntas ao centro do campo óptico em um ângulo de 45 graus, em uma placa de Petri de 160 milímetros por 30 milímetros contendo água, em um campo de 10 x. Em seguida, realize uma série de deflexões para cada uma dessas deflexões.Observe a quantidade inicial desviada e a posição final sem carga do ponteiro de vidro após a liberação. Isso gera 10 pares de pontos de dados. Para preparar os 10 pares de dados para uma regressão linear, a deflexão inicial é subtraída do segundo número dos pares registrados.Adicione cinco pares de controle de zero zero aos 10 pares de dados experimentais para ancorar a regressão linear no zero, que corresponde à deflexão nula. Na força nula. Calcule a regressão linear com esses 15 pares de dados.A constante da mola da agulha de vidro intermediária é igual à constante de flexão conhecida das agulhas de arame dividida pelo coeficiente angular da linha de regressão. Em seguida, calibre as agulhas de vidro de trabalho em relação à agulha de vidro intermediária conforme descrito acima. Agulhas de vidro com menos de dois mícrons por micrômetro podem ser levemente encurtadas para trazê-las para uma faixa de rigidez apropriada.Pressione as agulhas a serem revestidas contra o lado de um pedaço de argila mantido acima de um béquer de 10 mililitros contendo a solução do fator de adesão, de modo que apenas a ponta da agulha seja imersa na solução, sequencialmente. Mergulhe as agulhas na solução de polilisina 0,1% por 30 minutos. Em seguida, mergulhe as agulhas em conval e a por 30 minutos, ao mesmo tempo em que trata a agulha com fatores de adesão.Ligue o incubador ou o sistema de aquecimento da platina do microscópio. Assim, a platina atingirá o equilíbrio térmico. A estação de trabalho de tração sobre uma mesa de isolamento de vibrações consiste em um microscópio invertido equipado com um manipulador hidráulico que sustenta uma extensão personalizada contrabalançada, na qual o suporte duplo de ferramentas é inserido.Insira uma agulha de referência não calibrada em um porta-agulhas de modo que ela se estenda o máximo possível. Coloque este conjunto no lado direito do porta-ferramentas duplo. Em seguida, insira a agulha de trabalho tratada em um porta-agulhas, de modo que ela se estenda até a metade do comprimento da agulha de referência, e coloque-a no lado esquerdo do porta-ferramentas duplo.Pré-ajuste o micromanipulador hidráulico para que o controle vertical esteja totalmente para cima. Em seguida, aproxime as pontas das duas agulhas utilizando o parafuso de ajuste lateral. Posicione a agulha.Portanto, os pontos são examinar visualmente o par de lados e usar o parafuso direito para cima e para baixo para alinhar as pontas no mesmo plano. Gire o suporte da ferramenta e posicione as pontas das agulhas no trajeto da luz acima da superfície do meio. Incline-as para baixo acentuadamente.Ajuste o parafuso da junta esférica na base. Foque para cima, acima das células, na parte inferior da placa, utilizando a objetiva de 10 x. Abaixe as agulhas até o meio de cultura para localizar as pontas das agulhas no campo visual do microscópio.Antes de inseri-los muito profundamente no interior da placa de cultura. Mova a agulha de um lado para o outro, para trás ou para frente, e procure pela sua sombra. Assim que uma agulha estiver visível, gire o parafuso de movimentação lateral para identificar qual agulha foi encontrada.Se mover junto com o parafuso, é a agulha de referência. Se não mover, é a agulha calibrada. Quando ambas as agulhas estiverem posicionadas, use os controles finos do suporte duplo de ferramentas para alinhá-las.O objetivo é posicionar as pontas das agulhas a cerca de 50 micrômetros de distância, ou aproximadamente uma polegada no monitor. O referencial deve estar mais acima do prato de cultura e, portanto, um pouco desfocado. Quando a agulha de tração estiver focada sobre o prato, registre a imagem dessa posição final ajustada.A separação das agulhas é a distância de referência zero. Eleve as agulhas acima do plano do espécime e posicione-as na borda do campo visual. Escolha um axônio experimental seguindo as orientações no protocolo escrito.Mova as agulhas próximo ao cone de crescimento do axônio e registre novamente a distância zero. Em seguida, eleve a mesa de isolamento de vibração para manipular um cone de crescimento sobre a agulha. Posicione a agulha de tração ao lado do cone de crescimento abaixo dele e, então, abaixe a agulha contra o fundo do recipiente.Isso fará com que a agulha se desvie para cima, dobrando e deslizando ao longo da placa até o cone de crescimento, e então desencaixando o cone de crescimento e movendo-o para cima. Pressione a agulha contra o fundo da placa com força suficiente para que o cone de crescimento se prenda à ponta da agulha, mas não tanto a ponto de escorregar por cima da agulha e deslizar para trás. Aguarde 20 minutos para permitir que a fixação se estabeleça.Quando o cone de crescimento estiver sobre a agulha, aplique uma leve tensão sobre ele. Movendo a agulha para a direita e levantando-a ligeiramente, compense o movimento descendente da agulha movendo-a um pouco para frente enquanto é elevada. Levante a agulha em estágios até que o processo ligado esteja se estendendo perpendicularmente à agulha e acima da superfície da placa. O reboque é realizado movendo as agulhas para longe do corpo celular.Em pequenos incrementos, as forças são observadas como um aumento do afastamento entre as agulhas enquanto a tensão é gradualmente aumentada. Observe cuidadosamente quaisquer sinais de desprendimento do cone de crescimento da agulha. Mantenha o nível do meio no recipiente adicionando água a cada hora para compensar a evaporação.Usando uma marca na lateral do recipiente para indicar a profundidade inicial, adicione lentamente água na lateral do recipiente, distante das agulhas, com uma pipeta alongada ao final de um experimento. Antes de retirar as agulhas do recipiente, verifique novamente a distância zero. Leia as posições das agulhas ao longo do eixo horizontal na tela.Também registre a posição do corpo celular e os momentos em que a distância de separação entre as agulhas menos a distância zero sem carga, multiplicada pela constante de flexão da agulha, equivale aos mícrons de força aplicada. Abaixo, mostra-se um exemplo de campo de células com diversas opções possíveis para controlar o desenvolvimento axonal. O axônio horizontal com um grande cone de crescimento é uma boa escolha.O corpo celular é posicionado próximo à borda da tela e as agulhas são aproximadas do cone de crescimento. Uma imagem é capturada da separação das agulhas descarregadas, que corresponde à distância zero. Antes de iniciar o experimento, a agulha de tração é posicionada contra o cone de crescimento para verificar se uma adesão espontânea pode ser obtida.Em seguida, a agulha é empurrada um pouco mais para dentro do cone de crescimento. A manobra de empurrar para cima é realizada abaixando a agulha contra o fundo da placa, fazendo com que a agulha se curve e deslize para dentro do cone de crescimento, deslocando-o. Um pequeno incremento de tensão para frente também foi adicionado.Após 15 minutos, o axônio parece ter se alongado com o movimento para frente da agulha. Em seguida, aplica-se mais tensão à agulha de tração e inicia-se a elevação da agulha. Adiciona-se tensão adicional, indicada pelo aumento da separação entre as agulhas.Neste ponto, o axônio está claramente se estendendo. A agulha de referência não avançou, mas o axônio cresceu em sua direção, reduzindo a tensão. Além disso, as agulhas foram levemente elevadas.Aqui ainda, é adicionada mais tensão à agulha de tração. Ocorreu crescimento significativo em resposta à tensão aplicada na agulha de tração flexionada. Ao final do experimento, é realizada uma verificação final de zero.O processo inteiro é demonstrado nesta sequência com lapso de tempo. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como calibrar agulhas, manipular o cone de crescimento sobre uma agulha e medir as forças durante a extensão de um axônio.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

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Aprenda a manipulação mecânica de neurônios para controlar o desenvolvimento axonal usando agulhas de vidro calibradas. Este método permite medir forças na faixa de microdinas durante a elongação axonal.

A manipulação mecânica de Neurônios para controlar o desenvolvimento Axonal

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