Name: Ventilação a pressão controlada para induzir lesão pulmonar aguda em ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Aprenda a induzir lesão pulmonar aguda em camundongos por ventilação mecânica de alta pressão após traqueotomia. Este modelo reproduz características da síndrome do desconforto respiratório agudo humano para estudos fisiológicos.

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<p class="jove_content"&gt; Os estudos atuais são suportados pelo National Heart, Lung, and Blood Institute Grant R01-HL0921, R01-DK083385 e R01HL098294 para HK Eltzschig, o 1K08HL102267-01 a T. Eckle e Fundação para a Educação Anestesia e Bolsas de Investigação para T. Eckle e HK Eltzschig, e da American Heart Association para Grant T. Eckle e Eltzschig HK e Deutsche Forschungsgemeinschaft bolsa de pesquisa (DFG) para M. Koeppen.</p

Observações gerais: Todas as operações devem ser realizadas em um microscópio de dissecação vertical (Olympus, SZX10 com Z-Axis Mensagem Crank com STU2 Fique lança Stand) e usando um coagulador cirúrgica (11). Os grupos experimentais devem ser combinados da melhor forma possível na idade e peso para garantir a comparabilidade dos resultados. Administração de temperatura, pressão arterial anestesia, e fluido deve ser estável por toda parte. 1. Anestesia e preparação traquéia <ol><li> Use camundongos C57BL / 6 que são pelo menos 10 semanas de idade e tem um corpo de 22-25 g. Induzir a anestesia com pentobarbital sódico na dose de um ip 70 mg / kg peso corporal (6). Manter a anestesia com cerca de 10 mg / kg / h de sódio pentobarbital. Seja cauteloso com overdose uma vez que este pode reduzir significativamente a pressão arterial. Re-dose de pentobarbital - mesmo depois de horas-pode levar a um aumento severo dos níveis plasmáticos. </li><li> Após indução da anestesia, os ratos segura em posição supina com as extremidades superiores e inferiores anexado à mesa com uma fita e uma sutura presa aos tornozelos. Faça o mesmo para a cabeça, usando os dentes. Restrição suficiente é importante para uma intubação de sucesso e uma cirurgia bem controlada. Antes da cirurgia, cobrir o mouse com óleo mineral para reduzir o risco de alergia cabelo mouse. A fim de assegurar que a temperatura corporal permanece estável cobrir os ratos com filme de alimentos disponíveis comercialmente. </li><li> Camundongos colocar em uma mesa aquecida com temperatura controlada (RT, Effenberg, Munique, Alemanha) com uma sonda termômetro retal ligado ao controlador de retorno térmico para manter a temperatura corporal a 37 ° C. </li><li> Expor a traquéia cirurgicamente. Dissecar laterais e dorsal da traquéia do tecido conjuntivo e coloque duas fio de seda 3,0 cirúrgico (aparelho Harvard, EUA) a cada 10 cm de comprimento por baixo da traquéia. As suturas devem ser de aproximadamente 1 cm. </li><li> Cuidadosamente inciso traquéia 3-4 mm abaixo da laringe entre duas cartilagens circular usando uma tesoura McPherson-Vannas (8 cm, lâmina reta; Instrumentos de Precisão World, EUA). Certifique-se de não causar um sangramento, já que isso pode confundir os parâmetros de resultados. </li><li> Realizar uma intubação traqueal com cânula de polietileno blunt (INSYTE 22g, Beckton Dickinson, EUA). Insira a ponta da cânula de polietileno em um ângulo de 85 graus na traquéia. Em seguida, incline a cânulas por isso está de acordo com a luz traqueal. Lentamente avanço do tubo mais abaixo da traquéia até a ponta da cânula desapareceu na abertura do tórax. Fixar o tubo nesta posição com o fio de seda dois cirúrgica colocada dorsal da traquéia (ver 1.4). </li></ol> 2. Técnica de ventilação mecânica da lesão pulmonar induzida <ol><li> Ligue o tubo a um ventilador. Para induzir a lesão pulmonar usamos uma pressão técnica de ventilação controlada usando um C 900 Servo da Siemens (DRE Veterinária, EUA). Animais serão ventiladas com pico de pressão inspiratória de 45 mbar, freqüência de 80 respirações / min e uma pressão positiva expiratória final de 0-3 mbar com uma FiO 2 = 1,0. A inspiração à relação de expiração deve ser de 1:1. Apesar do fato de que o C 900 Servo é construído como ventilador para os seres humanos, a sua utilização em um ambiente de ventilação pressão controlada excelentes trabalhos para a ventilação de camundongos. </li><li> Monitor de freqüência cardíaca com ECG (por exemplo, Hewlett Packard, B blingen, Alemanha). Certifique-se que a freqüência cardíaca não cai abaixo de 400. Deve-se ver uma mudança do eixo do coração para a direita, quando a ventilação mecânica é instituído como um sinal de aumento da pressão arterial pulmonar decorrente de um aumento na pressão intratorácica. Se o rato se desenvolve bradicardia, verifique a temperatura ea dose do anestésico / concentração. Xylacin / cetamina induz anestesia um coração coração de 250 / min e não é recomendada. </li><li> Aplique uma reposição de líquidos adequada. Uma infusão com solução salina 0,1 ml / hora através de um cateter arterial ou venosa deve ser realizada antes da ventilação e garantir o arquivamento venosa suficiente. Devido às pressões de ventilação alta o retorno venoso para o coração é prejudicada, o que pode levar a uma queda crítica da pressão arterial média. Além disso, uma solução salina em bolus de 500 mL pode ser dado ip antes da cirurgia. </li><li> Colocar um cateter na artéria carótida para a gravação contínua da pressão arterial (27). Fixe o braço para o corpo antes de começar a dissecção da artéria. A artéria carótida é exposta através de dissecção romba da musculatura paratraqueal. Após a exposição ainda mais cuidado e evitar de qualquer trauma tecidual (particular do nervo vago), um cateter é inserido dentro do vaso usando duas suturas e uma braçadeira pequena (37). Isto irá expor um longo segmento da artéria. Coloque uma ligadura no final da artéria carótida. Anexar um maior aperto para o final da sutura para obter ª tensão ou fixarsutura e para a mesa usando fita. Coloque outro sutura ao redor da artéria e dissecar a artéria até o fim distal. Aqui, colocar uma braçadeira de pequeno porte. Use uma tesoura para cortar micro de uma pequena abertura na diagonal dentro da artéria. Segure a abertura com uma pinça fina (Dumont, WPI) e avançar o cateter de tamanho apropriado com as mãos / fórceps. Faça um nó com o seu segundo e segura de sutura da artéria. Solte a braçadeira e avançar o cateter ainda mais. Fixe o cateter com vários nós e fita. Alternativamente, o cateter de artéria carótida pode ser realizado no final do experimento para coletar amostras de sangue arterial para gasometria. </li></ol> 3. Recuperação de amostras de tecido Após 3 horas de ventilação mecânica, serão colhidas amostras para avaliar a extensão da lesão pulmonar. Recomendamos coletar lavado brochnoalveolar (BAL), sangue arterial e no tecido pulmonar. <ol><li> Obter LBA, no final do experimento. Depois de aprofundamento da anestesia, lave o tubo traqueal com 1 ml solução salina tamponada com fosfato (PBS). O fluido deve permanecer na traquéia / pulmão por três segundos antes que ele é a recuperação através da seringa conectada. O LBA é snap-congelados em nitrogênio líquido e armazenadas a -80 ° C para análise posterior. Estar ciente de que o volume pode ser recuperado significativamente menor do que 1 ml. </li><li> Realizar a análise de gases sanguíneos, no final do experimento. A fim de fazer isso, uma incisão deve ser feita logo abaixo do esterno. Segure o esterno com uma pinça e extensão da incisão ao longo da caixa torácica. Em seguida, o diafragma é incisão nas bordas e é cortado a partir as costelas. Agora há uma visão aberta para o mais baixo da abertura do tórax. Levantar o esterno até com uma pinça e abrir o tórax por cortes longos no lado direito e esquerdo (como laterais possível) para que a parede do tórax anterior completa está ligado-alas. Isto deve ser feito, enquanto o animal ainda é experimental ventilação mecânica. O ventrículo esquerdo é perfurado usando um 27 ½ G agulha e análise do sangue arterial é realizada utilizando o Sistema i-STAT (Abbott, EUA). Se a gasometria arterial deve ser realizada, uma BAL não pode ser obtida, uma vez que este será um fator de confusão significativa para os resultados. </li><li> Em alternativa ao método acima, as amostras de sangue arterial podem ser coletadas através do cateter de artéria carótida. No entanto, isto deve ser feito antes do LBA é obtido. </li><li> Especiais de consumo os pulmões em bloco, puxando-se o coração e cortar a traquéia. Ter um pedaço de tecido pronto para absorver o sangue, de modo que o sítio cirúrgico é visível. Puxe o coração na direção do abdômen e corte cuidadosamente ao longo da espinha para mobilizar todos os órgãos do tórax. Corte a aorta, remover os órgãos torácicos e coloque-os sobre uma mesa limpa cirúrgico. </li><li> Cortar o coração e os vasos principais da amostra de tecido. Certifique-se que não há tecido do timo ainda ligado ao pulmão. Separar os pulmões com uma tesoura e coloque em tubos individuais e encaixe-congelante. Armazenar a -80 ° C para análise posterior. </li></ol> 4. Medição de lesão pulmonar Recomendamos a utilização dos parâmetros seguintes resultados para avaliar a extensão da lesão pulmonar: Realizar um ELISA albumina (Bethyl Laboratories, EUA) e um mieloperoxidase (MPO) ELISA (Hycult Biotecnologia, EUA) para avaliar a extensão da disfunção de barreira e a quantidade de inflamatória células no LBA. Realizar um ELISA MPO também formam o tecido pulmonar. Se wet-a-seco proporção deve ser medida não obtemos LBA e da circulação pulmonar não é lavada (ver 3.3). Medir o peso dos pulmões após a excisão. Em seguida, os pulmões são liofilizadas por 48 h e no tecido pulmonar é medido novamente. Então a relação de wet-a-seco é medido em mg de água por mg de tecido seco (5). <img src="/files/ftp_upload/2525/2525fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Teor de proteínas na BAL em resposta a VILI. Camundongos foram anestesiados com pentobarbital, ventilação mecânica foi instituída e os ratos foram ventilados com pressão controlada configurações (pressão inspiratória de 45 mbar, positiva ao final da exspiratory pressão de 3 mbar, 100% inspirado concentração de oxigênio). Após 0, 1, 2 e 3 horas de ventilação BAL foi colhida eo teor de proteína foi quantificado através de um ensaio de ácido bicinchoninic (ensaio BCA). A mudança relativa do teor de proteínas é mostrado normalizado para 0 horas de ventilação (n = 4 por grupo, * indica p &lt;0,05 comparado ao grupo controle, média ± SEM)

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<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Kuhlicke, J., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIF-1-dependent+repression+of+adenosine+kinase+attenuates+hypoxia-induced+vascular+leak%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">HIF-1-dependent repression of adenosine kinase attenuates hypoxia-induced vascular leak.</a> Blood. 111, 5571-5580 (2008).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Nivillac, N. M., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-inducible+factor-dependent+repression+of+equilibrative+nucleoside+transporter+2+attenuates+mucosal+inflammation+during+intestinal+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-inducible factor-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter 2 attenuates mucosal inflammation during intestinal hypoxia.</a> Gastroenterology. 136, 607-618 (2009).</li>
<li>Reutershan, J., Vollmer, I., Stark, S., Wagner, R., Ngamsri, K. C., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine+and+inflammation%3A+CD39+and+CD73+are+critical+mediators+in+LPS-induced+PMN+trafficking+into+the+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Adenosine and inflammation: CD39 and CD73 are critical mediators in LPS-induced PMN trafficking into the lungs.</a> FASEB J. 23, 473-482 (2009).</li>
<li>Schingnitz, U., Hartmann, K., Macmanus, C. F., Eckle, T., Zug, S., Colgan, S. P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+through+the+A2B+adenosine+receptor+dampens+endotoxin-induced+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Signaling through the A2B adenosine receptor dampens endotoxin-induced acute lung injury.</a> J Immunol. 184, 5271-5279 (2010).</li>
<li>Thompson, L. F., Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Van De Wiele, C. J., Resta, R., Morote-Garcia, J. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+for+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+in+vascular+leakage+during+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Crucial role for ecto-5'-nucleotidase (CD73) in vascular leakage during hypoxia.</a> J. Exp. Med. 200, 1395-1405 (2004).</li>
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<li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+adenosine+in+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%28Bethesda%29%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular adenosine in acute lung injury.</a> Physiology (Bethesda). 24, 298-306 (2009).</li>
<li>Koeppen, M., Feil, R., Siegl, D., Feil, S., Hofmann, F., Pohl, U., de Wit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+mediates+NO-+but+not+acetylcholine-induced+dilations+in+resistance+vessels+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase mediates NO- but not acetylcholine-induced dilations in resistance vessels in vivo.</a> Hypertension. 44, 952-955 (2004).</li>
</ol>

O presente estudo descreve uma técnica de realizar ventilador da lesão pulmonar induzida em camundongos. Este modelo demonstra lesão altamente reprodutíveis, devido à ventilação de alta pressão. Investigadores que consideram estudar lesão pulmonar aguda em ratos podem beneficiar deste modelo.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome do reagente </th><th> Companhia </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentários (opcional) </th></tr><tr><td> Pentobarbital sódico (Plus Fatal) </td><td> Vortech Pharmaceutical Ls, Ltd, </td><td> VPL 9372 </td><td> 4mg/ml em solução salina </td></tr><tr><td> INSYTE 22 G </td><td> Beckton Dickinson </td><td> n / a </td><td></td></tr><tr><td> Sutura, de seda 4,0 </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 517698 </td><td></td></tr><tr><td> Sutura, Prolene 8,0 </td><td> Ethicon, EUA </td><td> M8739 </td><td> reutilizáveis </td></tr><tr><td> Siemens 900 ° C </td><td> DRE Veterinária, EUA </td><td> # 336 </td><td> remodelado </td></tr><tr><td> microscópio de dissecação (SZX10) </td><td> Olimpo </td><td> n / a </td><td> considerar a distância de trabalho generosa </td></tr><tr><td> Tabela de aquecimento </td><td> Rt, Effenberger, Alemanha </td><td> n / a </td><td> único fornecedor e único </td></tr><tr><td> Dispositivo de pressão arterial </td><td> Cyber-Sense, Inc </td><td> BPM02 </td><td></td></tr><tr><td> STAT I </td><td> Abbott </td><td> n / a </td><td></td></tr></tbody></table>

ventilação a pressão controlada para induzir lesão pulmonar aguda em ratos

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Modelos murinos são amplamente utilizados para investigar lesões agudas de diferentes sistemas dos órgãos (1-34). Lesão pulmonar aguda (LPA), que ocorre com a ventilação mecânica prolongada, contribui para a morbidade e mortalidade da doença crítica, e estudos sobre novos alvos farmacológicos ou genéticos são áreas de intensa investigação (1-3, 5, 8, 26, 30, 33 -36). ALI é definido pelo início agudo da doença, o que leva a não-cardíacas edema pulmonar e insuficiência pulmonar subseqüente de troca gasosa (36). Nós desenvolvemos um modelo murino de ALI usando uma ventilação com pressão controlada para induzir o ventilador da lesão pulmonar induzida (2). Para este fim, os camundongos C57BL / 6 são anestesiados e uma traqueostomia é realizada seguida de indução da LPA através de ventilação mecânica. Ratos são ventilados em um ambiente com pressão controlada com um pico de pressão inspiratória de 45 mbar por 1-3 horas. Como parâmetros de resultado, edema pulmonar (wet-a-seco ratio), conteúdo líquido broncoalveolar albumina, fluido broncoalveolar e conteúdo mieloperoxidase pulmonar tecidos e as trocas gasosas pulmonares são avaliados (2). Usando esta técnica nós poderíamos mostrar que suficientemente induz inflamação pulmonar aguda e pode distinguir entre diferentes grupos de tratamento ou genótipos (1-3, 5). Portanto, esta técnica pode ser útil para pesquisadores que buscam mecanismos moleculares envolvidos na ALI usando uma abordagem genética em camundongos com o gene-alvo exclusão.

Um modelo murino para o ventilador lesão pulmonar induzida é uma ferramenta importante para estudar uma lesão pulmonar aguda<em&gt; In vivo</em&gt;. Aqui, nós relatamos uma aplicáveis ​​fácil<em&gt; In situ</em&gt; Modelo de lesão pulmonar aguda de alta pressão de ventilação mecânica para induzir insuficiência aguda do pulmão.

Ventilação a pressão controlada para induzir lesão pulmonar aguda em ratos

Modelos murinos são extensivamente utilizados para investigar lesões agudas de diferentes sistemas orgânicos (1-34). A lesão pulmonar aguda (LPA), que ocorre com a exposição prolongada...

O objetivo geral deste procedimento é induzir lesão pulmonar em camundongos utilizando um ventilador. Isso é realizado realizando uma traqueotomia e administrando ventilação mecânica de alta pressão. Em seguida, um cateter é inserido na artéria carótida para medir parâmetros hemodinâmicos.Após o animal ter permanecido no ventilador por tempo suficiente para induzir lesão pulmonar, são coletadas amostras de sangue arterial e fluido de lavado broncoalveolar. O passo final do procedimento é colher o tecido pulmonar para análises adicionais. Em última instância, podem ser obtidos resultados que correlacionam alterações nas amostras coletadas com a duração da ventilação mecânica.A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como a inalação de LPS, é que ela induz uma lesão pulmonar aguda, que assemelha-se a todas as características principais da síndrome do desconforto respiratório agudo encontrada em humanos. Para começar, posicione um camundongo anestesiado em posição supina sobre uma mesa aquecida com controle de temperatura, passe material de sutura ao redor de cada extremidade e, em seguida, fixe as suturas à mesa com fita adesiva. Em seguida, fixe a cabeça no lugar passando uma sutura sob os dentes superiores.Administre um bolo de soro fisiológico de 500 microlitros e insira uma sonda retal conectada a um controlador de realimentação térmica para garantir que a temperatura corporal permaneça em 37 graus Celsius. Após o preparo, o camundongo pode ser coberto com óleo mineral para reduzir a exposição a alérgenos provenientes dos pelos. Por fim, cubra o animal com filme plástico comercialmente disponível para ajudar a manter a temperatura corporal.Para expor a traqueia, faça uma incisão ao longo do pescoço e disseque cuidadosamente os músculos e tecidos conjuntivos ao redor. Posicione dois fios cirúrgicos de 10 centímetros sob a traqueia, com cerca de um centímetro de distância entre eles. Use pinça McPherson e tesoura de Vanna para incisar cuidadosamente a traqueia entre dois anéis de cartilagem, aproximadamente três a quatro milímetros abaixo da laringe.Para concluir a intubação, insira a ponta de uma cânula de polietileno rombuda em um ângulo de 85 graus na traqueia. Em seguida, incline a cânula de modo que fique alinhada com a luz traqueal. Avance lentamente o tubo até que a ponta desapareça na abertura do tórax.Fixe o tubo na posição com os dois pontos cirúrgicos que foram colocados anteriormente sob a traqueia. Por fim, conecte o tubo ao ventilador. A lesão pulmonar é induzida com um servo 900 C da Siemens.Utilizando uma técnica de ventilação controlada por pressão, ajuste o pico de pressão inspiratória para 45 milibares com uma frequência de 80 respirações por minuto e uma pressão positiva ao final da expiração entre zero e três milibares, com uma fração de oxigênio inspirado igual a um; a relação entre inspiração e expiração é de um para um. Uma vez que o animal esteja conectado com sucesso ao ventilador, um cateter é inserido na artéria carótida para medir a pressão sanguínea e a frequência cardíaca. Um segmento mais longo da artéria será exposto se o braço for fixado primeiramente ao lado do corpo.Inicie dissecando rombudo os músculos paratraqueais para expor a artéria carótida; uma vez isolada, posicione uma sutura na extremidade proximal da artéria e fixe-a com um clipe ou fita. Coloque uma segunda sutura cerca de um centímetro de distância da primeira e dê o nó, mas não aperte a sutura ao redor da artéria. Disseque a artéria até a extremidade mais distal e coloque um pequeno clipe para prevenir perda sanguínea.Use uma tesoura microcirúrgica para fazer uma pequena abertura diagonal na artéria acima do segundo ponto. Segure a abertura com pinça fina enquanto insere o cateter e aperte o nó para fixá-lo no lugar. Em seguida, solte o clipe e avance o cateter adiante.Avance o cateter além da segunda sutura. Fixe o cateter com vários nós e fita adesiva. Uma vez que o cateter esteja posicionado, infunda soro fisiológico a uma taxa de 0,1 mililitro por hora e conecte-o ao dispositivo de medição da pressão arterial.Por fim, fixe grampos nas extremidades para monitorar a frequência cardíaca. Após três horas de ventilação mecânica, as amostras são coletadas para medir a extensão da lesão pulmonar. Primeiro, colete amostras do cateter da artéria carótida para análise de gases sanguíneos.Após aprofundar o nível de anestesia, remova a conexão do ventilador e insira uma seringa contendo um mililitro de solução salina tamponada com fosfato. Empurre o êmbolo da seringa e aguarde três segundos antes de recolher o líquido de lavagem broncoalveolar de volta para a seringa. Deve-se observar que o volume recuperado deve ser significativamente menor que um mililitro.Flash.Congele o lavado broncoalveolar em nitrogênio líquido e armazene a menos 80 graus Celsius. Para isolar os pulmões, primeiro, faça uma incisão logo abaixo do esterno. Segure o esterno com pinça e prolongue a incisão ao longo da caixa torácica. Em seguida, corte o diafragma nas bordas e afastado das costelas para obter uma visão clara da abertura inferior do tórax.Levante o esterno com uma pin&ccedil;a e abra o t&oacute;rax usando cortes longos nos lados direito e esquerdo, mantendo os cortes o mais lateral poss&iacute;vel para que toda a parede anterior do t&oacute;rax possa ser virada para cima. Conecte uma agulha de 27 e meia polegadas a uma seringa contendo cinco mililitros de PBS. Insira a agulha no ventr&iacute;culo direito e lave a circula&ccedil;&atilde;o at&eacute; que os pulm&otilde;es fiquem completamente brancos.Se isso não ocorrer, certifique-se de que a ponta da agulha está corretamente posicionada no ventrículo direito e reposicione, se necessário. Remova os pulmões e o bloco puxando o coração para cima e cortando a traqueia. Use tecidos para absorver qualquer sangue que obstrua sua visão.Puxe o coração em direção ao abdômen e corte cuidadosamente ao longo da coluna vertebral para mobilizar todos os órgãos torácicos. Corte a aorta e coloque os órgãos torácicos sobre uma mesa cirúrgica limpa. Remova o coração e limpe quaisquer vasos principais da amostra.Certifique-se de que não há tecido do timo ainda aderido ao pulmão. Separe os lobos dos pulmões, coloque-os em tubos individuais, congele rapidamente e armazene a menos 80 graus Celsius. Para análises posteriores.Como visto aqui, o teor proteico no líquido de lavagem broncoalveolar aumenta com a duração da ventilação. A alteração relativa do teor proteico é mostrada normalizada em relação a zero hora de ventilação para avaliar a extensão da lesão pulmonar. São realizados ELISA para albumina e mieloperoxidase, e as células inflamatórias no líquido de BL são quantificadas.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Este protocolo induz lesão pulmonar aguda em um camundongo que tem estreita fidelidade à patogênese da pneumonite ácida observada em humanos. Geramos uma lesão pulmonar aguda não letal máxima de baixo pH e consideramos as diferenças na estrutura respiratória anatômica roedor-humano usando uma traqueostomia aberta acoplada à liberação de pressão circunferencial.

Abrir traqueostomia ácido gástrico aspiração Modelo murino de lesão pulmonar aguda Resultados em Maximal aguda não-letal Lung Injury

É apresentado aqui um procedimento passo a passo para induzir ferimento de pulmão agudo nos ratos pela instilação intratraqueal direta do lipopolissacarídeo e para executar a análise de FACS de amostras de sangue, de líquido broncoalveolar do lavagem, e de tecido do pulmão. A invasividade mínima, o manuseio simples, a boa reprodutibilidade e a titulação da severidade da doença são vantagens dessa abordagem.

Induzindo lesão pulmonar aguda em camundongos por instilação de lipopolissacárido intratraqueal direto

A instilação seletiva do ácido intra-brônquico ao pulmão esquerdo nos ratos conduz a ferimento de pulmão agudo unilateral e self-Limited que modela a síndrome de aflição respiratória aguda humana (ARDS) induzida pela aspiração ácida gastric.

Um modelo de lesão pulmonar aguda autolimitada por instilação unilateral de ácido intra-brônquico

Ozônio combinado e endotoxina bacteriana exposição de camundongos mostram morte celular generalizada, incluindo a de neutrófilos. Observamos adaptações celulares como interrupção da lamellipodia citoesquelética, aumento da expressão celular da complexa subunidade de synthase V ATP β e angiostatina na lavagem bronco-alveolar, supressão da resposta imune pulmonar e recrutamento retardado de neutrófilos.

Visualizando adaptações celulares pulmonares durante a lesão pulmonar aguda de ozônio e LPS induzidas por LPS

Uma combinação de lavagem surfactante usando soro fisiológico de 0,9% (35 mL/kg de peso corporal, 37 °C) e ventilação de alto volume de maré com peep baixo para causar lesão pulmonar induzida por ventilador moderado (VILI) resulta em síndrome experimental de angústia respiratória aguda (ARDS). Este método fornece um modelo de lesão pulmonar com baixa/limitada capacidade de recrutamento para estudar o efeito de várias estratégias de ventilação por longos períodos.

Esgotamento do surfactante combinado com ventilação prejudicial resulta em um modelo reprodutível da Síndrome do Sofrimento Respiratório Agudo (ARDS)

A microscopia de fluorescência intravital pode ser utilizada para estudar interações leucócito-endotelial e perfusão capilar em tempo real. Este protocolo descreve métodos para imagem e quantificação desses parâmetros na microcirculação pulmonar usando um sistema de imagem pulmonar estabilizado a vácuo.

Microscopia de Fluorescência De Largura Intravital de Microcirculação Pulmonar em Lesão Pulmonar Aguda Experimental Usando um Sistema de Imagem Estabilizada a Vácuo

Este manuscrito descreve o estabelecimento de um modelo infeccioso de pneumonia em camundongos e a respectiva caracterização da resolução da lesão juntamente com métodos de crescimento de bactérias e instilação intratraqueal. Uma nova abordagem usando citometria de fluxo de alta dimensão para avaliar a paisagem imune também é descrita.

Modelo experimental para avaliar a resolução da pneumonia

Um modelo cirúrgico de camundongo para criar lesão de reperfusão (RI) de isquemia pulmonar esquerda, mantendo a ventilação e evitando a hipóxia.

Um Modelo de Rato de Intubação Orotraqueal e Cirurgia de Reperfusão de Isquemia Pulmonar Ventilada

Neste trabalho, propomos um protocolo para a administração intratraqueal de lipopolissacarídeo (LPS) via intubação endotraqueal orofaríngea não invasiva. Este método minimiza o trauma do procedimento cirúrgico para o animal e entrega com precisão LPS para a traqueia e, em seguida, para os pulmões.

Instilação não invasiva de lipopolissacarídeo intratraqueal em camundongos

Este protocolo descreve o desenvolvimento de um modelo de leitões neonatais de lesão pulmonar aguda que modela eventos patogênicos precoces que ocorrem no pulmão prematuro, incluindo quantidade de surfactante subadequada, hiperóxia, ventilação de alta pressão e inflamação, para facilitar a compreensão dos gatilhos moleculares da displasia broncopulmonar e melhorar a tradução terapêutica.

Desenvolvimento de um modelo de lesão pulmonar aguda em leitões neonatais recriando o ambiente inicial de pulmões de bebês prematuros

Neste estudo, uma técnica não invasiva de instilação endotraqueal demonstrou desenvolver ALI em ratos usando um laringoscópio básico para garantir a entrega precisa de LPS aos pulmões. O LPS é injetado por meio de um tubo endotraqueal usando um laringoscópio. A magnitude da lesão pulmonar é avaliada em vários momentos.

Administração endotraqueal não invasiva de lipopolissacarídeo para induzir lesão pulmonar aguda em roedores

Aprenda a induzir lesão pulmonar aguda em camundongos por ventilação mecânica de alta pressão após traqueotomia. Este modelo reproduz características da síndrome do desconforto respiratório agudo humano para estudos fisiológicos.

Ventilação a pressão controlada para induzir lesão pulmonar aguda em ratos

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