Name: Diagnóstico de Ecto e Endoparasitas em ratos de laboratório e Ratos (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Aprenda métodos diagnósticos para detectar ecto e endoparasitas em ratos e camundongos de laboratório. Este protocolo demonstra técnicas para animais vivos e eutanasiados, garantindo a saúde das colônias de pesquisa.

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1. Endoparasitos exame (Tabela 1) 1. Teste de fita perianal (ver também a secção 5, estes são normalmente realizados ao mesmo tempo) <ol><li> Retire um pedaço de clara, não fosco, fita de celofane de um distribuidor. A fita deve ser longa o suficiente para lidar por uma extremidade, sem tocar no meio (aproximadamente 5 cm). Pode ser mais fácil para dispensar vários comprimentos de uma só vez, anexando-os à beira de uma superfície de trabalho limpa e usar quando necessário. </li><li> Levante um rato de sua gaiola e coloque sobre a tampa da gaiola, segurando-o pelo rabo. Executar esta ação em uma câmara de fluxo laminar ou gabinete de biossegurança se o estado de saúde do animal exige. </li><li> Contenha o rato pela cauda, ​​levantando as patas traseiras da jaula. Segure a extremidade da fita entre o polegar eo indicador, em seguida, aplicar o meio da fita firmemente ao períneo o rato, incluindo a área perianal várias vezes. O cabelo deve ser visto para ser aderente a fita para o teste seja considerado bem sucedido. </li><li> Coloque a parte traseira do rato na gaiola. </li><li> Coloque uma gota de óleo mineral em uma lâmina de vidro escrito limpo, aplicar a fita para o slide, e depois outra gota de óleo mineral. Cubra com uma lamínula de vidro. </li><li> Leia a lâmina de microscópio com objetivas 10x e 40x em um microscópio de luz. O teste de fita perianal é melhor na detecção de ovos Syphacia, embora outros ovos do parasita são encontrados às vezes. </li></ol> 2. De flutuação fecal <ol><li> Montar solução de flutuação, um frasco de fundo chato (frasco de pílulas ou dispositivo de flutuação fecal como Ovatector), placa de Petri, lamínula, lâmina de microscópio e aplicador / sticks mexendo. Solução de flutuação, como Fecasol, deve ter um peso específico de 1,20-1,30 e pode ser feita a partir de vários sais de sódio, açúcar, sulfato de zinco, ou adquiridos comercialmente. (Tabela 2) </li><li> Coletar 2-5 pelotas fecais da gaiola ou fresco do animal (s) na câmara de flotação. Se as fezes estão extremamente seco, seja devido à idade ou espécies produzindo a matéria fecal, umedecendo as fezes com 500 mL de solução salina 0,9% pode ser benéfico. </li><li> Coloque o frasco na placa de Petri para proteger a superfície de trabalho do excesso de fezes dissolvidas. Adicionar um pequeno volume de meio de flutuação e mash e mexa bem. Sem grandes pedaços de material deve permanecer. Continuar a adicionar médio de flutuação até formar uma menisco acima da borda do frasco. </li><li> Coloque a lamínula sobre o menisco e incubar à temperatura ambiente por 15 minutos. Ovos do parasita e alguns oocistos protozoário vai subir até o topo e aderir à lamínula. </li><li> Após a incubação, elevador e inverter a lamínula. Coloque a lamínula sobre uma lâmina de vidro. </li><li> Examine o slide usando os objetivos de 10x e 40x em microscópio de luz. </li><li> Embora de baixa tecnologia e fácil de executar, em geral, esta técnica não é recomendada para camundongos ou ratos. Como regra, é mais adequado para animais que produzem um maior volume de fezes. </li></ol> 3. Concentração fecal e centrifugação <ol><li> Montar solução de flutuação, tubo de ensaio, lamínula, lâmina de microscópio e aplicador / sticks mexendo e tampas de tubo. Solução de flutuação deve ter um peso específico de 1,18-1,30 e pode ser feita a partir de vários sais de sódio, açúcar, sulfato de zinco, ou adquiridos comercialmente. (Tabela 2) </li><li> Coletar 10/02 pelotas fecais da gaiola ou fresco do animal (s) em um tubo de coleta. Se as fezes estão extremamente seco, seja devido à idade ou espécies produzindo a matéria fecal, umedecendo as fezes com 500 mL de solução salina 0,9% ou com a solução de flutuação que você está usando pode ser benéfica. </li><li> Mix de amostra em uma solução de flutuação apropriado dentro de um tubo de centrífuga de vidro. Agitação mecânica com um vortexer pode ser usado para misturar amostras. Se um vortexer é usado, snap caps devem ser colocadas nos topos do tubo para evitar derramamento e contaminação cruzada. Rotineiramente, as amostras são preparadas em 1,18 sulfato de zinco gravidade específica, no entanto outras soluções podem ser utilizadas em adição (em um tubo de preparação separada), ou em substituição. </li><li> Adicionar solução de flutuação adicional para cada tubo para formar um menisco ligeiramente positiva em cada tubo. Aplique uma lamínula de plástico a cada tubo, e assegurar que o contato pleno com lábio tubo é feita. Coloque o tubo (s) na centrífuga. </li><li> Centrifugar a aproximadamente 616-760 RCF por 10 minutos. Se lamínulas são perdidos ou quebrados durante o processo de centrifugação, uma lamínula novo pode ser colocado no tubo de amostra eo tubo pode ser levemente inclinada de modo que o menisco toca a lamínula novo. Sem centrifugação adicional é necessária. </li><li> Remova a tampa deslizar de tubo de centrífuga e coloque em uma lâmina de microscópio rotulada, limpar o vidro. Se as soluções centrifugação múltiplos foram utilizados para avaliar uma amostra fecal, duas lamínulas podem ser colocados no mesmo slide. </li><li> Mancha o slide com iodo. Isto permite uma eAsier identificação de cistos. </li><li> Examine o slide usando objetivas 10x e 40x em um microscópio de luz. </li></ol> 4. Exame direto do intestino por helmintos e protozoários <ol><li> Posicione o mouse sacrificados ou carcaça de rato em decúbito dorsal em uma placa de dissecação limpa ou superfície de trabalho similar. </li><li> Utilizando uma pinça, levante a parede abdominal na área genital. Com uma tesoura, cuidadosamente inciso parede abdominal ventral da área genital para a base da caixa torácica de remover a pele e músculo e expondo os intestinos. Remova os intestinos, começando no duodeno (segmento do intestino início na saída do estômago) e continuando até o cólon descendente (o segmento do intestino, que termina no ânus e, geralmente, contém fezes formadas). </li><li> Intestinos lugar em uma placa de Petri 100 ml. Coletar uma porção do duodeno e ceco do animal sacrificado e coloque em um tabuleiro de dissecação. Inciso cada segmento intestinal longitudinalmente para expor a mucosa. </li><li> Com uma tesoura, cortou os intestinos restante em pequenos troços. Adicionar água suficiente para tocar o prato para mal submergir o tecido coletado. </li><li> Incubar a mistura da amostra a 35-40 ° C em um forno de laboratório ou incubadora para um mínimo de 10 minutos. Isto irá liberar e expor helmintos luminal. Enquanto a amostra é incubada, executar os passos seguintes. </li><li> Coloque duas gotas de soro fisiológico 0,9% lado a lado em um único slide rotulados, para permitir a preparação de amostras a partir de dois segmentos intestinais (duodeno e ceco). </li><li> Calor e frio esterilizar um loop inoculação ou equivalente. </li><li> Raspar a mucosa do duodeno e coloque o raspado no lado esquerdo do slide (lado mais próximo da borda fosco). </li><li> Raspar a mucosa do ceco e coloque a raspa de no lado direito do slide. </li><li> Top da raspados com uma lamínula. Examine slides preparados usando a objetiva de 40x em um microscópio de contraste de fase); ampliação aumentar conforme necessário para a identificação. Se os parasitas sejam detectados, identificar com base na morfologia. </li><li> O conteúdo prato estará pronto para exame por este ponto. Examinar o conteúdo prato sob um microscópio de dissecação. Use uma sonda ou aplicador quanto necessário para mover o conteúdo dentro do prato para concluir uma análise aprofundada. Se pinworms estão presentes eles aparecerão como pequenas, brancas, cabelo-como worms. Se tapeworms estão presentes, eles aparecerão como segmentado, worms plana (maior do que o pinworms fio-like). </li><li> Se helmintos são detectados ou suspeitos, coletar a amostra com um pequeno par de fórceps. </li><li> Monte o espécime em uma lâmina de vidro rotulados, limpos em uma gota de óleo de parafina ou mineral e coloque uma lamínula sobre a amostra. Examine o slide usando objetivas 10x e 40x em um microscópio de luz. </li></ol> 2. Ectoparasita exame (Tabela 3) 5. Fur colher exame de ectoparasitas (teste de fita) <ol><li> Retire um pedaço de clara, não fosco, fita de celofane de um distribuidor. A fita deve ser longa o suficiente para lidar por uma extremidade, sem tocar no meio (aproximadamente 5 cm). Pode ser mais fácil para dispensar vários comprimentos de uma só vez, anexando-os à beira de uma superfície de trabalho limpa e usar quando necessário. </li><li> Levantar um mouse ou rato de sua gaiola e coloque sobre a tampa da gaiola, segurando-o pelo rabo. Executar esta ação em uma câmara de fluxo laminar ou gabinete de biossegurança se o estado de saúde do animal exige. </li><li> Contenha o rato ou o rato. Segure a pele com hemostats e gentilmente arrancar pêlo da região escapular do mouse, região cervical ventral, região axilar, região inguinal, e alcatra dorsal. Coloque o fur na fita. O cabelo deve ser visto para ser aderente a fita para o teste seja considerado bem sucedido. Posicione o mouse ou rato de volta em sua gaiola. </li><li> Coloque uma gota de óleo mineral em uma lâmina de vidro escrito limpo, aplicar a fita, em seguida, mais uma gota de óleo mineral. Cubra com uma lamínula de vidro. </li><li> Leia a lâmina de microscópio com objetivas 10x e 40x em microscópio de luz. </li><li> Este exame é melhor para detectar ácaros de pele, tais como Radfordia, Myobia e Myocoptes. </li></ol> 6. Raspar a pele <ol><li> Montar os seguintes materiais: animal a ser testado, óleo mineral, lâmina de microscópio, lamínulas, bisturi e tesoura. Se este teste deve ser realizado em animais vivos, devem ser anestesiado antes de começar. </li><li> Amostra do dorso perto da base da cauda e região temporal da cabeça. Alternativamente, lesões de pele e / ou outros sites podem ser raspados. </li><li> Profundamente raspar a pele com a lâmina de bisturi no sentido oposto do crescimento do cabelo, a corroer a epiderme. Aparando o pêlo antes da raspagem pode melhorar a sensibilidade de triagem, reduzindo a obstrução visual (excesso de pêlos) naslide. </li><li> Coloque uma gota de óleo no slide. Aplicar a amostra para a gota de óleo limpando a lâmina (com amostra em anexo) sobre a superfície da lâmina. Adicione o óleo adicional para o slide, se necessário, e cubra com uma lamínula. </li><li> Leia a lâmina de microscópio com objetivas 10x e 40x em microscópio de luz. </li><li> A raspagem da pele é geralmente usado para detectar Demodex (e fungos dermatófitos). </li></ol> 7. Exame direto da pelagem <ol><li> Posicione o mouse eutanásia ou o rato sobre o estágio de um microscópio de dissecação. </li><li> Examine os cabelos da pele em cerca de 10 vezes usando um aplicador ou instrumento similar a uma parte do cabelo e observar a base da haste capilar. </li><li> Examinar a região craniana, entre os olhos eo pinas, entre as orelhas, entre as escápulas, sob o queixo, e as áreas inguinal e axilar. Alternativamente, toda a carcaça pode ser examinada. </li><li> Recolher qualquer ectoparasitas ou material suspeito visto usando um pequeno par de fórceps. Ectoparasitas podem freqüentemente se parecem com caspa ou um acúmulo de cera amarela na base de um fio de cabelo ou diretamente sobre a pele. </li><li> Monte o espécime em uma lâmina de vidro limpa em uma gota de óleo de parafina ou mineral e coloque uma lamínula sobre a amostra. Examine o slide usando os objetivos de 10x e 40x em microscópio de luz. </li></ol> 3. Resultados representativos: Ver os arquivos anexados identificar os parasitas seguinte: (Nota: esses procedimentos irão detectar qualquer ovo, helmintos, ou apresentar cisto nas fezes ou no pêlo e da pele, apenas alguns destes estão listados abaixo) Endoparasitas: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia Muris (ovo, worm) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (ovo, worm) </td><td> Hexamastix Muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (ovo, worm) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (ovo, worm) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas Muris </td><td> Spironucleus Muris </td></tr><tr><td> Entamoeba Muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparasitas: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida Ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Teste de fita </td><td> De flutuação fecal </td><td> FCC </td><td> Exame direto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoários </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoários </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Pinworm </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tênia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Lombrigas outros 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requer a eutanásia do animal. 2. Não há métodos de detecção PCR atualmente disponível para todos os protozoários. 3. Este método é mais adequado para detectar Syphacia spp. 4. Este método será mais fácil detectar Aspiculuris, e menos provável para detectar Syphacia. 5. Tapeworms e lombrigas que não pinworms são muito raros em ratos de laboratório moderno e ratos. Classe tabela 1. Endoparasitos e de método de detecção adequado. Alguns métodos exigirá a eutanásia do animal. NA indica método não está actualmente disponível para estes parasitas + indica adequação do método para a detecção do parasita em questão, e -. Indica que o método não é recomendado para esse parasita. <table border="1"><tbody><tr><td> Solução </td><td> Peso específico </td><td> Ingredientes por 1L H 2 O </td></tr><tr><td> Cloreto de sódio </td><td> 1,20 </td><td> 311 g de cloreto de sódio </td></tr><tr><td> Nitrato de sódio </td><td> 1,20 </td><td> 338 g nitrato de sódio </td></tr><tr><td> Nitrato de sódio </td><td> 1,30 </td><td> 616 g nitrato de sódio </td></tr><tr><td> Açúcar </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g de sacarose 1 </td></tr><tr><td> Açúcar é Sheather </td><td> 1,27-1,30 </td><td> 1563 g de sacarose 1 </td></tr><tr><td> Sulfato de zinco </td><td> 1,18 </td><td> 493 g de sulfato de zinco </td></tr></tbody></table> 1. Estas soluções necessitam de refrigeração ou adição de 9 ml de fenol como conservante. Tabela 2. Soluções de flutuação fecal (de Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fur colher (teste de fita) </td><td> Raspar a pele 1 </td><td> Exame direto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Piolhos </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ácaros </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> 4 pulgas </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Carrapatos 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Este método requer anestesia se for para ser executada em um animal vivo. 2. Este método requer a eutanásia do animal. 3. Não há métodos de detecção PCR atualmente disponível para cada espécie de ácaro. 4. Pulgas e carrapatos são extremamente raros em instalações animais moderno laboratório. Classe tabela 3. Da ectoparasita e método de detecção adequado. Alguns métodos exigirá a eutanásia do animal, e outros métodos que exigem anestesia para realizá-las em animais vivos. NA indica método não está actualmente disponível para estes parasitas. NA indica método não está actualmente disponível para estes parasitas + indica adequação do método para a detecção do parasita em questão, e -. Indica que o método não é recomendado para esse parasita.

<ol><li>Baker, D. G. Chapter 23. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Baker, D. G. Chapter 11. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBaker%2C+DG+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 303-398 (2007).</li>
<li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOwen%2C+DG+%22Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Parasites of Laboratory Animals</a>. 12, Royal Society of Medicine. (1992).</li>
<li>Pritchett, K. R. Chapter 22. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPritchett%2C+KR+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Diseases Vol. 2, Academic Press. (2007).</li>
<li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M. Chapter 1. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmith%2C+PH+%22Flynn%27s+Parasites+of+Laboratory+Animals%22">Flynn's Parasites of Laboratory Animals</a>. Baker, D. G. , Blackwell. 1-13 (2007).</li>
<li>Wasson, K. Chapter 21. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWasson%2C+K+%22The+Mouse+in+Biomedical+Research%3A+Diseases%22">The Mouse in Biomedical Research: Diseases</a>. Fox, J. Vol. 2, Academic Press. 517-550 (2007).</li>
</ol>

Os autores são todos os funcionários da Charles River, um fornecedor de testes de diagnóstico e reagentes, incluindo os testes descritos acima.

Quando se trabalha em um laboratório, a segurança deve ser sempre uma preocupação. Lembre-se de usar equipamento de protecção adequado quando se trabalha com animais e para limpar sua estação de trabalho com desinfectante antes e depois. Estes métodos são projetados principalmente para encontrar qualquer parasitas de roedores de laboratório nos locais analisados, ou seja, eles podem detectar parasitas exóticos ou extremamente rara, bem como o pinworms mais comuns e ácaros de pele. Embora eles são igualmente aplicáveis ​​a outras espécies, roedores silvestres podem ter parasitas adicionais em locais como subcutâneo, fígado e cérebro, não avaliados pelos métodos acima.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Tábua </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Tesoura pequena </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lâminas de 23 milímetros, 3,5 comprimento &quot;, em linha reta </td></tr><tr><td> Tesoura médio </td><td> ROBOZ </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pinça-Curved </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4.5 &quot;, serrilhada, curva ligeira </td></tr><tr><td> Pinça-Microdissecting </td><td> ROBOZ </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson (EWALD) </td></tr><tr><td> Pinça-Pinça </td><td> ROBOZ </td><td> RS-8160 </td><td> Dente de rato </td></tr><tr><td> Metal sonda </td><td> VWR </td><td> # Cat 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostats </td><td> Vantagem </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Varas aplicador </td><td> Puritano </td><td> Aplicadores 6in, Ref # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscópio de dissecação </td><td> Olimpo </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Placa de Petri </td><td> VWR </td><td> Cat, 100mm # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Lamínulas </td><td> VWR </td><td> Micro tampa de vidro, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Slides </td><td> VWR </td><td> Microscópio VistaVision Cat slides # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Inoculação de loop </td><td> VWR </td><td> # Cat 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscópio de luz </td><td> Olimpo </td><td> Modelo # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Forno de laboratório </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Forno modelo Lab 10 </td><td></td></tr><tr><td> Centrifugador </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortexer </td><td> VWR </td><td> Mini-Vortexer </td><td></td></tr><tr><td> Tubo de ensaio </td><td> Kimble-Chase </td><td> 15 tubo de centrifugação ml descartáveis, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Lamínulas </td><td> VWR </td><td> Desliza microscópio cobertura plástica, Cat, 22mm # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> White Caps </td><td> VWR </td><td> # Cat 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Iodo </td><td> Rowley instituto de bioquímica </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Sulfato de zinco </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Sacarose </td><td> Mallinckrodt Chemicals </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Fenol </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Fita adesiva </td><td> Staples </td><td> Fita invisível, Cat # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> Óleo mineral </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnóstico de ecto e endoparasitas em ratos de laboratório e ratos

Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Parasitas internos e externos continuam a ser uma preocupação significativa em instalações de roedores de laboratório, e instalações de pesquisa muitas porto alguns animais parasitados. Antes de embarcar em um exame de animais para parasitas, duas coisas devem ser consideradas. Um: o uso será feito das informações coletadas, e dois: que teste é o mais adequado. Sabendo que os animais são parasitados pode ser algo que a instalação aceita, mas muitas vezes há a necessidade de tratar os animais e, em seguida, para determinar a eficácia do tratamento. Parasitas podem ser detectados em animais através de várias técnicas, incluindo amostras colhidas em animais vivos ou mortos. Historicamente, os testes com maior sensibilidade diagnóstica necessária a eutanásia do animal, apesar de PCR tem permitido testes de alta sensibilidade para vários tipos de parasita. Este artigo demonstra os procedimentos para a detecção de endo e ectoparasitas em camundongos e ratos. Os mesmos procedimentos são aplicáveis ​​a outros roedores, embora as espécies de parasitas encontrados serão diferentes.

Este artigo descreve vários procedimentos para ratos e camundongos de triagem para detectar endo-ou ectoparasitism. Vários ensaios de diagnóstico será demonstrado, tanto os adequados para uso de animais vivos e aqueles usados ​​após a eutanásia do animal. Fotografias para auxiliar na identificação de parasitas ratos e camundongos serão incluídos.

Diagnóstico de Ecto e Endoparasitas em ratos de laboratório e Ratos

Parasitas internos e externos continuam a ser uma preocupação significativa em biotérios de roedores, e muitas instalações de pesquisa abrigam alguns animais parasitados...

O objetivo geral deste procedimento é determinar se há ou não parasitas presentes em ratos ou camundongos de laboratório. Isso pode ser realizado de várias maneiras, incluindo exame do pelo e da pele, exame das fezes e exame do conteúdo intestinal. Em última análise, podem-se obter resultados que fornecem informações importantes sobre a saúde geral da colônia por meio do exame rotineiro dessas amostras.A demonstração visual desses métodos é crucial, pois, se eles não forem realizados de forma completa e cuidadosa, uma infecção parasitária pode ser ignorada. Em geral, pessoas novas nesses métodos terão dificuldades, porque, mesmo que as técnicas sejam executadas corretamente, os parasitas podem ser incorretamente identificados.Os métodos que demonstraremos podem ajudar a responder perguntas fundamentais sobre o estado de saúde dos ratos e camundongos utilizados em sua pesquisa antes da coleta de amostras de pêlo e perianais. Prepare pelo menos duas lâminas de vidro por animal com gotas de óleo mineral. Levante o camundongo de interesse do seu recipiente e coloque-o na parte interna da tampa do recipiente virada para baixo.Segurando-o pela cauda. Aplique firmemente uma fita de celofane de cinco centímetros de comprimento na região perineal e perianal do camundongo. Se bem-sucedido, deve haver pelos aderidos à fita.Continue a contenção do animal e segure seu pelo com pin&ccedil;as. Retire suavemente amostras de pelo da regi&atilde;o escapular, regi&atilde;o cervical ventral, &aacute;rea axilar, &aacute;rea inguinal e dorso lombar. Coloque essas amostras em um peda&ccedil;o de fita adesiva de celofane com cinco cent&iacute;metros de comprimento.À medida que cada amostra é coletada, aplique a fita em uma lâmina com o lado adesivo voltado para baixo. Após a coleta de todas as amostras, adicione outra gota de óleo mineral sobre cada amostra e coloque lamínulas de vidro. Ao examinar as lâminas perianais, é improvável que ovos de qualquer parasita além do si facia sejam encontrados.Para o exame fecal, colete de dois a cinco pellets de cada animal ou da gaiola. Se as amostras estiverem extremamente secas, umedeça-as com 500 microlitros de solução salina a 0,9%. Coloque as amostras em um frasco de 10 mililitros ou em um dispositivo para flutuação fecal.Coloque o frasco de coleta na placa de Petri e encha o frasco até um quarto de sua capacidade com meio de flutuação denso. Em seguida, triture e agite as fezes na solução dentro do frasco até que não restem pedaços grandes. Continue adicionando meio de flutuação até que um menisco se forme acima da borda do frasco.Em seguida, coloque a lamínula sobre o menisco e incube o frasco em temperatura ambiente por 15 minutos. Durante a incubação, o parasita, os ovos, o proteassoma e o oásis sobem e aderem à lamínula, que então é montada sobre uma lâmina para exame posterior. Este ensaio pode ser realizado em algo tão simples quanto um frasco de comprimidos.Se fezes não estiverem disponíveis, comece coletando de dois a dez pelotas fecais por animal e, se estiverem dessecadas, reidrate-as em 500 microlitros de solução salina 0,9%. Encha um tubo de centrífuga de vidro de 15 mililitros até um quarto de sua capacidade com uma solução de flutuação densa e misture a amostra. Cubra o tubo de vidro com uma tampa plástica de encaixe e vortexe a mistura por 15 a 30 segundos até que apresente aparência homogênea.Agora, adicione solução de flutuação adicional a cada tubo de amostra. Para formar um menisco levemente positivo. Aplique uma lamínula de plástico em cada tubo e certifique-se de que ela entre em contato completo com o tubo.Para obter o melhor selamento, limpe o tubo com um cotonete. Em seguida, centrifugue os tubos e lamínulas por 10 minutos após a centrifugação. Se alguma lamínula for perdida ou quebrada, substitua-a e incline suavemente os tubos para que o menisco toque a nova lamínula.Em seguida, remova todas as lamínulas e coloque-as sobre uma lâmina de microscópio de vidro limpa e identificada. Uma coloração com iodo ajudará na identificação de cistos em um animal anestesiado ou eutanasiado. Apare o pelo dorsal próximo à base da cauda e na região temporal da cabeça ou ao redor de qualquer lesão cutânea ou outro local a ser raspado, raspando profundamente a pele com a lâmina de bisturi no sentido oposto ao crescimento dos pelos.Isso erosiona a epiderme. Limpe a lâmina com óleo mineral aplicado em uma lâmina identificada. Adicione uma gota adicional de óleo, se necessário.Antes de cobrir a amostra com uma lamínula de vidro, coloque um animal eutanasiado sobre uma placa de dissecação limpa e use uma pinça para levantar a parede abdominal na região genital. Em seguida, com uma tesoura, faça uma incisão cuidadosa na parede abdominal ventral, da região genital até a base da caixa torácica, e remova a pele e o músculo para expor os intestinos. Em seguida, colete uma porção do ceco e duodeno na tampa de uma placa de Petri.Corte cada segmento intestinal no sentido longitudinal. Para expor a mucosa, coloque duas gotas de solução salina 0,9% em uma lâmina única e identificada. Em seguida, utilizando um alça de inoculação esterilizada, raspe a mucosa e o duodeno, e coloque os raspados em uma gota de salina.Repita o processo, transferindo uma amostra do ceco para a outra gota. Remova os intestinos remanescentes. Comece no duodeno e prossiga até o cólon descendente.Transfira os intestinos para a parte inferior de uma placa de Petri de 100 mililitros. Use uma tesoura para cortar os intestinos em seções menores. Adicione água da torneira suficiente à placa para cobrir levemente o tecido coletado.Incube a mistura da amostra a 35 a 40 graus Celsius por um mínimo de 10 minutos. Isso liberará e exporá os helmintos luminais enquanto a amostra intestinal macerada estiver em incubação. Utilize microscopia de contraste de fase para examinar as amostras duodenais e SQL em busca de parasitas.Após a conclusão da incubação da amostra intestinal completa, examine o conteúdo da placa sob um microscópio estereoscópico. Utilizando uma sonda, realize uma análise minuciosa. Os oxiúros aparecerão como vermes brancos finos semelhantes a cabelos.As tênias aparecerão como vermes planos segmentados. Colete quaisquer vermes ou materiais suspeitos com uma pinça pequena e monte-os em uma lâmina. Para exame adicional ao microscópio óptico, coloque o camundongo ou rato eutanasiado diretamente sobre a platina de um microscópio estereoscópico com a objetiva de 10 x, use um bastão aplicador para afastar os pelos e observe a base dos folículos pilosos.Os ectoparasitas podem parecer caspa ou um acúmulo amarelado e ceroso na base do folículo piloso ou diretamente sobre a pele. No mínimo, pesquise por ectoparasitas na região craniana, inguinal e axilar.Verifique cuidadosamente entre os olhos e a moeda, entre a escápula e abaixo da mandíbula. Utilizando pinça pequena, transfira possíveis ectoparasitas e outros materiais suspeitos para uma lâmina.Monte-os em óleo mineral para identificação. Esses procedimentos permitirão encontrar muitos parasitas comuns. Aqui estão alguns exemplos.Estes são ovos de SE facia encontrados em amostras de fita perineal. Um tampão de pêlo foi encontrado contendo o ácar myopia musculi a partir de uma preparação de centrifugação fecal. Estes são ovos de picis tetter.Neste exame direto da mucosa intestinal, um trichuris pode ser observado; o exame de intestinos macerados revelou esses oxiúros adultos. Uma vez dominado, este exame completo para parasitas pode levar menos de uma hora. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar vários exames para parasitas em ratos e camundongos. Não se esqueça de que alguns desses parasitas podem ser transmitidos aos seres humanos.Siga sempre as regras básicas de segurança em laboratório.

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Research

JoVE Journal

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