Name: Preparando Modelo de rebaixo de epileptogênese Pós-Traumático em Roedores (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-15T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Aprenda a preparar um modelo de epileptogênese pós-traumática em ratos utilizando um dispositivo cirúrgico customizado para cortes precisos no córtex cerebral. Este método permite estudar mecanismos da epilepsia com maior consistência.

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Este trabalho foi financiado pelo NIH / NINDS conceder 4R00 NS 057940, e SCBI conceder 200-12 da medula espinhal e financiar Brain Research Lesão do Estado de Indiana Department of Health.

1. Fazendo um dispositivo simples para a cirurgia undercut <ol><li> O dispositivo undercut criamos consiste em três partes (Fig. 1): (1) uma placa de suporte de aço inoxidável ou de plástico que permite a conexão de um tubo guia e uma agulha, e se senta do outro lado da janela craniana durante a cirurgia (2); um tubo de guia que contém uma agulha em posição e permite a rotação da agulha, e (3) uma agulha que é dobrado 90 graus em ~ 3 mm da ponta, e é móvel por rotação e de inserção. </li><li> Corte um pedaço de 1-1,5 mm de espessura, 7 ~ 10 x 30 mm de aço inoxidável ou retangular de plástico transparente (1) para fazer a placa de suporte. Prepare um de 1,5 polegadas calibre 22 (BD empresa, # 305156) e um de 1,5 polegadas de calibre 25 (BD empresa, # 305127) agulha da seringa. Para fazer um tubo-guia, corte a extremidade de plástico e na ponta inferior da agulha da agulha da seringa de calibre 22 para que seu comprimento total é de cerca de 31-32 mm (2). Areia ao fim de metal para torná-la plana e lisa. O comprimento final desse tubo orientador deve ser de cerca de 5-6 mm mais curta do que a agulha da seringa de calibre 25. </li><li> Use cola de cianoacrilato para fixar o tubo guiando para a placa de suporte, certificando-se que a agulha é perpendicular à borda do metal. </li><li> Inserir a agulha da seringa de calibre 25 dentro do tubo-guia, e dobrar a agulha a 90 graus em 2,5-3 mm da ponta (Fig. 1). </li><li> Ajustar o intervalo vertical em movimento da agulha colando um pequeno tubo de plástico para a extremidade da agulha para cima (Fig. 1, pare de agulha). A faixa final, movimento da agulha determina o quão profundo a agulha pode ser inserida no córtex, e deve ser 1,6-1,8 mm para P21 ratos e 1,3-1,5 mm para P21 camundongos. Este comprimento precisa ser ajustado para diferentes espécies e idades dos animais. </li><li> Anexar um fio de cobre pequeno ou um pequeno pedaço de fita adesiva sobre a extremidade superior da agulha na mesma direção como a ponta dobrada (Fig.1 indicador de agulha). O fio ou fita indica o ângulo de viragem da agulha durante a cirurgia undercut (Fig. 1). </li></ol> 2. Preparação de animais <ol><li> Todos os instrumentos cirúrgicos precisam ser autoclavado, esterilizado com um esterilizador de bolas de gude, ou desinfetados com álcool 70%. </li><li> Usamos Sprague / Dawley em idade pós-natal 20-22 dias (P20-22) ou CD1 ratos da mesma idade. Diferentes linhagens de camundongos ou ratos pode ser usado para projetos específicos. </li><li> Anestesiar o rato com uma injeção ip de cetamina 80 mg / kg e xilazina 8 mg / kg. O procedimento cirúrgico começa depois que o animal não responde a pitada cauda. Durante a cirurgia, se necessário, uma dose de reforço de um terço da dose original do cocktail anestésico pode ser dada para restaurar o estado anestésico original. </li><li> Cortar o cabelo no couro cabeludo do animal com um aparador de pêlos elétrico. Aplique uma pequena quantidade de pomada oftálmica para os olhos do animal para proteção contra o ressecamento durante a anestesia. Desinfectar o couro cabeludo usando a 10% de solução de iodo-povidona, seguido por etanol 70%. </li><li> Montar o animal em um aparelho estereotáxico para manter a cabeça em uma posição estável fixo. Durante toda a cirurgia, nós manter o animal em uma almofada de aquecimento para evitar a hipotermia. </li><li> Faça uma incisão ântero-posterior da linha média no couro cabeludo utilizando um bisturi, que se estende desde a lambda entre os olhos. Use hemostats para puxar a pele para o lado e expor o crânio deixado suficientemente. </li><li> Faça um corte retangular na caveira da esquerda, e use o bisturi para raspar periósteo. Esta etapa irá reduzir o sangramento e facilitar a perfuração no crânio. </li></ol> 3. Fazendo undercuts <ol><li> Adicionar uma pequena quantidade de salina estéril para a área do crânio exposta, e, em seguida, usar vários Q-dicas para limpar o sangue e seque a área. </li><li> Sob um microscópio cirúrgico, iniciar a perfuração de um sulco retangular (~ 5 x 7 mm em ratos, 4 x 5 mm em camundongos) no centro do crânio esquerda (acima de aproximadamente esquerda córtex sensório-motor). Aplicação de uma gota de solução salina no crânio facilita a perfuração e calor se dissipa. Após cerca de 2 / 3 da profundidade do osso é perfurado, remova o excesso salina e limpe a área de perfuração com um Q-Tip. Lenta e cuidadosamente perfurar mais fundo até que a peça central do osso é móvel ao toque suave de uma pinça. </li><li> Remova cuidadosamente a peça central do osso através da inserção de uma ponta afiada de uma pinça na borda do osso e, lentamente, levantando a pinça para expor o hemisfério esquerdo. </li><li> Sob o microscópio cirúrgico, segure o dispositivo minar, e orientar a agulha em uma direção perpendicular parasagital ea placa de suporte à linha média, inclinação do aparelho ligeiramente caudalmente de forma a manter a visualização da ponta da agulha e região-alvo cortical. Com a ponta da agulha para uma área de 1-2 milímetros lateral à sutura sagital superior, no meio da janela do crânio, e evitar a penetração direta dos grandes vasos. </li><li> Inserir a agulha em um sentido horizontal através da dura-máter e sob a pia, de modo a poupar os vasos sanguíneos. Sente-se na parte inferior do dispositivo undercutem ambas as bordas da janela do crânio de modo que a agulha está posicionada perpendicular à superfície cortical (Fig. 1). Descansando o dispositivo nas bordas tanto da janela do crânio com a mão irá reduzir significativamente ou eliminar a mão trêmula durante o procedimento a seguir. Levante a agulha debaixo da pia e desça lentamente para criar um corte transcortical até que a agulha não pode ir mais fundo. ~ Girar 135 ° de distância da linha média para criar uma questão semi-círculo branco / camada profunda VI undercut. Em seguida, levante a agulha novamente para debaixo da pia. Incline o dispositivo para trás e retire a agulha. </li><li> Opcionalmente, pode-se repetir o procedimento acima (passo 2.5), mas sem virar a agulha de forma a criar um corte adicional transcortical nas bordas laterais da janela. Isso irá criar um isolamento mais completo cortical. </li><li> Coloque um pedaço de filme plástico (6 x 6 mm) para a janela do crânio para a proteção, e sutura no couro cabeludo. Colocar o animal em uma almofada aquecida até que esteja totalmente recuperado da anestesia. </li></ol> 4. Resultados representativos: Coronal fatias corticais podem ser preparados para confirmar o sucesso da cirurgia undercut. Em fatias preparadas&gt; 2 semanas após a cirurgia, cortes transcortical e minar são discerníveis no âmbito do objectivo de baixa potência de um microscópio (Fig. 2). O córtex parcialmente isolado geralmente se torna um pouco mais fino, e atividade epileptiforme pode ser detectada na maioria dos fatias corticais com a gravação de campo potencial (Fig. 3). Na formação de contraste, de grandes buracos na substância branca ou em camadas profundas cortical, dramática afinamento do córtex lesionado, ou um corte errante estar acima ou abaixo da substância branca do cérebro fará inutilizável para novas experiências. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Estrutura e aplicação de um dispositivo de minar. Um tubo guia (2) é colado em uma placa de suporte (1) que é feito de aço inoxidável ou plástico transparente. A agulha da seringa (3) é inserido através do tubo guia e dobrados em ~ 3 mm até a ponta. Uma agulha parar feita de tubo de plástico é colado sobre a extremidade superior da agulha de modo que a faixa vertical em movimento da agulha é limitada a 1,2 mm ~ e ~ 1,5 mm para uso em P21 camundongos e ratos, respectivamente. Um segmento de fio de cobre de pequeno porte é preso sob a alça agulha como indicador para a orientação da agulha torta. Note-se que o dispositivo é inclinado e em contacto com ambas as extremidade da janela do crânio de modo que um corte pode ser feita paralelamente à superfície pial. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. A imagem representativa da fatia undercut. A. Imagem fluorescente de uma fatia que foi preparado de duas semanas após lesão undercut em um rato P48. A ferida de corte foi rotulado por fluorescentes DII corante. As setas brancas da direita indicam corte transcortical, e as setas na parte inferior indicam minar que passaram embora a fronteira entre a camada IV e substância branca. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Gravação de campo potencial de minar uma fatia. Campo registro do potencial de uma fatia do cérebro undercut exibiu atividade epileptiforme, sugerindo hiperexcitabilidade do tecido lesado cortical.

<ol><li>Hoffman, S. N., Salin, P. A., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neocortical+epileptogenesis+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Chronic neocortical epileptogenesis in vitro.</a> J Neurophysiol. 71, 1762-1773 (1994).</li>
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<li>Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epileptogenic+neurons+and+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Neurol%22%5BJournal%5D)">Epileptogenic neurons and circuits.</a> Adv Neurol. 79, 665-684 (1999).</li>
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<li>Li, H., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+activity+in+chronically+injured%2C+epileptogenic+sensory-motor+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic activity in chronically injured, epileptogenic sensory-motor neocortex.</a> J Neurophysiol. 88, 2-12 (2002).</li>
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<li>Avramescu, S., Nita, D. A., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neocortical+post-traumatic+epileptogenesis+is+associated+with+loss+of+GABAergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Neocortical post-traumatic epileptogenesis is associated with loss of GABAergic neurons.</a> J Neurotrauma. 26, 799-812 (2009).</li>
<li>Avramescu, S., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+strength+modulation+after+cortical+trauma%3A+a+role+in+epileptogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic strength modulation after cortical trauma: a role in epileptogenesis.</a> J Neurosci. 28, 6760-6772 (2008).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Minar o modelo é um sistema altamente eficiente para o estudo da epileptogênese pós-traumático. A cirurgia típica leva apenas cerca de 20-30 minutos para terminar, e evocou ou atividade epileptiforme espontânea pode ser gravado em fatias de a maioria dos animais de duas semanas após a cirurgia 1-2. Mais importante, este modelo imita os aspectos de alterações após uma lesão cerebral traumática, tais como hemorragia, inflamação, edema axotomia e morte neuronal 7. Não só tem atividade epileptiforme fo...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do material </td><td> Tipo </td><td> Companhia </td><td> Número Catálogo </td></tr><tr><td> Foredom micromotor kit </td><td> equipamento </td><td> Foredom </td><td> K.1070 </td></tr><tr><td> Agulha da seringa de 1,5 polegadas de calibre 22 </td><td> material </td><td> Empresa BD </td><td> 305156 </td></tr><tr><td> 1,5 agulha da seringa polegadas calibre 25, </td><td> material </td><td> Empresa BD </td><td> 305127 </td></tr><tr><td> Cola de cianoacrilato </td><td> material </td><td> Ted Pella </td><td> 14450 </td></tr></tbody></table>

preparando modelo de rebaixo de epileptogênese pós-traumático em roedores

Preparing Undercut Model of Posttraumatic Epileptogenesis in Rodents

Córtex parcialmente isolado (&quot;minar&quot;) é um modelo animal de epileptogênese pós-traumático. O procedimento cirúrgico envolve o corte através do córtex sensório-motor e por baixo da substância branca (minar) para que uma região específica do córtex cerebral é em grande parte isolado do córtex e regiões vizinhas subcortical 1-3. Após uma latência de duas ou mais semanas após a cirurgia, descargas epileptiformes podem ser gravados em fatias de cérebro de roedores 1; e convulsões elétricas ou comportamento pode ser observado in vivo a partir de outras espécies como gato e macaco 4-6. Este modelo animal bem estabelecido é eficiente para gerar e imita diversas características importantes da lesão cerebral traumática. No entanto, é tecnicamente desafiador tentar fazer precisas lesões corticais no cérebro de pequenos roedores com uma mão livre. Com base no procedimento estabelecido inicialmente no laboratório do Dr. David Príncipe na Universidade Stanford 1, aqui apresentamos uma técnica aprimorada para realizar uma cirurgia para a elaboração deste modelo em camundongos e ratos. Demonstramos como fazer um dispositivo cirúrgico simples e usá-lo para obter um melhor controle da profundidade de corte e ângulo de gerar resultados mais precisos e consistentes. O dispositivo é fácil de fazer, eo procedimento é rápido para aprender. A geração deste modelo animal fornece um sistema eficiente para o estudo sobre os mecanismos de epileptogênese pós-traumático.

Córtex parcialmente isolado (&quot;minar&quot;) é um modelo animal eficiente de epileptogênese pós-traumático. Aqui demonstramos como fazer um novo dispositivo cirúrgico e usá-lo para fazer lesões mais precisas e consistentes para gerar este modelo.

Preparando Modelo de rebaixo de epileptogênese Pós-Traumático em Roedores

O córtex parcialmente isolado ("undercut") é um modelo animal de epileptogênese pós-traumática. O procedimento cirúrgico envolve o corte através do...

Este procedimento demonstrará como preparar um modelo de epileptogênese pós-traumática com lesão subcortical em ratos. O primeiro passo é fabricar um dispositivo simples que melhore a precisão e a consistência da cirurgia de lesão subcortical. Em seguida, o animal é preparado para a cirurgia, e uma janela craniana é aberta na superfície do crânio para permitir o acesso ao cérebro.Por fim, a agulha do dispositivo de corte subcutâneo é inserida na substância branca do córtex cerebral e rotacionada para produzir um corte em leque na região-alvo. Em última análise, podem ser obtidos resultados que demonstram atividade de forma epiléptica em fatias cerebrais por meio de gravação de potenciais de campo. A principal vantagem desta técnica é que colisões mais precisas e consistentes podem ser realizadas com um dispositivo cirúrgico simples e de fabricação própria.E este modelo animal pode ser utilizado para responder perguntas fundamentais relacionadas à epileptogênese após lesão cerebral traumática. Embora este camundongo seja frequentemente usado em pesquisas, ele também pode ser aplicado a camundongos. De modo geral, pessoas novas neste método enfrentam dificuldades, pois realizar uma lesão tão precisa no córtex de roedores manualmente é difícil.O dispositivo cirúrgico é composto por três partes: uma placa de suporte, um tubo guia e uma agulha curvada em 90 graus próximo à ponta. Para preparar um dispositivo de subcorte para cirurgia em ratos com três a quatro semanas de idade, corte primeiro um pedaço de aço inoxidável ou plástico transparente com espessura de um a 1,5 milímetro e dimensões de sete a dez por 30 milímetros. Para confeccionar a placa de suporte, pegue uma agulha de seringa de calibre 25 e outra de calibre 22 e meça o comprimento da agulha de calibre 25.Em seguida, corte a extremidade plástica da agulha de calibre 22 e meça o comprimento total da marca da agulha; corte a agulha de calibre 22 em um ponto de modo que o comprimento final do tubo guia seja cerca de cinco a seis milímetros mais curto que a agulha da seringa de calibre 25. Lixe a extremidade para torná-la lisa e plana. Use cola de cianoacrilato para fixar o tubo guia na placa de suporte, certificando-se de que a agulha esteja perpendicular e alinhada com a borda da placa de suporte.Insira a agulha de seringa de 25 graus no tubo guia e dobre a agulha em 90 graus, a 2,5 a três milímetros da ponta. Por fim, fixe um pequeno fio de cobre ou um pequeno pedaço de fita na extremidade superior da agulha, na mesma direção da ponta dobrada.O fio ou fita indica o ângulo de rotação da agulha durante a cirurgia de desvio. Antes de iniciar este procedimento, consulte o comitê institucional de cuidados com animais para obter a aprovação necessária para os procedimentos a seguir. Primeiro, certifique-se de que todos os instrumentos cirúrgicos foram esterilizados utilizando um método aprovado e de que um campo estéril está disponível para a cirurgia.Anestesie o animal de acordo com o protocolo aprovado e certifique-se de que o animal está completamente anestesiado realizando um aperto na cauda. Use uma máquina elétrica de corte para raspar o couro cabeludo do animal ao redor da área onde será feita a incisão. Em seguida, desinfete o couro cabeludo utilizando uma solução de poviodona-iodo a 10%, seguida por etanol a 70%.Cubra os olhos do animal com pomada oftálmica para evitar que sequem. Durante a cirurgia, posicione o animal em um aparelho estereotáxico para manter a cabeça em uma posição fixa e estável. É recomendável manter o animal sobre uma placa aquecida para prevenir hipotermia.Usando um bisturi, faça uma incisão mediana ântero-posterior no couro cabeludo, estendendo-se de lambda até entre os olhos. Em seguida, use pinças hemostáticas para puxar a pele para o lado e expor suficientemente o lado esquerdo do crânio. Use o bisturi para fazer um corte retangular no lado esquerdo do crânio e para raspar o periósteo.Esta etapa reduzirá o sangramento e facilitará a perfuração no crânio. Primeiro, limpe o crânio utilizando soro fisiológico estéril e vários cotonetes para remover o sangue e secar a área. Em seguida, aplique uma gota de soro fisiológico estéril no centro do lado esquerdo do crânio.Em seguida, inicie a perfuração para produzir um sulco retangular de quatro por cinco milímetros no centro do lado esquerdo do crânio. Após a perfuração de aproximadamente dois terços da espessura óssea, remova o excesso de solução salina e limpe a área perfurada com um cotonete. Lentamente e com cuidado, continue a perfuração até que o fragmento ósseo central possa ser movimentado com um toque suave de pinça.Remova cuidadosamente a peça óssea central, segurando-a suavemente com uma pinça e levantando lentamente a janela óssea para expor o hemisfério esquerdo, mantendo o dispositivo de desbaste. Oriente a agulha em direção parasagital e a placa de suporte perpendicular à linha média. Direcione a ponta da agulha um a dois milímetros lateralmente à sutura sagital superior, no centro da janela craniana, evitando vasos sanguíneos grandes.Em seguida, insira a agulha em direção horizontal através da dura-máter e sob o pilar. Para poupar os vasos sanguíneos, posicione a base do dispositivo de corte por baixo em ambas as bordas da janela craniana, de modo que a agulha fique posicionada perpendicularmente à superfície cortical. Certifique-se de que a agulha está posicionada sob o pilar elevando-a ligeiramente.Em seguida, abaixe lentamente a agulha para criar um corte transcortical até que a agulha não consiga penetrar mais. A seguir, gire a agulha 180 graus para longe da linha média para criar um corte subjacente em meia-lua na camada profunda seis da substância branca. Por fim, levante novamente a agulha até que ela esteja sob a estrutura perfurada.Em seguida, incline o dispositivo de subcorte para trás e retire a agulha. Coloque um pedaço de filme plástico sobre a janela craniana para proteção. Depois, solte os hemostatos, umedeça o couro cabeludo com solução salina estéril, se necessário, e reposicione-o no lugar.Fecham-se a incisão com pontos cirúrgicos. Em seguida, libera-se o animal do aparelho estereotáxico e coloca-se sobre uma placa aquecida até que o animal se recupere da anestesia. Após devolver o animal à gaiola de alojamento, certifique-se de administrar analgesia conforme definido pelo protocolo relativo do comitê de ética em experimentação animal (IA iacuc).Aqui, cortes corticais coronais foram preparados duas semanas após o procedimento para avaliar o sucesso da cirurgia de ressecção subcortical. As incisões transcorticais e subcorticais são discerníveis sob o objetivo de baixa potência de um microscópio. Este registro de potencial de campo revela atividade evocada do tipo epileptiforme com córtex parcialmente isolado.Uma vez dominada, essa técnica pode ser realizada em cerca de 30 minutos, se for executada corretamente. Ao tentar este procedimento, é importante lembrar-se de treinar o uso do dispositivo cirúrgico antes da cirurgia. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como preparar um modelo não cortado de epileptogênese pós-traumática em roedores.

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociência

Este vídeo demonstra o registro eletroencefalográfico (EEG) de crises epilépticas em ratos induzidos por epilepsia. Um rato com eletrodos implantados no hipocampo ventral é conectado ao sistema de registro de EEG e colocado em uma câmara de plexiglass. O rato pode se mover livremente enquanto a atividade cerebral é registrada para monitorar a ocorrência de convulsões.

Registro eletroencefalográfico de crises epilépticas em ratos induzidos por epilepsia

Fonte: Jang, S., et al, Convulsões eletroconvulsivas em ratos e fracionamento de seus hipocampos para examinar alterações induzidas por convulsões em proteínas de densidade pós-sinápticas. J. Vis. Exp. (2017)Este vídeo demonstra a indução de uma convulsão eletroconvulsiva aguda (ECS) em um modelo de rato para estudar a neuroplasticidade induzida por convulsões. Os pesquisadores aplicam estimulação elétrica por meio de eletrodos de clipe de ouvido, desencadeando hiperexcitabilidade neuronal e...

Induzindo uma convulsão eletroconvulsiva aguda em um modelo de rato

Aqui demonstramos o uso de uma tecnologia de habilitação sem fio para eletroencefalograma (EEG) em modelos de roedores neonatais de doenças humanas. Com a telemetria, não há conexões onerosas, permitindo assim comportamentos naturais.

Monitorização EEG contínuo a longo prazo no pequeno roedor modelos de doença humana, utilizando o Sistema Epoch transmissor sem fio

Este vídeo apresenta os procedimentos de preparação, gravação e análise de fonte de EEG de alta resolução em ratos sedados com um modelo pré-clínico específico de epilepsia focal em condições não invasivas.

Cérebro Fonte Imaging no rato pré-clínica Todos os modelos de Focal Epilepsia usando de alta resolução EEG Recordings

Este protocolo descreve um método de inflamação química com mielinização e fornece um modelo do rato da epilepsia. Este protocolo também pode ser usado para investigar a vulnerabilidade à indução de convulsões e patogênese após crises epilépticas em ratos.

Inflamação induzida pela mielinização Mouse modelo

Modelos de convulsão aguda são importantes para estudar os mecanismos subjacentes epileptiforme eventos. Além disso, a capacidade de gerar eventos epileptiforme sob demanda fornece um método altamente eficiente para estudar a sequência exata de eventos subjacentes a sua iniciação. Aqui, descrevemos os modelos de apreensão cortical aguda 4-aminopiridina estabelecidos em mouse e tecido humano.

Iniciação de geração e demanda de atividade estável aguda em roedores e tecido humano

Este protocolo sistemático descreve um novo modelo animal de epilepsia pós-traumática após lesão cerebral traumática repetitiva. A primeira parte detalha etapas para indução traumática de lesão cerebral usando um modelo modificado de queda de peso. A segunda parte fornece instruções sobre a abordagem cirúrgica para sistemas de aquisição de dados eletroencefalográficos de um único e multicanal.

Induzir epilepsia pós-traumática em um modelo de camundongo de lesão cerebral traumática difusa repetitiva

Aqui, descrevemos a preparação de fatias organotipicas do córtex-hipocampo rhinal. Sob uma privação gradual e controlada de soro, essas fatias retratam eventos epilépticos em evolução e podem ser consideradas um modelo ex vivo de episetogênese. Este sistema representa uma excelente ferramenta para monitorar a dinâmica da atividade espontânea, bem como para avaliar a progressão das características neuroinflamatórias ao longo do curso da epipesogênese.

Um Modelo de Epipetogênese em Culturas de Fatia Organotipica Do Cortex-Hipocampo Rhinal

Este relato descreve os métodos para gerar um modelo de epilepsia do lobo temporal baseado no kindling elétrico de camundongos VGAT-Cre transgênicos. Camundongos VGAT-Cre acesos podem ser úteis para determinar o que causa epilepsia e para rastrear novas terapias.

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A infecção intracerebral com o vírus da encefalomielite murina de Theiler (TMEV) em camundongos C57BL/6 replica muitos dos sintomas clínicos iniciais e crônicos da encefalite viral e subsequente epilepsia em pacientes humanos. Este artigo descreve a infecção viral, sintomas e histopatologia do modelo TMEV.

Modelo de Epilepsia de Etiologia Infecciosa utilizando o Vírus da Encefalomielite Murina de Theiler

A amígdala desempenha um papel fundamental na epilepsia do lobo temporal, que se origina e se propaga a partir dessa estrutura. Este artigo fornece uma descrição detalhada da fabricação de eletrodos cerebrais profundos com funções de gravação e estimulação. Introduz um modelo de epilepsia do lobo temporal medial originária da amígdala.

Usando um eletrodo bipolar para criar um modelo de rato com epilepsia do lobo temporal por acendimento elétrico da amígdala

Aprenda a preparar um modelo de epileptogênese pós-traumática em ratos utilizando um dispositivo cirúrgico customizado para cortes precisos no córtex cerebral. Este método permite estudar mecanismos da epilepsia com maior consistência.

Preparando Modelo de rebaixo de epileptogênese Pós-Traumático em Roedores

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