Name: Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-11-21T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Aprenda a implantar transmissores de radiotelemetria em camundongos de movimento livre para monitorar ECG, frequência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora continuamente.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Os autores gostariam de agradecer a Charles River Alemanha para fornecer um CD-ratos. Agradecemos também a Robin Schneider e os funcionários do laboratório central de suporte biológico em camundongos de habitação. Pedimos gentilmente agradecer Nicholls Flora para assistência técnica excelente e Kurt Professor Burki generosamente para fornecimento de instalações de pesquisa e recursos.

<ol><li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li>
<li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li>
<li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Genomics%22%5BJournal%5D)">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li>
<li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Toxicol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li>
<li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li>
<li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann,, Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Vet.+Res%22%5BJournal%5D)">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li>
<li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li>
<li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Anim.+Welf.+Sci%22%5BJournal%5D)">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li>
<li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions%5BTitle%5D)+AND+%22BMC.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li>
<li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li>
<li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Altex%22%5BJournal%5D)">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Radiotelemetria é uma poderosa alternativa aos métodos convencionais de medição de parâmetros fisiológicos na pesquisa biomédica. Sistemas de alta qualidade de telemetria consistindo de implantável transmissores, receptores e aquisição de dados e hardware e software de análise estão agora disponíveis no mercado, mesmo para animais tão pequenos como camundongos. Telemetria representa a única técnica atualmente disponível para a coleta de dados a partir desenfreado, movimentando-se livremente ratos. Usando esse método, é agora possível coletar dados de forma contínua e / ou por longos períodos de tempo a partir de animais residentes no seu próprio ambiente familiar, minimizando assim o estresse para os animais e conseqüente artefatos experimental. A forma ea posição dos terminais foi otimizado a fim de obter sinais mesmo durante movimentos rápidos (por exemplo, lutando, correndo, lutando) ou em uma postura ereta 9. Assim, medidas precisas podem ser obtidas durante as experiências, por exemplo, durante o estresse da anestesia, emprodução, enquanto correndo em uma esteira, durante experimentos comportamentais, durante as experiências infecção, e muitas outras situações experimentais. No entanto, a fim de obter dados fiáveis, reprodutíveis e artefato-livre, é crucial para excluir as influências ambientais, e nós chamar a atenção para a importância das condições padronizadas. Recomenda-se que a sala é isolada de ruídos eletrônicos e acústicos, incluindo ultra-som, para que os ratos são particularmente sensíveis. Além disso, sem perturbações, como visitantes ou alheios procedimentos experimentais, deve ser permitida quando a realização de medições. Para evitar a interferência influências (particularmente no caso de medições de gaiola), todos os procedimentos necessários criação deve ser concluída no quarto antes de iniciar cada medição. Além disso, a moradia de ratos, particularmente se os machos são usados ​​em grupos ou individualmente podem ter impacto sobre as medidas e devem ser considerados ao plaexperimentos nning 9. Além disso, os ratos devem ser saudável e livre de patógenos murinos, pois latente ou manifesta infecções, bem como doenças ou problemas de saúde de qualquer outro, pode ter uma influência considerável sobre parâmetros fisiológicos e comportamento da atividade. Assim, os ratos devem se recuperar totalmente após o implante e ser dado tempo suficiente para adaptar-se a influência do transmissor antes de iniciar qualquer experimentos. Coleta de dados por radiotelemetria em ratos requer implantação cirúrgica preliminar do transmissor de telemetria. Esta deve ser realizada somente por pessoal treinado com técnicas cirúrgicas, a fim de minimizar o trauma tecidual e dor subseqüentes e angústia. Para experimentadores segurando básicos ou mesmo avançados (micro-) habilidades cirúrgicas, é recomendada a realização de que os primeiros testes em cadáveres frescos do rato usando implantes de formação (isto é, manequins, fornecido pelo fabricante) para estabelecer os procedimentos e se familiarizar com as especificidades de este tipoda cirurgia. Após esse treinamento, a maioria dos pesquisadores seriam capazes de implantar este tipo de transmissores com sucesso e alcançaria uma proficiência útil após um implante de poucos. Condições assépticas deve ser mantida durante a cirurgia para manter a carga microbiológica eo risco de infecções baixos. No entanto, a esterilidade completa não pode ser fornecida por causa de algumas condições específicas, esterilidade conflitantes em ratos (por exemplo, efeito de resfriamento de corte de cabelo extensa e desinfecção, impraticabilidade de bandagens para proteger as feridas). Assim, profilaxia anti-infecciosa é administrado durante a implantação. Bem adaptados tratamento analgésico e um plano de monitoramento claramente definidos, bem como cuidados pós-operatórios adequados desempenhar um papel crucial no resultado satisfatório do experimento. No geral, o implante cirúrgico de um transmissor de telemetria em camundongos será estressante para o animal. Em particular, se a modificação genética em speclinhas do mouse ific influencia o fenótipo e prejudica a condição dos animais corporais, complicações no período peri-operatório e aumentou as taxas de mortalidade após o implante pode ser um risco. Para evitar sofrimento desnecessário, os indivíduos exibindo recuperação insatisfatório ou convalescença prolongada devem ser liberados a partir da experiência e sacrificado antes de chegar a um estágio moribundo. Para este fim, uma folha de dados (Tabela 1: estado geral de saúde e monitoramento folha de dados) facilitar o acompanhamento sistemático dos sintomas críticos e fornecer conselhos sobre endpoints humana foi estabelecida. Assim, a recuperação está documentado no estilo de um registro médico ou um jornal laboratório, o que torna a realização desta metodologia (ie processo de implantação e recuperação pós-operatória) transparente para as autoridades e órgãos competentes bem-estar animal responsável por experimentação animal (por exemplo, IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantação de transmissores de radiotelemetria cedendo dados sobre ecg, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

O rato de laboratório é a espécie animal de escolha para a maioria das pesquisas biomédicas,, tanto na esfera acadêmica e da indústria farmacêutica. Os ratos são um tamanho gerenciável e relativamente fácil de casa. Esses fatores, juntamente com a disponibilidade de uma riqueza de mutantes espontâneos e induzida experimentalmente, fazer ratos de laboratório ideal para uma ampla variedade de áreas de investigação. Na pesquisa cardiovascular, farmacológicos e toxicológicos, medição precisa dos parâmetros relacionados com o sistema circulatório dos animais de laboratório é muitas vezes necessária. Determinação da freqüência cardíaca, variabilidade da freqüência cardíaca e duração do PQ e intervalos QT são baseadas no eletrocardiograma (ECG) gravações. No entanto, a obtenção de curvas de ECG de confiança, bem como dados fisiológicos, tais como a temperatura corporal em ratos pode ser difícil usar técnicas de medição convencionais, que exigem conexão de sensores e cabos para um contido, amarrado, ou mesmo umanimais estetizada. Os dados obtidos desta forma devem ser interpretadas com cautela, pois é sabido que a contenção e anestesia pode ter uma grande influência sobre parâmetros fisiológicos artifactual 1, 2. Radiotelemetria permite que dados sejam coletados de animais conscientes e sem restrições. Medições podem ser realizadas até mesmo em animais que circulam livremente, e sem a necessidade de o investigador estar na proximidade do animal. Assim, fontes conhecidas de artefatos sejam evitados, e medições precisas e confiáveis ​​são asseguradas. Esta metodologia também reduz a variabilidade interanimal, reduzindo assim o número de animais utilizados, tornando esta tecnologia o método mais humano de monitorar os parâmetros fisiológicos em animais de laboratório 3, 4. Avanços constantes em tecnologia de aquisição de dados e miniaturização implante significa que agora é possível gravar parâmetros fisiológicos e atividade locomotora de forma contínua e em tempo real sobre mais periods tais como horas, dias ou mesmo semanas 3, 5. Aqui, descrevemos uma técnica cirúrgica para implante de um transmissor de telemetria comercialmente disponível utilizada para a medição contínua da temperatura central do corpo, atividade locomotora e biopotencial (ie onelead ECG), a partir do qual a freqüência cardíaca, variabilidade da freqüência cardíaca, e PQ e intervalos QT pode ser estabelecido em freeroaming, camundongos sem restrições. Apresentamos também pré-operatório procedimentos e protocolos para cuidados pós-operatórios intensivos e tratamento da dor, que melhore a recuperação, bem-estar e as taxas de sobrevivência em camundongos implantados 5, 6.

Uma técnica cirúrgica para implante de transmissores de telemetria disponíveis comercialmente utilizado para a medição contínua de biopotencial (um ECG), freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora em ratos movimentando-se livremente é mostrado. Recomendações e protocolos para cuidados pós-operatórios e alívio da dor, melhorar a recuperação, bem estar e taxa de sobrevivência também são apresentados.

Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre

O camundongo de laboratório é a espécie animal de escolha para a maioria das pesquisas biomédicas, tanto no âmbito acadêmico quanto na indústria farmacêutica. Os camundongos são...

O objetivo geral deste procedimento é implantar um transmissor de telemetria utilizado para medições contínuas da temperatura corporal central, atividades locomotoras e bio potenciais a partir dos quais a frequência cardíaca, a variabilidade da frequência cardíaca e os intervalos PQ e QT podem ser determinados em camundongos livres e sem restrições. Isso é realizado primeiramente preparando o camundongo para a implantação alguns dias antes da cirurgia. Em seguida, o ambiente cirúrgico, os instrumentos e o transmissor telemétrico são preparados.Em seguida, o transmissor telemétrico é implantado cirurgicamente no camundongo. Por fim, é administrado cuidado pós-operatório ao animal para garantir sua recuperação e sobrevivência. Em última análise, os resultados demonstram o impacto de diversas experimentações biomédicas e modificações genéticas sobre a frequência cardíaca de curto e longo prazo, variabilidade da frequência cardíaca, intervalos PQ e QT, temperatura corporal central e atividade locomotora, bem como sobre o ritmo circadiano desses parâmetros por meio de medições telemétricas em camundongos livres para se moverem.A principal vantagem da telemetria em relação a métodos existentes, como medições em animais contidos, ligados por cabos ou mesmo anestesiados, é que dados precisos podem ser obtidos em períodos curtos ou mesmo de longa duração em camundongos sem contenção e em movimento livre. No dia da implantação, o transmissor telemétrico é preparado sob uma capela de fluxo laminar, em uma bancada desinfetada e sob condições assépticas, utilizando instrumentos autoclavados e materiais esterilizados. Para começar, remova os transmissores de suas embalagens estéreis e, com tesoura, encurte os cabos a um comprimento adequado ao tamanho do camundongo. Para a maioria dos camundongos adultos, o eletrodo vermelho pode ser encurtado para cerca de 42 milímetros e o eletrodo branco ou incolor para um comprimento de aproximadamente 55 milímetros.Remova cerca de 20 milímetros do tubo isolante da parte distal do eletrodo vermelho e 10 milímetros do eletrodo branco ou incolor. Forme as partes distais de cada eletrodo em um laço, fixando as extremidades com suturas finas de seda. Coloque o transmissor em solução salina estéril morna, pronta para implantação, no dia anterior ao implante.Prepare o camundongo anestesiando-o em uma câmara de perspex com 8% de isoflurano. Quando ele perder o reflexo de preensão, acople um cone nasal com três a 4% de isoflurano. Retire. Depile os pelos na região anterior do pescoço e no abdômen.Deixe o animal despertar e retorne-o à sua gaiola de origem no dia seguinte após administrar analgesia e anestesiar o camundongo; transfira-o para uma superfície aquecida em banho morno na área cirúrgica. Aplique pomada nos olhos do camundongo e mantenha a anestesia utilizando uma máscara nasal e 3 a 4% de sevoflurano. Consulte o protocolo escrito para obter mais detalhes.Desinfete a pele previamente depilada da região anterior do pescoço e da região abdominal do camundongo. Em seguida, faça um corte de um a 1,5 centímetro de comprimento na pele, partindo do tórax inferior ao longo da linha média do abdômen. Faça um pequeno corte na direção longitudinal na região anterior do pescoço e passe subcutaneamente o eletrodo negativo do transmissor do tórax até o pescoço.Prepare a pele e o tecido subjacente para criar espaço para a fixação do laço de arame do eletrodo. Fixe o laço de arame entre os músculos localizados à direita da traqueia utilizando dois pontos finos de seda. Em seguida, feche a ferida no pescoço em camadas com seis pontos de Vicryl zero.Abra a parede abdominal na linha alba e posicione o transmissor telemétrico na cavidade abdominal. Suture o laço de fio do eletrodo positivo ao processo xifoide com suturas de seda, de modo que fique posicionado entre o fígado e o diafragma na região abdominal superior esquerda. Para prevenir infecção e repor fluidos, injete uma mistura de sulfadiazina e trimetoprima e solução salina na cavidade abdominal e feche a pele abdominal para tratamento da dor por via subcutânea.Administre 0,1 miligramas por quilograma de bup, via ine, e permita que o animal se recupere sobre a superfície aquecida da bancada de trabalho por duas horas. Os animais são rigorosamente monitorados e recebem suporte durante a recuperação por quatro a dez dias após a cirurgia, conforme descrito no protocolo escrito. Dez dias após a cirurgia, devolva os animais à colônia de camundongos para pelo menos quatro semanas de interação social normal.Para iniciar a coleta de dados, toque o animal com um ímã. Isso ligará o transmissor. Uma matriz de troca de dados coleta e envia sinais de dados ao computador por um tempo específico em intervalos regulares ou continuamente, e salva os dados no disco rígido do computador, pois o alcance e a qualidade do sinal emitido dependem fortemente da composição dos materiais da gaiola e dos equipamentos ao redor.Coloque a placa receptora o mais próximo possível do animal, por exemplo, sob a gaiola do animal. Utilize o Data Quest, um software em tempo real, para coordenar a detecção, coleta, análise e apresentação gráfica dos sinais de um ou mais animais. Verifique se a configuração do sistema de gravação e transmissão de dados está correta realizando medições em tempo real no modo de amostragem contínua.Após os dados terem sido coletados e armazenados, crie listas de gráficos e analise-os em relação a diversos parâmetros diferentes, como frequência cardíaca, variabilidade da frequência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora, utilizando o programa de análise. Aqui são apresentadas impressões brutas de curvas de ECG de um único derivação de um camundongo consciente e do mesmo animal sob anestesia inalatória com cevoflurano. A frequência cardíaca é calculada automaticamente pelo sistema de telemetria. A sequência de três segundos registrada sob anestesia indica uma frequência cardíaca de 440 batimentos por minuto.A curva registrada no camundongo consciente mostra uma frequência cardíaca de 660 batimentos por minuto, o que está dentro da faixa esperada para a frequência cardíaca. Durante atividades físicas moderadas, como alisamento do pelo ou alimentação aqui, a frequência cardíaca, a temperatura corporal central e a atividade locomotora foram medidas em três camundongos com condições corporais diferentes enquanto mantidos individualmente em suas gaiolas domiciliares sem qualquer perturbação. A frequência cardíaca foi registrada por 30 segundos a cada cinco minutos.A temperatura corporal central foi amostrada durante 10 segundos a cada cinco minutos, e a atividade locomotora foi registrada continuamente e armazenada em intervalos de cinco minutos. O camundongo saudável apresenta um ritmo circadiano claro, com aumentos normais nos valores fisiológicos e no comportamento de atividade locomotora durante a fase escura. Em contraste, após uma cirurgia de grande porte, a frequência cardíaca aumentou, particularmente na fase diurna, e a atividade locomotora está deprimida.O terceiro camundongo sofria de doença tumoral crônica. Seu ritmo circadiano de frequência cardíaca e temperatura corporal central parece achatado e a atividade locomotora está diminuída. Neste experimento, 16 camundongos foram submetidos a 50 minutos de anestesia com isoflurano ou sevoflurano, e o impacto a longo prazo dos anestésicos sobre a frequência cardíaca, temperatura corporal central e atividade locomotora foi comparado. Os valores telemétricos médios para cada animal foram calculados separadamente para as fases noturna e diurna.Os valores normais foram calculados como as médias dos três dias anteriores à anestesia. Os valores delta são as comparações entre os valores no escuro e na luz com os valores normais. Uma vez dominada, a cirurgia pode ser realizada em 35 a 45 minutos; ao tentar este procedimento, é importante manter uma anestesia adequada, administrar analgésicos eficazes, prevenir infecções e fornecer fluidos.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como implantar este transmissor telemétrico e de como obter medidas confiáveis de valores fisiológicos, como frequência cardíaca ou temperatura corporal em camundongos de laboratório.

implantation-radiotelemetry-transmitters-yielding-data-on-ecg-heart

Research

JoVE Journal

Medicine

Medicina

Telemétrica ECG tem emergido como uma ferramenta essencial na avaliação de modelos animais para arritmias cardíacas e morte súbita cardíaca. Aqui, apresentamos um guia passo a passo para gravações de telemetria de ECG para aplicação em monitoramento de longo prazo ECG ambulatorial em camundongos.

Gravação de ECG ambulatorial em Ratos

Neste vídeo, descrevemos um procedimento cirúrgico para implantar um dispositivo telemétrico de temperatura em um modelo de camundongo para medir continuamente sua temperatura corporal central.

Implantação cirúrgica de sistema de monitoramento telemétrico de temperatura em modelo de camundongo: um procedimento cirúrgico para implantar dispositivo telemétrico de temperatura para medir a temperatura corporal central do camundongo

O objetivo deste protocolo é avaliar a pressão arterial sistêmica em camundongos conscientes em movimento livre usando dispositivos de radiotelemetria implantáveis.

Longo prazo medição de pressão arterial em ratos movimentando-se livremente utilizar telemetria

Não restrição EEG radiotelemetria é uma abordagem metodológica valiosa para gravar in vivo eletroencefalogramas de longo prazo de roedores que se movem livremente. Este protocolo detalhado descreve epidural estereotáxico e colocação de eletrodos intracerebral profunda em diferentes regiões do cérebro a fim de obter registos fiáveis ​​de CNS ritmicidade e estágios comportamentais relacionadas com o SNC.

Não restrição EEG Radiotelemetria: Epidural e Deep intracerebral estereotáxica EEG Colocação de eletrodos

Este manuscrito descreve um método de induzir o estado de mal epiléptico por injeção de pilocarpina sistêmica e de monitorização espontâneas convulsões recorrentes em animais vivos, usando um sistema de eletroencefalograma e vídeo sem fio telemetria. Este protocolo pode ser utilizado para estudar os mecanismos fisiopatológicas da epilepsia crônica, epileptogenesis e convulsões agudas.

O modelo de pilocarpina de epilepsia do lobo Temporal e EEG monitoramento usando sistema de radiotelemetria em ratos

Este artigo descreve um protocolo para avaliação cognitiva para modelos genéticos da doença de Alzheimer usando o sistema de IntelliCage, que é um sistema de monitoramento comportamental alto throughput automatizado com condicionamento operante.

Automatizada, a longo prazo ensaio comportamental para funções cognitivas em vários modelos genéticos da doença de Alzheimer, usando IntelliCage

O barorreflexo é um mecanismo de regulação da frequência cardíaca pelo sistema nervoso autônomo em resposta a alterações da pressão arterial. Descrevemos uma técnica cirúrgica para implantar transmissores de telemetria para medição contínua e simultânea de eletrocardiograma e pressão arterial em camundongos. Isso pode determinar a sensibilidade barorreflexa espontânea, um importante marcador prognóstico para doença cardiovascular.

Implantação de ECG Telemétrico Combinado e Transmissores de Pressão Arterial para Determinação da Sensibilidade Barorreflexa Espontânea em Camundongos Conscientes

Aqui apresentamos um protocolo passo-a-passo para uma abordagem semi-automatizada para analisar dados murinos de eletrocardiografia de longo prazo (ECG) para parâmetros básicos de ECG e arritmias comuns. Os dados são obtidos por transmissores de telemetria implantáveis em camundongos vivos e acordados e analisados usando o Ponemah e seus módulos de análise.

Analisando gravações de eletrocardiografia de longo prazo para detectar arritmias em camundongos

O eletrocardiograma (ECG) é a variável chave para o entendimento da eletrofisiologia cardíaca. O exercício físico tem efeitos benéficos, mas também pode ser prejudicial no contexto de doenças cardiovasculares. Este manuscrito fornece um método de registro de ECG em tempo real durante o exercício, que pode servir para investigar seus efeitos na eletrofisiologia cardíaca em camundongos.

Monitoramento do Eletrocardiograma em Tempo Real Durante o Treinamento em Esteira Rolante em Camundongos

Um registro simultâneo da atividade autonômica e do comportamento materno detalhado de camundongos mães desde a gravidez até a lactação foi obtido usando um sistema de telemetria. Esse método ajuda a compreender a dinâmica das características fisiológicas e comportamentais das mães desde a gestação até o desmame.

Análise de Eletrocardiogramas e Comportamento em Camundongos da Gravidez ao Período de Lactação

Aprenda a implantar transmissores de radiotelemetria em camundongos de movimento livre para monitorar ECG, frequência cardíaca, temperatura corporal e atividade locomotora continuamente.

Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre (Vídeo) | JoVE Journal

Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre

Explorar mais vídeos