Name: Doseamento do atividade da quinase de LRRK2 In vitro /em (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Aprenda a ensaiar a atividade da quinase LRRK2 usando proteína recombinante e ATP radioativo. Este método demonstra autofosforilação e efeitos de mutações na doença de Parkinson.

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O autor é um Reino Unido de Parkinson Research Fellow (concessão F1002). Este trabalho foi financiado em parte pelo convite Wellcome Trust / MRC conjunta no prêmio Neurodegeneração (WT089698) para Consórcio de Parkinson do Reino Unido de Doenças (UKPDC), cujos membros são do Instituto UCL de Neurologia, da Universidade de Sheffield e da MRC Unidade de fosforilação de proteínas em da Universidade de Dundee.

Segurança O protocolo descrito a seguir utiliza ATP marcado com P 32 radioativo na posição de fosfato γ seguir a atividade da quinase de LRRK2. É baseado em protocolos padrão utilizado em nosso laboratório, e assim em relação a muitas das etapas do processo, como corrida, os géis, western blotting et cetera os materiais e condições precisas deve ser tomado como um guia de como o equipamento e os protocolos utilizada para estes processos varia de laboratório para laboratório. Compostos contendo isótopos que emitem radiação ionizante são potencialmente prejudiciais para a saúde humana e licenciamento e regulamentos estritos em um controle de nível institucional e nacional o seu uso. Os experimentos deste protocolo foram realizados após o treinamento em uso de fonte aberta de radiação no University College London e seguir as orientações de boas práticas de laboratório fornecidos pelos serviços de segurança na faculdade (diretrizes available em <a href="http://www.ucl.ac.uk/estates/safetynet/training/glp_hurs.pdf">http://www.ucl.ac.uk/estates/safetynet/training/glp_hurs.pdf</a> ). Uso de radiação de código aberto não deve ser tentada antes da formação adequada e aprovação dos órgãos reguladores. A entidade reguladora responsável pela radiação de fonte aberta em pesquisas de laboratório varia de país para país. Exemplos destes são: no Reino Unido, o Health and Safety Executive ( <a href="http://www.hse.gov.uk/radiation/ionising/index.htm">http://www.hse.gov.uk/radiation/ionising/index.htm</a> ), nos Estados Unidos, a Comissão Reguladora Nuclear ( <a href="http://www.nrc.gov/materials/miau/regs-guides-comm.html">http:// www.nrc.gov / materiais / miau / regs-guias-comm.html</a> ), no Canadá, o Canadian Nuclear Safety Commission ( <a href="http://nuclearsafety.gc.ca/eng/">http://nuclearsafety.gc.ca/eng/</a> ), e na Alemanha Das Bundesamt für Strahlenschutz ( <a href="http://www.bfs.de/de/bfs">http : / / www.bfs.de / de / bfs</a> ). Usuários de outros países devem confirmar regras, regulamentos e autoridades de licenciamento com seu oficial de segurança de radiação. Precauções de segurança relevantes para este protocolo foram anotados no texto, destacados com o símbolo do trevo radioativo ( <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> ). 1. Preparando as reações quinase <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Todas as misturas de reação preparado em tubos de amostra de 1,5 ml com tampa de rosca contendo um anel de vedação para impedir a propagação da radioatividade. <ol><li> Proteína descongelar em gelo - LRRK2 tipo selvagem, D1994A, G2019S. </li><li> compõem reação no gelo - 10nM LRRK2, 0.5μg/μl MBP, 5ul de tampão 10x quinase, composta de 50μl com água. </li></ol> 2. Execução do ensaio <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Todos os passos utilizando 32 P ATP deve tomar prendas em áreas de radiação designado. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Equipamentos de protecção individual adequado deve ser usado - sob procedimento operacional padrão em nosso laboratório incluem jaleco, luvas e óculos de proteção dupla. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Amostras contendo 32 P ATP devem ser protegidos por telas de usuários 6 milímetros Perspex para minimizar a exposição. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Se for o caso, os dispositivos de monitoração pessoal devem ser utilizados - dentro UCL, qualquer usuário radiação open source certificadas devem ter um crachá filme para monitorar a exposição à radiação durante as experiências. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Todas as superfícies experimentais devem ser avaliados para a contaminação radioativa antes e após o uso utilizando um Geiger balcão. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Todos os consumíveis potencialmente contaminados devem ser eliminados de estrita observância às diretrizes institucionais para a eliminação de resíduos radioativos. <ol><li> Antes de iniciar ensaio, definir blocos de aquecimento a 30 ° C e 100 ° C, respectivamente </li><li> Remover 32 P ATP de -20 freezer (note que as condições de armazenamento fro 32 P ATP pode variar dependendo do fornecedor ou tipo de radionucleotides utilizado). <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> scan fora do recipiente antes de usar, descongele por trás da tela de acrílico. </li><li> Com as reações sobre o gelo, adicione 1μl de 32 P ATP para cada juntamente com 10μM de frio ATP. </li><li> Misture bem com uma pipeta. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Centrífuga de pulso para levar líquidos para baixo do tubo, minimizando o risco de contaminação. </li><li> Remover alíquota de 15μl zero vírgula um tempod terminar reação na alíquota através da adição de 5μl de tampão de amostra SDS 4x e desnaturação a 100 ° C por 10 minutos. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Centrífuga de pulso para levar líquidos para baixo do tubo, minimizando o risco de contaminação. </li><li> Amostra restante colocado em bloco de aquecimento e incubados a 30 ° C por 60 minutos. </li><li> 15μl removido em 60 minutos e ponto de tempo de reação interrompida pela adição de 5μl de tampão de amostra SDS 4x e desnaturação a 100 ° C por 10 minutos. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Centrífuga de pulso para levar líquidos para baixo do tubo, minimizando o risco de contaminação. </li></ol> 3. Immunoblotting das amostras e análise de resultados <ol><li> Amostras executado em SDS-PAGE <ol><li> 10 também em gel de poliacrilamida 4-12% Bis-tris preparado para eletroforese usando tampão de corrida MOPS. </li><li> 20μl de cada amostra carregado em gel junto com farelos de 7μlTain escada proteína padrão. </li><li> Gel funcionar em 160V por 90 minutos, ou até frente de corante atingiu o final do gel. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Todo o líquido em contato com radioisótopos devem ser tratados como resíduos radioactivos e eliminados de acordo com as diretrizes institucionais. UCL regulamentações estatais que os resíduos radioativos líquidos devem ser descartados derramando abaixo designados sumidouros disposição radioativo com água abundante. </li></ol></li><li> Proteínas de membrana PVDF transferido para via western blot. <ol><li> Buffer de transferência preparado, 1x Tris Glycine além de metanol 20%. PVDF membrana e papel filtro de corte para corrigir tamanho para gel e ativada com metanol glacial no caso da membrana ou pré-molhada com buffer de transferência no caso do papel de filtro. A membrana deve ser pré-marcados com tinta esferográfica para permitir a identificação da orientação. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495symbol1.jpg" alt="Símbolo 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Símbolo 1"> Gel removido plastic revestimento e excesso de acrilamida removidos e eliminados como resíduos radioactivos. </li><li> O gel deve ser formado em um sanduíche com a membrana e papel de filtro, garantindo que não existem bolhas entre a membrana eo gel, e depois organizados no aparelho de western blot com a membrana entre o gel eo ânodo. </li><li> Transferência realizada em 25V por 16 horas. </li></ol></li><li> Após a transferência de proteína para PVDF, a membrana devem ser secas à temperatura ambiente. Finalmente, a membrana seca devem ser isolados entre as folhas de acetato de celulose e expostos a qualquer uma tela de fósforo ou x-ray filme para permitir a detecção de proteínas marcado radioactivamente. Tempo de exposição pode ser executado a partir de várias horas para mais de uma semana, dependendo da atividade específica do radioisótopo usado ea cinética enzimática da reação. </li><li> Phosphoscreen digitalizadas / filme processado. Se estiver usando uma tela de fósforo, a imagem deve ser salva como um TIFF de alta resolução ou arquivos bitmap, se estiver usando filme, então a transição resultantesparency devem ser verificados usando um scanner de mesa e salvo como um TIFF de alta resolução ou arquivos bitmap. A imagem pode então ser analisada em ImageJ, um programa freeware disponível no site da National Institutes of Health ( <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a> ). </li></ol> 4. Resultados representante A Figura 1 mostra resultados representativos para um ensaio realizado com o tipo selvagem, e G2019S D1994A LRRK2 com proteína básica da mielina como substrato aceitador de fosfato de genéricos. Autofosforilação de LRRK2 é visível em ≈ 200kDa, com várias bandas que representam MBP fosforilada visível a partir de 20 40kDa. Observe a ausência de autofosforilação na pista D1994A (quinase mortos), e aumento da fosforilação devido à mutação G2019S. Nota fosforilação também residual de MBP na pista quinase mortos. Isto pode ser devido à ablação incompleta da atividade da quinase de LRRK2 pelo mutante D1994A ou refletir a presença of trace contaminando quinases na reação. <img src="/files/ftp_upload/3495/3495fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1.

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</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Este artigo descreve um protocolo básico para ensaio de atividade da quinase de LRRK2 usando um sistema in vitro. No interesse da brevidade, esta tem sido limitada a um modelo de ponto final de uma hora utilizando um substrato genérico, mas o protocolo geral é aplicável a uma gama de substratos potenciais e passíveis de análises mais sofisticadas examinar a cinética da atividade de quinase de LRRK2 . Isso destaca uma das principais vantagens da utilização de um sistema in vitro para analisar o comportamento de uma proteína quinase como esta: porque não há controle total sobre as concentrações da enzima e do substrato, é possível gerar dados cinéticos K m e calcular e V max para a reação. Para informações mais detalhadas avaliações cinética ou avaliar o impacto dos inibidores putativos, um sistema de maior rendimento (como o que é garantida pela utilização do substrato LRRKtide, disponível a partir Invitrogen) é uma alternati superioresve para a abordagem descrita aqui. É importante, no entanto, reconhecer que o sistema fornecido pelo modelo reducionista em ensaios in vitro quinase é apenas uma ferramenta para examinar a biologia de uma quinase e suas relações com substratos em potencial. Dados de ensaios como este deve ser usado em conjunto com outras abordagens para obter um quadro abrangente de como se comporta uma quinase in vitro e em um contexto celular. Por exemplo, um substrato putativo fosforilado in vitro podem ser analisados ​​por espectrometria de massa para identificar phosphosites possíveis que podem ser manipulados por mutagênese alvo (por exemplo, serina. Converter ou resíduos de fosfato de treonina aceitador a ninguém-fosforilável resíduos, tais como alanina) para examinar o funcional conseqüências do ex vivo fosforilação. Uma consideração importante na interpretação dos dados a partir de um sistema de análise in vitro, como este é a probabilidade de either tipo I ou II (falso negativo ou falso positivo) erros. A natureza reducionista deste sistema, infelizmente, dispõe que para ambos - no caso do primeiro, tendo um substrato purificado e purificado putativo quinase em proximidade estreita artificialmente e em alta concentração (em comparação com o meio celular) pode resultar em eventos de fosforilação artefactual. Por outro lado, muitas quinases funcionam como parte de um complexo dentro do contexto da célula, e exigem co-fatores para a fosforilação de um determinado substrato para ocorrer. Como observado acima, um resultado positivo de fosforilação de um substrato utilizando um suposto sistema in vitro deve ser testado em um sistema celular para validar o resultado, e um resultado negativo devem ser interpretados com cautela. Em vista disso, é fundamental sempre que possível ter os controles positivos e negativos para permitir um estudo comparativo da atividade quinase do seu interesse. A seleção cuidadosa de um contro positival que tem uma atividade conhecida para a sua proteína de interesse, juntamente com um controle negativo que é improvável que fosforilar o substrato putativo, é extremamente valioso. Um controle candidato para LRRK2 é Receptor interagindo quinase 3, que tem uma seqüência estreitamente relacionado primário para o domínio quinase de LRRK2, mas tem uma estrutura de domínio geral muito diferente de 18 anos. Este está disponível como proteína recombinante de Invitrogen e é usado como um controle padrão em nosso laboratório. Também deve ser notado que a forma comercialmente disponível de LRRK2 falta o N-terminal da proteína e é marcado com glutationa-s-transferase e isso deve ser levado em consideração como um fator potencial de confusão na realização de ensaios com essa proteína quinase, como não se sabe qual o papel que o N-terminal de LRRK2 pode jogar na função normal da proteína. Se, por exemplo, a porção N-terminal de LRRK2 que está ausente na proteína utilizada neste protocoloé fundamental para o recrutamento de um substrato específico para o domínio da quinase LRRK2 então isso terá um impacto importante sobre a fosforilação observado de substrato disse no sistema in vitro descrito acima. Mesmo com essas ressalvas, no entanto, a importância atribuída à biologia do LRRK2 na pesquisa de Parkinson destaca a utilidade deste protocolo como uma ferramenta valiosa para investigar o comportamento dessa proteína em uma configuração em vitro.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagente </td><td> Companhia </td><td> Número Catálogo </td><td> Comentário </td></tr><tr><td> LRRK2 tipo selvagem </td><td> Invitrogen </td><td> PV4873 </td><td></td></tr><tr><td> G2019S LRRK2 </td><td> Invitrogen </td><td> PV4881 </td><td></td></tr><tr><td> LRRK2 D1994A </td><td> Invitrogen </td><td> PV6051 </td><td></td></tr><tr><td> Buffer de quinase </td><td> Sinalização celular </td><td> 9802S </td><td></td></tr><tr><td> MBP </td><td> Sigma </td><td> M1891 </td><td></td></tr><tr><td> 32P g ATP </td><td> Perkin Elmer </td><td> BLU002X500UC </td><td> 500μCi, 30Ci / mMole </td></tr><tr><td> Tampão de amostra 4x LDS </td><td> Invitrogen </td><td> NP0007 </td><td></td></tr><tr><td> 2-mercaptoetanol </td><td> Sigma </td><td> M6250 </td><td></td></tr><tr><td> Padrões de proteína </td><td> Invitrogen </td><td> LC5800 </td><td></td></tr><tr><td> Tampão de corrida MOPS </td><td> InvitrOgen </td><td> NP0001 </td><td></td></tr><tr><td> Bis-tris gel de acrilamida </td><td> Invitrogen </td><td> NP0321 </td><td> 4-12% 1 milímetro 10well </td></tr><tr><td> PVDF membrana </td><td> Millipore </td><td> IPVH00010 </td><td></td></tr><tr><td> Buffer de transferência </td><td> Invitrogen </td><td> NP0006 </td><td></td></tr></tbody></table> Tabela 1. Reagentes Destilada e água desionizada foi utilizada para todas as etapas de diluição <table border="1"><tbody><tr><td> Tipo de equipamento </td><td> Companhia </td><td> Comentário </td></tr><tr><td> Contador Geiger </td><td> Mini Instruments </td><td></td></tr><tr><td> SDS PAGE tanque </td><td> Invitrogen </td><td></td></tr><tr><td> Tanque de transferência </td><td> Invitrogen </td><td></td></tr><tr><td> Blocos de calor (2) </td><td> Eppendorf </td><td></td></tr><tr><td> Fósforo da tela </td><td> GE </td><td> X-ray filme pode ser substituído </td></tr><tr><td> Phosphor imager </td><td> GE </td><td></td></tr><tr><td> Cassete exposição </td><td> GE </td><td></td></tr><tr><td> Centrifugador </td><td> Eppendorf </td><td></td></tr><tr><td> Perspex blindagem </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Tubos de 1,5 ml </td><td> VWR </td><td> Tampa de rosca com anel </td></tr></tbody></table> Tabela 2. Equipamento

doseamento do atividade da quinase de lrrk2 in vitro</em

Assaying the Kinase Activity of LRRK2 in vitro

Leucina Quinase Repita Rico 2 (LRRK2) é um aminoácido 2527 membro da família ROCO de proteínas, possuindo um complexo, a estrutura de vários domínios, incluindo um domínio GTPase (denominado ROC, por Ras Complexo de proteínas) e um domínio quinase 1. A descoberta em 2004 de mutações em LRRK2 que causam a doença de Parkinson (DP) resultou em LRRK2 sendo o foco de um grande volume de pesquisas sobre a sua função normal e como a proteína vai mal no estado de doença 2,3. As investigações iniciais sobre a função do LRRK2 focada em suas atividades enzimáticas 4-6. Embora uma imagem clara ainda a emergir de uma alteração consistente nestes devido a mutações, dados de um número de grupos destacou a importância da atividade da quinase de LRRK2 na morte da célula ligada a mutações 7,8. Publicações recentes relataram inibidores visando a atividade da quinase de LRRK2, fornecendo uma ferramenta fundamental experimental 9-11. À luz destes dados,É provável que as propriedades enzimáticas de LRRK2 nos proporcionar uma importante janela para a biologia desta proteína, embora se eles são alvos potenciais para drogas de Parkinson é aberto a debate. Um número de diferentes abordagens têm sido usadas para ensaio da atividade da quinase de LRRK2. Inicialmente, os ensaios foram realizados com proteínas tag epítopo overexpressed em linhagens de células de mamíferos e immunoprecipitated, com os ensaios realizados utilizando essa proteína imobilizada em esferas de agarose 4,5,7. Posteriormente, purificada fragmentos recombinantes de LRRK2 em solução também têm sido utilizados, por exemplo, um fragmento de GST tag purificada a partir de células de inseto contendo resíduos 970-2527 LRRK2 de 12. Recentemente, Daniels et al. Relatado o isolamento de LRRK2 comprimento total em solução de células embrionárias do rim, porém esta proteína não é amplamente disponível 13. Em contraste, a fusão GST truncado forma de LRRK2 é comercialmente available (a partir de Invitrogen, ver Tabela 1 para detalhes), e fornece uma ferramenta conveniente para demonstrar um ensaio para LRRK2 atividade da quinase. Várias saídas diferentes para LRRK2 atividade da quinase têm sido relatados. Autofosforilação de LRRK2 em si, a fosforilação da proteína básica da mielina (MBP) como substrato genérico quinase e fosforilação de um substrato artificial - LRRKtide apelidado, com base na fosforilação da treonina 558 em Moesin - foram todos utilizados, assim como uma série de supostas substratos fisiológicos incluindo α-sinucleína, Moesin e 4-EBP 14-17. O status destas proteínas como substratos para LRRK2 ainda não está claro, e como tal o protocolo descrito a seguir incidirá sobre o uso do MBP como substrato genérico, destacando a utilidade deste sistema para ensaio de atividade quinase LRRK2 dirigido contra uma ampla gama de substratos em potencial.

Leucina Quinase Repita Rico 2 é uma quinase de vários domínios de grande porte, mutações em que são a causa genética mais comum da doença de Parkinson. Análise da atividade da proteína quinase tem provado ser uma ferramenta crucial na compreensão da biologia e disfunção desta proteína. Neste artigo,<em&gt; In vitro</em&gt; Assaying da atividade da quinase de LRRK2 e uma seleção de seus mutantes é descrito, fornecendo um sistema experimental para analisar a fosforilação de substratos putativa e disfunção potencial de LRRK2 na doença.

Doseamento do atividade da quinase de LRRK2 In vitro</em

A quinase 2 com repetições ricas em leucina (LRRK2) é um membro de 2527 aminoácidos da família de proteínas ROCO, possuindo uma estrutura multidomínio complexa que inclui um...

O objetivo geral deste procedimento é avaliar a atividade quinase da quinase dois rica em repetições de leucina. Isso é realizado primeiramente preparando uma mistura de ensaio de quinase com LA dois recombinante e um substrato de proteína básica da mielina. Em seguida, adiciona-se ATP marcado com radiação e a mistura é incubada por uma hora.Em seguida, as proteínas são desnaturadas, separadas em um gel de poliacrilamida e submetidas a um western blot. Por fim, a membrana é exposta a um detector de fosfato e a atividade é medida. Em última análise, podem ser obtidos resultados que demonstram que LA dois está ativa e como mutações alteram sua atividade por meio de autofosforilação e fosforilação de MBP.A demonstração visual deste método é essencial, pois as etapas com radioatividade são difíceis de aprender devido às precauções de segurança que precisam ser tomadas. Antes de iniciar este procedimento, consulte o protocolo escrito sobre o uso e descarte adequados de isótopos radioativos para prevenir a disseminação de radioatividade. Prepare todas as misturas de reação em tubos de amostra de 1,5 mililitro com tampas rosqueáveis contendo uma junta de vedação (O-ring).Inicie o ensaio descongelando primeiro a proteína selvagem LA dois, bem como suas variantes, no gelo. Em seguida, misture os seguintes ingredientes no gelo: 10 nanomolares de quinase, 0,5 microgramas por mililitro de proteína básica da mielina, 0,5 microlitros de tampão de quinase 10 vezes concentrado e água suficiente para completar o volume até 50 microlitros.Após preparar a área de trabalho e o pessoal para manipulação de radioatividade, ajuste os blocos de aquecimento para 30 graus Celsius e 100 graus Celsius, respectivamente. Remova o 32 PATP do congelador a menos 20 graus Celsius. Verifique a superfície externa do recipiente antes do uso e manipule-o atrás de uma tela de perspex.Usando o contador Geiger, avalie a radioatividade do 32 PATP em cada reação em gelo. Adicione um microlitro de 32 PATP e dez micromolares de TP frio. Use um pipetador para misturar bem.Em seguida, faça uma centrifugação rápida das reações para trazer o líquido até o fundo do tubo, reduzindo assim o risco de contaminação. Depois, retire uma alíquota de 15 microlitros como ponto de tempo zero e interrompa a reação adicionando cinco microlitros de tampão amostra SDS quatro vezes concentrado. Em seguida, desnature a alíquota a 100 graus Celsius por 10 minutos.Incube a amostra restante a 30 graus Celsius por 60 minutos. Em seguida, retire uma segunda alíquota de 50 microlitros. Adicione tampão de amostra na proporção de quatro vezes e incube a 100 graus Celsius por 10 minutos.Para separar as reações em gel SDS-PAGE, carregue 20 microlitros de cada amostra em um gel de poliacrilamida 10, com poços de 4 a 12%, juntamente com uma fita de padrão de proteína. Execute o gel com tampão de eletroforese MOPS a 160 volts durante 90 minutos ou até que a frente de migração alcance a extremidade do gel.Transfira a proteína para uma membrana de PVDF a 25 volts durante 16 horas, conforme os passos descritos no protocolo escrito. Após a secagem da membrana, coloque-a entre duas folhas de acetato de celulose e exponha-a a uma tela de fósforo ou a um filme de raios X para detectar a exposição da proteína radiomarcada. O tempo pode variar de algumas horas a mais de uma semana, dependendo da atividade específica do radioisótopo utilizado e da cinética enzimática da reação.Se estiver usando uma tela de fosfo, salve a imagem como um arquivo TIFF ou bitmap de alta resolução para o filme. Use um scanner de mesa para escanear primeiro o filme. Utilize o ImageJ para análise de imagem aqui.Resultados do ensaio realizados com a Lark dois do tipo selvagem, bem como com a cinase superativa G2019S e a variante com cinase inativada D1994A, utilizando a proteína básica da mielina como receptor de fosfato. A autofosforilação da Lark dois é visível em torno de 200 quilodaltons, com múltiplas bandas representando a MBP fosforilada visíveis entre 20 e 40 quilodaltons. Observe a ausência de autofosforilação na via D1994A e o aumento da fosforilação devido à mutação G2019S. A fosforilação residual da MBP na via com cinase inativada pode ser devida à ablação incompleta da atividade de cinase da Lark dois pelo mutante D1994A ou pode refletir a presença de traços de cinases contaminantes na reação.Não se esqueça de que trabalhar com radiação pode ser extremamente perigoso e que medidas de proteção, como blindagem, devem sempre ser utilizadas ao realizar um procedimento como este.

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JoVE Journal

Biology

Biologia

Leucina repetição rica quinases 1 e 2 (e LRRK1 LRRK2) são proteínas de vários domínios que codificam tanto GTPase e domínios cinase e que são fosforiladas em células. Aqui, apresentamos um protocolo para rotular LRRK1 e LRRK2 em células com 32 P-ortofosfato, proporcionando assim um meio para medir seus níveis gerais de fosforilação celular.

Metabólica Rotulagem de Leucina rico Repita Kinases 1 e 2 com Radioactive Fosfato

A fosforilação de proteínas é uma característica central de como as células interpretam e respondem às informações em seu meio extracelular. Aqui, apresentamos um protocolo de triagem de alto rendimento usando quinases purificadas de células de mamíferos para identificar rapidamente quinases que fosforilam um (s) substrato (s) de interesse.

Identificação de pares Kinase-substrato utilizando High Throughput Screening

As cinases de proteínas são altamente evoluídas sinalizando enzimas e andaimes que são críticos para a transdução de sinal inter e intracelular. Nós apresentamos um protocolo para medir a atividade de quinase através do uso de adenosina trifosfato radiomarcado ([γ- 32 P] ATP), um método confiável para auxiliar na elucidação da regulação da sinalização celular.

Ensaio da Actividade da Proteína Quinase com ATP Radiomarcado

O presente estudo descreve um método simples de detectar níveis endógenos de fosforilação de Rab10 pela rica em leucina repetição quinase 2.

Deteção de fosforilação Rab10 pela atividade LRRK2 utilizando SDS-PAGE com um Tag de ligação de fosfato

Mutações no rico gene de leucina repetição quinase 2 (LRRK2) causam doença hereditária de Parkinson. Desenvolvemos um método fácil e robusto para avaliar a fosforilação controlada por LRRK2 de Rab10 em neutrófilos de sangue periféricos humanos. Isso pode ajudar a identificar indivíduos com aumento da atividade da via de quinase LRRK2.

Isolamento de neutrófilos de sangue periférico humano para interrogar o Caminho Associado lRRK2 Kinase de Parkinson avaliando rab10 fosforilação

O objetivo do presente protocolo é rotular, enriquecer e identificar substratos de proteína quinase CK2 de uma amostra biológica complexa como um lisado celular ou homogeneizado de tecido. Este método utiliza aspectos únicos da biologia CK2 para essa finalidade.

Identificação de substratos de quinase CK2 novela usando uma abordagem bioquímica versátil

Neste artigo, nós apresentamos um jogo de métodos práticos e viáveis para caracterizar mutantes doença-relacionados de kinases da família do RAF, que incluem o ensaio in vitro da quinase, o ensaio da coativação do RAF, e o ensaio rachado complementar do luciferase.

Caracterizar Mutants relacionados à doença da família da RAF kinases usando um conjunto de métodos práticos e viáveis

Nós caracterizamos uma proteína nova da quinase usando aproximações bioquímicas robustas: análise ocidental do borrão com um anticorpo específico dedicado em linhas e em tecidos diferentes da pilha, interações por experimentos do coimmunoprecipitação, atividade da quinase detectada por ocidental Blot usando um anticorpo fosho-específico e por γ [32P] rotulagem ATP.

Caracterização no nível molecular usando abordagens bioquímicas robustas de uma nova proteína quinase

Um protocolo detalhado para a geração de Microarrays humanos Self-assembled da proteína para a seleção de inibidores da quinase é apresentado.

Triagem de inibidores da quinase em Microarrays de proteínas humanas Automontados

Aqui, apresentamos um protocolo para o uso de substratos exibidos na superfície da levedura para ensaios de modificação enzimática. A plataforma foi demonstrada usando a análise da atividade de desfosforilação da tirosina fosfatase SHP-2 contra um de seus substratos como um ensaio de modificação enzimática representativa.

Modificação enzimática e avaliação por citometria de fluxo de proteínas exibidas na superfície de leveduras

Aprenda a ensaiar a atividade da quinase LRRK2 usando proteína recombinante e ATP radioativo. Este método demonstra autofosforilação e efeitos de mutações na doença de Parkinson.

Doseamento do atividade da quinase de LRRK2 In vitro

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