Name: De gravação simultânea de sinais de cálcio dos neurônios identificados e comportamento alimentar de Drosophila melanogaster /em (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 55 s
Description: Aprenda a registrar sinais de cálcio neuronais simultaneamente com o comportamento alimentar em Drosophila melanogaster. Este método utiliza imagem de cálcio e vídeo para correlacionar ativação neuronal com a resposta de extensão da probóscide.

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Agradeço L Watanabe, M Gorczyca e outros membros do laboratório Yoshihara para comentários úteis e discussão. Agradeço K. Scott e L. Looger para as populações da mosca, S Yokoyama para demonstrar experimentos, Shinya Iguchi para ajuda técnica e Nobuko Yoshihara de informação material. Este trabalho foi financiado pelo Instituto Nacional de Bolsas de Saúde Mental MH85958, e da Fundação Worcester para MY

1. Construção das Moscas <ol><li> Moldar uma plataforma a partir da tampa de 35 mm por prato Falcon derretendo a parede lateral e talha-lo para formar um ângulo apropriado e espessura (Figura 1a; Figura 2). Perfurar um furo na plataforma para aceitar a cabeça mosca (Figura 1a, b), de tal modo que as mandíbulas são livremente exposta ao exterior da câmara (Figura 1a). Cortar a extremidade de uma ponta de Pipetman, com o tamanho correspondente a mosca a ser observado. Cole a ponta para a plataforma, como mostrado na Figura 1a para completar as moscas (Figura 2). </li></ol> 2. Preparando o Fly para a observação <ol><li> Starve uma mosca adulta durante 24 horas a 25 ° C antes da experiência, colocando-o num frasco com apenas uma toalha de papel molhado, se a fome é necessário. </li><li> Anestesiar a mosca, colocando-o em um tubo de plástico 15ml de pé sobre gelo. </li><li> Usando uma pinça, inserir uma mosca para dentro da câmara doVoa, e empurre a mosca até que ela é incapaz de se mover. Em seguida, insere uma ficha para reter a mosca. (Figura 1a, b). </li><li> Selar as partes adjacentes dos probóscide proximais (rostro) até à extremidade interior do orifício; Aplicar uma pequena quantidade de luz de cura cola (Tetric EvoFlow) para os lados e acima do rostro a partir do exterior (setas na Figura 3). Também se aplicam a cola a partir do interior das moscas para o espaço entre a parte dorsal da cabeça ea extremidade interior do orifício (Figura 1b). Para permitir a tribuna para se mover livremente, deve ser tomado cuidado para evitar qualquer cola de tocar no pódio usando uma pestana (ou algo semelhante) para espalhar a cola. Finalmente, curar a cola com o mais fraco de iluminação de luz azul suficiente para curar, para evitar danificar a mosca do calor excessivo. Retire a ficha. </li><li> Um segmento para segurar o rostro parcialmente levantada (seta na Figura 3) pode ser empregue para estabilizar a mosca &#39;a cabeça, evitando colisão da parte da faringe para SOG e para expor a parte ventral do SOG, especialmente para os terminais pré-sinápticos da imagem Gr5a neurônios 8, que são cobertos por parte da faringe quando a tromba é totalmente retraída. </li><li> Encher a superfície da plataforma com um açúcar livre de soro fisiológico (em mM): NaCl, 140; KCl, 2; de MgCl2, 4,5; CaCl2, 1,5; e HEPES-NaOH, 5 com um pH de 7,1 10. Esta solução salina sacarose-livre tem tonicidade semelhantes aos de comumente usados ​​sacarose-salinas contendo tais como HL3.1 11. </li><li> Abra a cápsula cabeça, usando uma lâmina de tungstênio e pinça com pontas afiadas, como tesouras, que é um dispositivo feito sob medida e originalmente concebida pelo Dr. Kageyuki Yamaoka, Japão, cortar a cutícula e traquéia para expor o SOG (Figura 4). A borda ventral da cutícula cabeça foi cortada como ventral possível que o corte de borda dorsal não era tão crítica. Primeiro, faça uma incisão através daborda posterior utilizando uma lâmina de tungsténio. Em seguida, cortam o lado e as bordas anterior utilizando os fórceps afiadas. A peça cutícula corte deve ser levantado com a pinça e removido. Nervos antenas e antenas devem ser cortadas pelas pinças afiadas. </li><li> A fim de evitar artefactos do movimento durante a gravação, o cérebro deve ser estabilizada através da remoção de certas partes da mosca. Em primeiro lugar, remover seletivamente sacos aéreos entre a SOG e cutícula. Cortar o esófago, do lado da faringe e no final de entrar no SOG para remover a ligação entre a faringe e do cérebro. Em seguida, puxe para fora do músculo 16 12 e, finalmente, retirar qualquer traquéia que liga o cérebro ea cutícula. </li><li> Nós estabelecemos nossos moscas em fase de um microscópio Olympus BX51WI ligado a um sistema de microscópio fiação disco confocal (Improvision em PerkinElmer) (Figura 5). Uma lente de imersão em água, por exemplo, 40X/0.8 NA, foi imersa no banho (Figura 6 </strong&gt;). </li></ol> 3. Ca 2 + Imagem do Cérebro <ol><li> Ca 2 + imagens usando GCaMP3.0 1, 9 foi realizada através do método estabelecido por Marella et al. 8 (Figura 6). Usando um microscópio confocal disco giratório (Improvision), tomar uma única seção óptica a 4 Hz com tempo de exposição de 122ms usando laser de 491nm de excitação, com foco na região de interesse (um corpo celular de um neurônio motor, ou um interneurônio, ou terminais pré-sinápticos gustativas de neurônios sensoriais) com software Velocity, ver. 4,3 (Improvision). </li></ol> 4. Estimular os Proboscis <ol><li> Aspirar a solução de sacarose 100 mM aquosa para uma agulha hipodérmica com um pavio pequeno (feito a partir de papel Washi japonês, ver Tabela dos reagentes específicos) saliente a partir da ponta (Figura 7). </li><li> Descarregar uma pequena gota de solução de sacarose para o pavio, em seguida, aspirar que, imediatamente antes da suae aplicando o pavio papel encharcado Washi para a ponta dos probóscide. O pavio papel Washi deve ser aplicado apenas por um instante para evitar a saciedade (Figura 8). Monitorar a resposta extensão da probóscide (PER) comportamento utilizando uma câmara CCD acoplada a um microscópio de dissecção (Figura 5) simultaneamente com Ca 2 + imagem. Os dados devem ser tomadas dentro de uma hora após o início da dissecção, porque a resposta PER não é mantida mais de uma hora sob estas condições. </li></ol> 5. Os resultados representativos Neurónios motores do transferidor rostro, um par de músculos principais responsáveis ​​para a elevação da rostro para a extensão probóscide, têm sido relatados para mostrar as respostas a estímulos robustos doces 13. Figura 9 mostra Ca 2 + sinais através GCaMP3.0 1, 9 expressa por um Gal motorista 4, E49 13, a partir de um corpo celular do neurônio motor. Como mostrado no vídeo, um Robur PER foi observada em sincronia com um aumento no sinal de Ca 2 +. <img alt="A Figura 1" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig1.jpg" /> Figura 1. Esquemática do cérebro da mosca ao vivo Imagem e Estágio Eletrofisiologia (moscas). um, as moscas é construído de tal modo que o ângulo da parede permite que a cabeça da mosca a sair recta. Três segmentos da probóscide da mosca são codificados por cores, a tribuna é magenta. A mosca é inserido para dentro da câmara com uma pinça, e uma peça cortada a partir da extremidade de uma ponta de Pipetman está conectado à parte de trás da câmara para bloquear a mosca de escapar. B, O orifício é perfurado para se conformar à cabeça da mosca. As lacunas restantes são selados com fotopolimerizável cola tal como indicado para assegurar que não existem fugas. Depois de a cola ter curado, a ponta Pipetman como uma ficha é removida. É vertida em solução salina das moscas tais que a superfície do cérebro está completamente coberta. Deve ser assegurado que não há vazamento salinação para fora na extremidade anterior da cabeça da mosca. A área sombreada rodeado pela linha tracejada na painel b mostra a peça a ser dissecados. <img alt="A Figura 2" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig2.jpg" /> Figura 2. Fotografia das moscas. A parede em forma de crescente de cola (a partir de uma pistola de cola) é feito para controlar o fluxo de solução salina durante a perfusão, e para reduzir a quantidade de solução salina usada. <img alt="A Figura 3" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig3.jpg" /> Figura 3. Vista frontal de uma mosca montado em as moscas. Esta imagem mostra como uma mosca é definida nas moscas, e como a cola fotopolimerizável é aplicado em torno da cabeça da mosca (setas) para criar um selo de solução salina prova. Se todas as fugas salino, através das probóscide da mosca, em seguida, o experimento vai falhar. A rosca (pontas de seta) amarrado ao estágio é segurar os probóscide em posição, de modo que não é completamente afastadores<html> Ted. Caso contrário, ele iria obstruir a porção mais ventral do SOG e causar artefatos de movimento. <img alt="A Figura 4" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig4.jpg" /> Figura 4. Top-view das moscas com uma mosca dissecados. Esta imagem mostra o SOG exposta de uma remoção cutícula mosca seguinte. O esófago, Músculo 16 e traqueias ligado ao cérebro, bem como seleccionados do ar de sacos também têm sido removido para impedi-los de perturbar o cérebro, o que pode levar a artefactos nos sinais de cálcio. <img alt="A Figura 5" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig5.jpg" /> Figura 5. O aparelho de monitorização. Este aparelho é montado a partir de um microscópio Olympus BX51WI ligado a um sistema de microscópio fiação disco confocal (Improvision), e um lado montado Nikon microscópio SMZ800. Esta configuração permite a criação de imagens ao vivo da atividade cerebral durante PER comportamento. 6 &quot;src =&quot; files/ftp_upload/3625/3625fig6.jpg / &quot;/&gt; Figura 6. Fotografias que mostram a vista lateral das moscas. A camada fina de solução salina é ensanduichada entre a lente da imersão em água 40X ea mosca. <img alt="A Figura 7" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig7.jpg" /> Figura 7. Esquema para fazer o pavio papel Washi. Gampi-Washi papel é um pergaminho japonês tradicional que é extremamente fina e lisa (Haibara, Japão). Também é muito forte e podem reter uma grande quantidade de líquido. O papel Washi deve ser cortado em um trapézio com dimensões muito específicas; 0,3 mm e 0,7 mm de largura, e 4-5 mm de comprimento (a). Este trapezoidal é então inserido a partir do lado 0,7 mm para dentro da ponta de uma agulha hipodérmica 23 G e também pode ser estabilizado através da inserção de um pino de insectos, que é dobrada para uma forma em V (b). C, O papel torna-se Washi Após a exposição transparentea um líquido, tornando-o ideal para esta experiência. <img alt="A Figura 8" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig8.jpg" /> Figura 8. A estimulação dos probóscide sobre as moscas com o Washi pavio. A mecha de papel Washi na ponta de uma agulha hipodérmica é aplicada por um instante utilizando um manipulador Joystick com uma mão. A agulha é ligado através de um tubo flexível a um injector manipulado com a outra mão, para aspiração e de descarga solução de sacarose. <img alt="A Figura 9" src="/files/ftp_upload/3625/3625fig9.jpg" /> Figura 9. Resultados representativos. um, PER comportamento gravado através da câmara CCD instalado no estereomicroscópio. Vistas frontais de uma mosca starved com um probóscide estendidos (setas) antes da estimulação, no estimulação, e depois da estimulação com um feixe contendo 100 mM de solução aquosa de sacarose (ponta de seta). Iluminação é realizado por um laser nm 491 usadopara GCaMP fluorescência. b, Sacarose induzida GCaMP resposta 3,0 no neurônio motor para o transferidor de músculo tribuna no estado faminto. O painel de topo, antes da estimulação, o painel de fundo, imediatamente após a estimulação. Barra de escala, 10 mM. C, a quantificação da sacarose resposta induzida por 3,0 GCaMP. O neurónio motor responde a um estímulo de sacarose por um aumento acentuado na fluorescência seguido por uma fase de recuperação de vários segundos para a linha de base.

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</ol>

<p class="jove_content"&gt; Não tenho nada para revelar.</p

As Moscas permite a gravação simultânea de sinais de Ca 2 + e comportamentos PER. Mesmo com o cérebro exposto a um comportamento de solução salina normal PER foi observado. Usando o pavio Gampi-Washi em vez de um pavio Kimwipe utilizado no method7 inicial capilar facilita um comportamento altamente reprodutível e estável PER e evita a necessidade de se tornar hábil na tomada e escolhendo um pavio Kimwipe boa. As pontas experimentais acima referido nos permitiu com sucesso evitar perturbações pelo movimento das probóscide, levando a uma gravação muito estável de Ca 2 + sinais com baixo ruído. Ocasionalmente, a remoção de tecido não foi suficiente para expor as células ou suprimir o movimento de forma adequada, levando a resultados pobres. No entanto, uma vez que foram qualificados, mais do que 80% das preparações produziram bons resultados. Esta metodologia é não só para Ca 2 + de imagem, mas também pode ser adaptado a qualquer imagens ao vivo, enquanto observa PER comportamento. Por exemplo, podemos acessar qualquer célula através dauso de um eletrodo para gravar diretamente atividade. Combinado com dois microscópios de fóton de excitação, somos capazes de realizar imagem lapso de tempo da estrutura sináptica, que pode estar relacionado a mudanças comportamentais. Portanto, este método de imagiologia cerebral com observações comportamentais não só é valiosa para a dissecção funcional da rede neuronal, mas poderia ser utilizado como uma ferramenta poderosa para correlacionar 14 plasticidade sináptica para os mecanismos atrás memória.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do Equipamento / Reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Tetric EvoFlow </td><td> Ivoclar Vivadent </td><td> M04115 </td><td> Fotopolimerizável cola </td></tr><tr><td> Microscópio BX51WI </td><td> Olimpo </td><td> BX51WI </td><td> Com 40X (NA 0,8) lente objetiva de imersão em água </td></tr><tr><td> Spinning disco do sistema microscópio confocal </td><td> Improvision em PerkinElmer </td><td></td><td> Com 491 nm do laser </td></tr><tr><td> Estereomicroscópio </td><td> Nikon </td><td> SMZ-800 </td><td> Ligado a um braço oscilante. Visão estéreo ainda está disponível com gravação de vídeo </td></tr><tr><td> Gampi-Washi papel </td><td> Haibara, Japão </td><td></td><td> Um tipo especial de papel tradicional japonesa </td></tr><tr><td> CCD da câmera </td><td> Fonte imagem </td><td> DFK41AU02 </td><td> 1/2 &quot;1080 × 960 pixels SONY CCD </td></tr><tr><td> Manipulador Joystick </td><td> Narishige </td><td> MN-151 </td><td></td></tr><tr><td> Injetor </td><td> Narishige </td><td> IM-5B </td><td></td></tr></tbody></table>

de gravação simultânea de sinais de cálcio dos neurônios identificados e comportamento alimentar de drosophila melanogaster</em

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

Para estudar as redes neuronais em termos de sua função no comportamento, devemos analisar como os neurônios funcionam quando cada padrão comportamental é gerado. Assim, as gravações simultâneas de atividade neuronal e comportamento são essenciais para correlacionar a atividade do cérebro ao comportamento. Para tais análises comportamentais, a mosca da fruta, Drosophila melanogaster, nos permite incorporar indicadores de cálcio geneticamente codificados como GCaMP 1, para monitorar a atividade neuronal, e usar sofisticadas manipulações genéticas para as técnicas optogenetic ou termogênico especificamente para ativar neurônios identificados 2-5. O uso de uma técnica termogênico levou-nos a encontrar os neurônios críticos para o comportamento de alimentação (Flood et al., Em revisão). Como parte principal do comportamento alimentar, um adulto de Drosophila estende sua tromba para alimentar 6 (probóscide resposta extensão; PER), em resposta a um estímulo doce a partir de células sensoriais na sua tromba ou tarsos. Combining o protocolo para PER 7 com uma imagem técnica de cálcio 8 usando GCaMP3.0 1, 9, tenho estabelecido um sistema experimental, onde podemos monitorar a atividade dos neurônios no centro de alimentação - o gânglio suboesophageal (SOG), simultaneamente com a observação comportamental dos tromba. Eu projetei um aparelho (&quot;Fly cérebro vivo Imaging and Stage Eletrofisiologia&quot;: as &quot;moscas&quot;) para acomodar um adulto Drosophila, permitindo sua tromba para mover-se livremente, enquanto seu cérebro está exposto ao banho de Ca 2 + imagem através de uma lente de imersão em água . As Moscas também é apropriado para muitos tipos de experiências ao vivo no cérebro da mosca, como a gravação eletrofisiológico ou imagem em tempo lapso de morfologia sináptica. Porque os resultados de imagem ao vivo pode ser diretamente correlacionada com o comportamento simultâneo PER, esta metodologia pode proporcionar um excelente sistema experimental para estudar o processamento de informações de redes neuronais, e como este cactividade ellular é acoplado a processos de plástico e de memória.

A mosca da fruta,<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;, Estende sua tromba para alimentar, respondendo a um estímulo de açúcar a partir de sua tromba ou tarso. Eu combinei observações da resposta extensão da probóscide (PER), com uma técnica de imageamento de cálcio, o que nos permite monitorar a atividade dos neurônios no cérebro, simultaneamente com a observação comportamental.

De gravação simultânea de sinais de cálcio dos neurônios identificados e comportamento alimentar de Drosophila melanogaster</em

Para estudar as redes neuronais em termos da sua função no comportamento, devemos analisar como os neurónios operam quando cada padrão comportamental é gerado. Assim, ...

O objetivo geral deste procedimento é monitorar a atividade neuronal por meio de imagem de cálcio simultaneamente à observação do comportamento alimentar. Isso é realizado primeiramente inserindo uma mosca no aparelho para moscas. Em seguida, a cabeça da mosca é dissecada para expor o cérebro.O aparelho com a mosca dissecada é então posicionado sobre a platina do microscópio. O passo final do procedimento é a estimulação do pro Bois com um pavio de açúcar. Por fim, podem-se obter resultados que demonstram a ativação de um neurônio identificado por meio de imagem de cálcio, correlacionada à protrusão do Probus por meio de gravação em vídeo do comportamento.Tive pela primeira vez a ideia deste método quando pensei nos olhos de cervejas batentes que nadam na superfície da água. Nós, cervejas, temos olhos divididos e conseguimos enxergar tanto acima quanto abaixo da superfície da água. Um ponto delicado do meu experimento é que o cérebro e as UCIs estão próximos um do outro, mas se forem separados de maneira adequada, como os olhos de nós, cervejas, podemos manter as UCIs secas enquanto o cérebro é exposto no satélite.Fiz uma divisão muito simples logo acima das UCAs para separar a face seca do local da largura, moldando uma plataforma a partir da tampa de uma placa Falcon de 35 milímetros, derretendo a parede lateral e esculpindo-a para formar um ângulo e espessura apropriados. Faça um furo na plataforma para acomodar a cabeça da mosca, de modo que as peças bucais fiquem livremente expostas ao exterior da câmara. Corte a extremidade de uma ponteira de pipeta com largura suficiente para acomodar o corpo da mosca e, em seguida, cole a ponteira à plataforma.Após privar uma mosca adulta por 24 horas a 25 graus Celsius, anestesie a mosca colocando-a em um tubo plástico de 15 mililitros, sobre gelo, utilizando pinças. Insira uma mosca na câmara das moscas e empurre-a suavemente até que não consiga mais se mover.Selar as partes circundantes da probóscide proximal ou rostro à borda interna do orifício, aplicando uma pequena quantidade de cola fotoativada nas laterais e acima do rostro, utilizando um cílio ou ferramenta semelhante para espalhar cuidadosamente a cola. Aplique também a cola do interior das moscas para o espaço entre a parte dorsal da cabeça e a borda interna do orifício. Por fim, polimerize a cola com a iluminação mais fraca de luz azul suficiente para a polimerização, evitando danificar a mosca.Para estabilizar a cabeça da mosca e expor a parte ventral do SOG, prenda um fio para segurar o rostro parcialmente elevado. Com a mosca posicionada, preencha a superfície da plataforma com solução salina sem sacarose. Abra a cápsula cefálica para expor o SOG utilizando uma lâmina de tungstênio e pinças com pontas afiadas, que chamamos de pinças afiadas.Scis zips. Esta é uma demonstração de scis zips, cortando uma fibra de um lenço Kim para comparação. Primeiro, isso é realizado com tesoura de íris no campo visual, e depois diante de uma régua graduada de um milímetro.Primeiro, usando a lâmina de tungstênio, faça uma incisão através da borda posterior. Em seguida, corte as bordas lateral e anterior usando a pinça afiada. Levante o pedaço de cutícula cortado com a pinça e remova-o.Corte as antenas e os nervos das antenas usando a pinça. Em seguida, remova seletivamente as bolsas de ar entre o SOG e o cutículo para estabilizar o cérebro e evitar artefatos de movimento. A seguir, corte o esôfago na extremidade voltada para a faringe e na extremidade que entra no SOG, a fim de remover a conexão entre a faringe e o cérebro.Em seguida, após identificar e puxar o músculo 16, remova qualquer traqueia que conecte o cérebro à cutícula. Coloque as moscas na platina de um microscópio confocal de disco giratório e mude para a objetiva de imersão em água para aquisição de imagens. Em seguida, obtenha uma única seção óptica a quatro hertz, com um tempo de exposição de 122 milissegundos, utilizando um laser de excitação de 491 nanômetros focalizado na região de interesse.Use uma agulha de seringa com uma pequena mecha de papel japonês saliente na ponta para oferecer sacarose à mosca. Libere uma pequena gota de solução de sacarose sobre a mecha, em seguida aspire-a com um injetor conectado à agulha por meio de uma tubulação flexível, utilizando um manipulador com joystick para segurar a agulha.Aplicar o pavio de papel-toalha embebido na ponta das antenas, mas apenas por um instante, para evitar saciação. Monitorar a resposta de extensão do PROBUS ou o comportamento PER utilizando uma câmera CCD acoplada a um microscópio estereoscópico simultaneamente com a imagem de cálcio, e certificar-se de coletar os dados dentro de uma hora após a dissecação.Mostrado aqui está uma resposta típica de protrusão do Bois à estimulação com uma WIC contendo sacarose 100 milimolar. Solução aquosa obtida com um laser de 491 nanômetros para fluorescência de G CAMP. A imagem simultânea de cálcio durante o comportamento de resposta à protrusão, mostrada aqui primeiro antes e depois da estimulação, permite a visualização das respostas induzidas por sacarose ao GAMP 3.0 no neurônio motor do músculo protractor do rostrum.No início da quantificação do estado da resposta GAMP 3.0 induzida por sacarose, observa-se que os neurônios motores respondem a um estímulo de sacarose com um acentuado aumento na fluorescência, seguido por uma fase de restauração de vários segundos até a linha de base. A plataforma permite outros métodos, como eletrofisiologia ou optogenética ou psicogenética, ou ativação química de neurônios ou imagens de lapso de tempo de estruturas marcadas com GFP, a fim de responder perguntas adicionais, como a correlação entre plasticidade sináptica e memória.

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Imagens de cálcio de odor-provocou respostas no Drosophila Lobo antenal

Este vídeo descreve imagens de cálcio in vivo em neurônios de Drosophila usando GCaMP. O clipe de protocolo em destaque mostra como registrar alterações na fluorescência do GCaMP dos neurônios do corpo do cogumelo durante um experimento de condicionamento olfativo.

Drosophila In Vivo Imagem de cálcio: um método para imagem funcional da atividade neuronal

Este vídeo apresenta os conceitos por trás da imagem de cálcio e inclui um protocolo de exemplo para imagem de lapso de tempo de vermes contidos em poços de agarose moldados.

Imagem de cálcio: um método para visualizar a atividade neural em C. elegans vivos

Este vídeo demonstra uma técnica para imagens de cálcio em neurônios individuais de Caenorhabditis elegans em comportamento usando proteínas repórteres fluorescentes geneticamente codificadas. Ele descreve as etapas envolvidas na imagem do movimento do verme e na medição das taxas de fluorescência repórter dos neurônios para correlacionar os níveis de cálcio intracelular com a atividade neuronal e as mudanças comportamentais durante a postura dos ovos.

Imagem de cálcio em neurônios individuais que regulam o comportamento de postura de ovos em Caenorhabditis elegans

Este vídeo demonstra um método para imagens de cálcio in vivo usando sensores de cálcio localizados sinapticamente em moscas. Ele descreve as etapas para preparar as moscas para microscopia, conduzir o condicionamento olfativo e visualizar o influxo de cálcio induzido por odor.

in vivo Imagens de cálcio usando sensores de cálcio localizados sinapticamente em Drosophila melanogaster

Source: Ishimoto, H. et. al., Ex Vivo Calcium Imaging for Visualizing Brain Responses to Endocrine Signaling in Drosophila. J. Vis. Exp. (2018) Este vídeo demonstra imagens de cálcio para estudo Drosophila respostas cerebrais a neuropeptídeos. Os neurônios que expressam um indicador fluorescente de cálcio revelam a dinâmica do cálcio intracelular e as respostas funcionais às moléculas de sinalização.

Imagens de cálcio ex vivo para estudar as respostas cerebrais de Drosophila a neuropeptídeos

Gravações de longo prazo simultâneos extracelulares de duas neuropiles cerebrais diferentes ou dois setores anatômicas diferentes foram estabelecidos em abelhas. Essas gravações permitem a investigação de aspectos temporais de processamento neuronal em diferentes áreas do cérebro, no único neurônio, bem como a nível conjunto em um animal se comportar.

Gravações simultâneas de longo prazo em dois estágios de processamento neuronal em comportar abelhas

As patas dianteiras e a tromba de Drosophila contêm um rico repertório de neurônios sensoriais gustativos. Aqui, apresentamos um método usando imagens de cálcio para medir as respostas fisiológicas de neurônios sensoriais na perna dianteira e na tromba de moscas vivas após a aplicação exógena de um feromônio gustativo.

Medindo respostas fisiológicas de<em&gt; Drosophila</em&gt; Neurônios sensoriais para Lipid feromonas Usando Imagem de cálcio ao vivo

Este protocolo descreve o uso de geneticamente codificado Ca2 + repórteres para alterações de registro da atividade neural em se comportando vermes Caenorhabditis elegans .

Imagem de cálcio Ratiometric de neurônios individuais se comportando Caenorhabditis Elegans

Aqui nós apresentamos um protocolo com que o cálcio pre-e/ou pós-sináptica pode ser visualizado no contexto da aprendizagem e da memória de Drosophila . A imagem latente in vivo do cálcio que usa sensores synaptically localizados do cálcio é combinada com um paradigma olfactory clássico do condicionamento tal que a plasticidade sináptica subjacente este tipo de aprendizagem associativa possa ser determinada.

In vivo Optical cálcio Imaging de aprendizagem induzida por plasticidade sináptica em Drosophila melanogaster

Aqui, apresentamos um protocolo para imagens ex vivo de cálcio em Drosophila adulta que expressam GCaMP6 para monitorar atividades epileptiformes. O protocolo fornece uma ferramenta valiosa para investigar eventos ictais em adultos com Drosophila através de imagens ex vivo de cálcio, permitindo a exploração dos potenciais mecanismos de epilepsia em nível celular.

Ex Vivo Imagem de cálcio para Drosophila Modelo de Epilepsia

Aprenda a registrar sinais de cálcio neuronais simultaneamente com o comportamento alimentar em Drosophila melanogaster. Este método utiliza imagem de cálcio e vídeo para correlacionar ativação neuronal com a resposta de extensão da probóscide.

De gravação simultânea de sinais de cálcio dos neurônios identificados e comportamento alimentar de Drosophila melanogaster

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