Name: Medida da Pressão Intracraniana peridural em ratos, utilizando um transdutor de pressão de fibra óptica (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-25T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 4 s
Description: Aprenda a medir a pressão intracraniana peridural em ratos utilizando um transdutor de fibra óptica minimamente invasivo. Esta técnica preserva as meninges e permite obter traços fisiológicos precisos do ICP.

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Este projecto foi financiado pelo National Stroke Foundation, Medical Research Institute Hunter (HMRI) e Nacional de Saúde e Conselho de Pesquisa Médica (MRC &amp; NH), na Austrália. Agradecimentos especiais à Faculdade de pessoal das oficinas Saúde da Universidade de Newcastle por sua experiência técnica.

1. Penetração Crânio <ol><li> Anestesiar rato com (indução de 5%, a manutenção 1,5-2%) de isoflurano em 70% de N 2 e 30% de O 2. Após a indução da anestesia, coloque o rato propenso em uma placa de aquecimento, posicionando o nariz do rato em um cone de nariz anestésico. </li><li> Embora mantendo a anestesia, proteger a cabeça em um quadro estereotáxico, inserir os auriculares, bares até a cabeça está estabilizado. Certifique-se a respiração não é prejudicada. (Figura 2-A). </li><li> Injectar por via subcutânea com couro cabeludo duradoura anestesia local, Bupivacaína 0,3 ml a 0,5% (Pfizer, Austrália) antes de fazer uma incisão na pele 1,5 centímetros da cabeça na linha média. (Instrumentos estéreis e luvas devem ser usadas.) </li><li> Blunt dissecar o tecido mole e músculos que rodeiam a localizar claramente Lambda e Bregma. Retrair a pele e tecido conjuntivo. </li><li> Stem qualquer hemorragia, aplicando pressão para o crânio exposta. Sangramento excessivo do crânio pode ser cauterizado. </li><li> Usando um dri dentalll com ponta de 1 mm burr, burr um orifício de 2 mm de largura no osso parietal direito. Burr o orifício 2 mm lateral e 2 mm posterior a partir de Bregma para evitar o seio sagital superior e assegurar o posicionamento do sensor de ICP é sobre o território isquémico, para estudos de acidente vascular cerebral. Localizações alternativas seria igualmente adequado para outras aplicações. Burr o buraco até uma profundidade onde o crânio acima da dura-máter torna-se transparente. (Figura 2-B). </li><li> Substituir a rebarba com um 0,5 milímetros ponta da rebarba para remover o crânio na base do furo. </li><li> Quando o crânio começa a rachar, use 45 ° fórceps para remover todo o crânio remanescente, assegurando a base do orifício é limpa de detritos. (Figura 3). </li></ol> 2. Modificação parafuso e Inserção <ol><li> Faça um furo de 0,7 milímetros por meio de um parafuso de cabeça hexagonal usando um torno e 0,7 broca mm. </li><li> Insira o parafuso de monitoramento dentro do buraco, transformando-a cerca de 1,5 voltas (usar a quantidade mínima detorna necessária para garantir parafuso no crânio de modo a não danificar o tecido subjacente). (Figura 2-C e Figura 4). </li><li> Burr um segundo furo para um parafuso de ancoragem no osso parietal esquerdo, 2 mm lateral e 2 mm posterior a partir de bregma. Este furo não requer a penetração completa do crânio, de modo a 1 milímetro ponta da rebarba é usado para diluir o crânio para a inserção do parafuso. </li><li> Inserir uma 2 x 4 parafuso de cabeça hexagonal mm no segundo furo. Este parafuso ajuda a ancorar o cimento dental e, portanto, o parafuso de monitorização para o crânio. </li><li> Usar uma pipeta de transferência para misturar e aplicar monómero cimento dental e polímero à base da cabeça dos parafusos. </li><li> Permitir cimento dental para secar durante pelo menos 10 minutos. </li></ol> 3. Inclusão do transdutor de pressão intracraniana <ol><li> Usando fluido correcção branco, marcar a fibra óptica sensor de 4 mm a partir da ponta. </li><li> Encher o furo do parafuso de monitorização com solução salina estéril (0,9%) e assegurar que nãobolhas de ar estão presentes dentro do parafuso. </li><li> Inserir o ICP sonda 4 mm no parafuso de modo que a ponta da sonda está nivelada com a extremidade do parafuso. Assegurar a ponta não perfurar a dura-máter. </li><li> Ajustar a ponta da sonda dentro do parafuso até um traço ICP reflectindo ventilação e as ondas de sangue de impulsos de pressão podem ser observadas. (Figura 5). </li></ol> 4. Formando um selo hermético <ol><li> Uma vedação hermética é imperativo uma leitura ICP preciso. Misturar um monómero material viscoso biocompatível calafetagem e polímero na proporção de 1:1. Porque o sensor de pressão está na ponta da sonda, e este está dentro do parafuso para fora oco, a aplicação do material de calafetagem para o eixo da sonda de fibra óptica tem nenhum efeito sobre a sensibilidade à pressão do sensor. </li><li> Aplicar uma camada fina em torno da sonda e da cabeça do parafuso de monitorização. Evite deslocar a sonda ICP. </li><li> Permitir a ser definido para 5 minutos. </li><li> Aplique um leigo segundaer de material de calafetagem em torno do parafuso de monitoramento inteiro e sonda. Certifique-se que o líquido não está vazando de fendas do material de calafetagem. (Figura 2-D). </li><li> Remover orelha-bares. </li><li> O rato pode permanecer na posição prona, ou ser cuidadosamente girado para a posição supina durante monitorização da PIC. </li><li> Um diagrama esquemático do processo completo é representado na (Figura 6). </li></ol> 5. Remoção do transdutor de pressão intracraniana e da Reinserção <ol><li> No controlo conclusão ICP, o sensor de ICP pode ser removido, puxando o cateter a partir do material de rosca e de calafetagem. </li><li> O sensor SAMBA deve ser imediatamente lugar em solução a 1% TERG-A-Zyme para prevenir a corrosão de ponta. </li><li> O furo remanescente no material de calafetagem deve ser coberta com uma camada adicional de material de calafetagem. (Rato pode ser acordado nesta fase). </li><li> Para reinserir o cateter SAMBA para monitoramento adicional, a fatiao material de calafetagem ao nível da cabeça do parafuso. </li><li> Repita os passos 3.2 - 5.3. </li></ol> 6. Os resultados representativos A Figura 5 é uma representação de leituras ICP ao longo de dez segundos. No início do estudo, o ICP em média um rato Wistar é de 6 mmHg. Os acontecimentos de periodicidade mais curta representado na Figura 5 reflexão das ondas de pressão de pulso de sangue. Os eventos de maior periodicidade mostrar os eventos de ventilação. Note-se que o sensor de SAMBA reflecte uma amplitude de ventilação de mmHg 3-4 e amplitude de pulso de 1-2 mmHg. Para validar a posição do sensor SAMBA em cada experimento, os traços do ICP deve ser testado para a adequação às compressões abdominais e eventos respiratórios, tais como períodos de apnéia. Uma compressão abdominal é mostrada na Figura 7. Períodos de apneia (ilustrada na Figura 8) são observados na maioria dos experimentos INVO<html> lving respiração espontânea animais. Estes eventos são identificados em registros fisiológicos por uma ausência de desvios respiratórios sobre respiratória (diafragma do transdutor) e traços de pressão arterial. Uma alteração equivalente no rastreamento ICP valida o posicionamento da sonda ICP. A Figura 9 representa um traço típico ICP após a remoção das barras de orelha-(passo 4.6). A inserção da espiga de barras no passo 1.2 resulta em uma ligeira compressão do crânio e conseqüente interrupção no volume intracraniano e, consequentemente, um aumento da PIC. Se o sensor está posicionado correctamente, o ICP irá cair, pelo menos, 4-5 mmHg, com a remoção dos orelha-bares. A análise histológica podem ser utilizados para verificar se há qualquer dano para a área cortical imediatamente sob o sensor de pressão e parafuso. Um exemplo de uma inserção do parafuso traumática e não traumática está representado na Figura 4. _upload/3689/3689fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1. Cheio de líquido Traces Vs SAMBA ICP. ICP foi gravado simultaneamente através do cateter de fibra óptica SAMBA (em cima) e um cateter cheio de líquido (parte inferior). Os valores médios do ICP foram semelhantes em ambos os traços, no entanto o sinal de cateter cheio de líquido, nomeadamente, foi embebido em comparação com a clara e respiratória de pressão arterial formas de onda observada com o cateter de fibra óptica. <img alt="A Figura 2" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig2.jpg" /> Figura 2. Pressão intracraniana procedimento de inserção do cateter. Cabeça do rato foi fixado em uma moldura estereotáxica com orelha-bares e um cone de nariz anestésico [A]. Um buraco, cerca de 2 mm de diâmetro, foi perfurado no osso parietal direito [B]. Um parafuso de 2 x 4 mm com um furo 0,7 mm no eixo foi inserido [C]. Um parafuso de ancoragem foi inserido no osso parietal esquerdo e do crânio e local cirúrgico coberto de cimento dental. O ICP catheter (seta preta) foi então inserido no furo de parafuso e uma vedação hermética feito com o material de calafetagem (seta branca) [D]. Grampo (por escala) = 12 mm x 5 mm. <img alt="A Figura 3" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig3.jpg" /> Figura 3. Monitoramento Parafuso Orientação Buraco Burr. O crânio foi limpo de tecido conectivo para localizar Lambda (asterisco preto) e Bregma (asterisco branco) e do orifício 2 milímetros lateral e 2 milímetros posterior a partir de bregma. O buraco foi inocentado de detritos deixando a dura-máter e vasos Pial (seta preta) intactas. Grampo (por escala) = 12 mm x 5 mm. <img alt="A Figura 4" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig4.jpg" /> Figura 4. Histologia do cérebro de um rato 24 horas após a instrumentação do ICP Parafuso de Acompanhamento. Haemotoxylin e Eosina, 6 mM cortes coronais. Esquerda: não-traumática inserção do parafuso. Direita: a inserção do parafuso traumática,área de palidez descreve o tecido danificado com morfologia celular semelhante à área danificada acidente vascular cerebral (seta). Insere no objetivo de 4x. <img alt="A Figura 5" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig5.jpg" /> Figura 5. Típicas ICP rastreamento. Ondas de pressão de pulso são representadas por eventos de menor amplitude (*). Ventilação é refletida por eventos de maior periodicidade (#). <img alt="A Figura 6" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig6.jpg" /> Figura 6. ICP Probe esquemática de Inclusão. Diagrama ilustra a colocação do parafuso de apoio (à direita) e calafetagem material revestido ICP sonda em parafuso (esquerda). <img alt="A Figura 7" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig7.jpg" /> Figura 7. Compressão abdominal. O abdómen foi temporariamente comprimido (~ 1 seg) para validar a viabilidade do sinal de ICP. Compactação resulta em redução do retorno venoso cerebral,aumento do volume intracraniano e, assim, elevar a PIC. A pressão arterial (Pa) caiu apenas após o surgimento ICP inicial. <img alt="A Figura 8" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig8.jpg" /> Figura 8. Período de Apneia. A cessação temporária da respiração é refletida no rastreamento transdutor de diafragma, a pressão arterial (Pa) traço eo traço ICP. <img alt="A Figura 9" src="/files/ftp_upload/3689/3689fig9.jpg" /> Figura 9. Ear Bar-Remoção. ICP deve cair com a retirada dos quadros estereotáxicas orelha-bares.

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<li>Leonardi, A. D., Bir, C. A., Ritzel, D. V., VandeVord, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+pressure+increases+during+exposure+to+a+shock+wave%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Intracranial pressure increases during exposure to a shock wave.</a> J. Neurotrauma. 28, 85-94 (2011).</li>
</ol>

Não temos nada a divulgar.

O procedimento aqui apresentado permite uma gravação muito sensível e preciso da pressão intracraniana. Esta técnica minimamente invasiva evita trauma cerebral significativa, posicionando o sensor de pressão no espaço epidural e não tecido do cérebro ou ventrículos. As etapas críticas incluem: 1) perfurar o crânio - é preciso ter cuidado para não furar a dura ou danos subjacentes do tecido cerebral; 2) assegurar uma boa vedação com o material de calafetagem - se houver vazamento, o traço ICP...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários </td></tr><tr><td> Monômero Cimento Dental </td><td> Henry Schein </td><td> VX-SC500MLL </td><td></td></tr><tr><td> Dental cimento polímero </td><td> Henry Schein </td><td> VX-SC1000GCL4 </td><td></td></tr><tr><td> Broca de dentista rebarbas tamanho 12 </td><td> Gunz Dental </td><td> EL104S001012/10 </td><td></td></tr><tr><td> Broca de dentista rebarbas tamanho 6 </td><td> Gunz Dental </td><td> EL104S001006/10 </td><td></td></tr><tr><td> Parafuso metálico </td><td> Loja de Ferragens </td><td></td><td> 2 x 4 mm, de cabeça hexagonal. (Laboratório modificados de 0,7 milímetros furo perfurado através do eixo) </td></tr><tr><td> SAMBA Unidade de Controle </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 50433102 </td><td></td></tr><tr><td> SAMBA Sensor </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 50461122 </td><td> 420 LP, fibra nua 15cm, rádio-opaco revestimento </td></tr><tr><td> Silagum AV Mono material de calafetagem </td><td> Gunz Dental </td><td> RG 9152 </td><td> Vinylpolysiloxanes, polissiloxanos de hidrogênio, de enchimento, pigmentos, aditivos, plantinum catalisador </td></tr><tr><td> TERG-A-Zyme </td><td> Alconox, Inc. </td><td> 1304 </td><td> Enzyme-ativo detergente em pó </td></tr></tbody></table>

medida da pressão intracraniana peridural em ratos, utilizando um transdutor de pressão de fibra óptica

Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Aumento da pressão intracraniana (PIC) é um problema significativo em várias formas de lesão isquêmica cerebral, incluindo acidente vascular cerebral lesão cerebral, traumática e parada cardíaca. Esta elevação pode resultar em lesão neurológica adicional, sob a forma de hérnia transtentorial 1,2,3,4, compressão mesencéfalo, déficit neurológico ou aumentada enfarte cerebral 2,4. As terapias atuais são muitas vezes insuficientes para controlar ICP elevado na prática clínica 5,6,7. Assim, há uma necessidade de métodos precisos de medição ICP em modelos animais para promover nossa compreensão dos mecanismos básicos e para desenvolver novos tratamentos para o ICP elevada. Em ambos a definição clínica e experimental ICP não pode ser calculada sem medição direta. Vários métodos de ICP inserção do cateter existem atualmente. Destes o cateter intraventricular tornou-se o clínico &quot;padrão ouro&quot; da ICP medida em humanos 8. Este método involves a remoção parcial do crânio e da instrumentação do cateter através do tecido cerebral. Por conseguinte, os cateteres intraventriculares têm uma taxa de infecção de 6-11% 9. Por esta razão, canulações subdural e epidural tornaram-se os métodos preferidos em modelos animais de lesão isquémica. Várias técnicas de medição do ICP foram adaptados para modelos animais, e destes, cateteres cheias de líquido de telemetria 10 e cateteres de estado sólido são 11,12,13,14,15 mais utilizado. Os sistemas cheios de fluido são propensas a desenvolver bolhas de ar na linha, resultando em leituras falsas ICP. Sondas de estado sólido evitar este problema (Figura 1). Um problema adicional é cateteres de montagem sob o crânio ou nos ventrículos, sem causar qualquer lesão cerebral que pode alterar os resultados experimentais. Portanto, desenvolveram um método que coloca um cateter ICP contíguo com o espaço epidural, mas evita a need para inseri-lo entre o crânio eo cérebro. Um cateter de pressão de fibra óptica (420LP, Sensors SAMBA, Suécia) foi usado para medir o ICP no local epidural, porque a localização do sensor de pressão (na ponta do cateter muito) foi encontrada para produzir um sinal de alta fidelidade ICP neste modelo . Existem outros fabricantes de tecnologias semelhantes de fibra óptica 13 que podem ser utilizados com a nossa metodologia. Alternativos cateteres de estado sólido, que têm o sensor de pressão localizada na parte lateral da ponta do cateter, não seria apropriado para este modelo como o sinal seria humedecido pela presença do parafuso de monitorização. Aqui, apresentamos um método relativamente simples e preciso para medir a ICP. Este método pode ser usado através de uma vasta gama de modelos animais ICP relacionados.

Uma nova técnica para gravar as pressões dentro do crânio é descrito. O método minimamente invasiva utiliza um sistema de pressão de fibra óptica de detecção para medir com precisão a pressão intracraniana (ICP) em ratos anestesiados, sem causar trauma cerebral significativa. A técnica pode ser utilizada em uma ampla variedade de modelos experimentais.

Medida da Pressão Intracraniana peridural em ratos, utilizando um transdutor de pressão de fibra óptica

A pressão intracraniana (PIC) elevada é um problema significativo em diversas formas de lesão cerebral isquêmica, incluindo acidente vascular cerebral, traumatismo cranioencefálico e ...

O objetivo geral deste procedimento é medir de forma simples e precisa a pressão intracraniana em um modelo animal. Neste caso, o rato. Isso é realizado inicialmente realizando, no crânio, dois pequenos orifícios com broca.Em seguida, um parafuso de monitorização da PIC e um parafuso de fixação são inseridos no crânio e são cimentados no lugar. Após a inserção dos parafusos, um transdutor de pressão de fibra óptica é inserido no parafuso de monitorização para medição da PIC no espaço epidural. Na etapa final, é formado um selo hermético ao redor do transdutor de pressão no parafuso de monitorização, a fim de selar a cavidade craniana. Por fim, podem ser obtidos resultados que mostram um traçado fisiológico da pressão intracraniana por meio do uso de um transdutor de pressão de fibra óptica epidural.A demonstração visual deste método é fundamental, pois as etapas principais são difíceis de aprender, já que o cérebro pode ser facilmente danificado durante o procedimento, o que comprometeria os resultados experimentais. A principal vantagem desta técnica em relação aos métodos existentes, como as medições invasivas de PIC interventriculares ou intraparenquimatosas, é que nossa técnica de medição epidural de PIC evita danos ao cérebro mantendo as meninges intactas. Após confirmar a anestesia total por meio de um aperto no pé, posicione a rata em decúbito ventral sobre uma placa aquecida e coloque o focinho do animal em um cone anestésico, raspe o couro cabeludo e, em seguida, lave e desinfete com clorexidina, infiltre a pele no local da incisão com anestésico local de ação prolongada, mantendo a anestesia. Fixe a cabeça em um estereotáxico e insira as barras auriculares até que a cabeça esteja estabilizada. Certifique-se de que a respiração não esteja comprometida. Uma vez que o animal esteja posicionado, faça uma incisão mediana de 1,5 centímetro na pele da cabeça.Em seguida, dissecar com técnica cega o tecido mole e os músculos circundantes para localizar claramente o lambda e o bgma. Retrair a pele e o tecido conjuntivo, estancando qualquer sangramento mediante aplicação de pressão sobre o crânio exposto com compressas de gaze estéril. Utilizando uma broca dentária com ponteira de um milímetro, fazer um orifício de dois milímetros de diâmetro no osso parietal direito para estudos de acidente vascular cerebral.Faça um orifício, dois milímetros laterais e dois milímetros posteriores ao bregma, para evitar o seio sagital superior e garantir que o sensor de PIC seja posicionado sobre a área isquêmica; alargue o orifício até uma profundidade em que o crânio acima da dura-máter fique translúcido. Em seguida, utilize uma broca de ponta de 0,5 milímetro para remover o crânio na base do orifício quando o osso começar a rachar. Use pinça em ângulo de 45 graus para remover todo o osso remanescente, assegurando que a base do orifício esteja livre de detritos.Para preparar o parafuso de monitoramento, faça um furo de 0,7 milímetro através de um parafuso com cabeça hexagonal usando um torno e uma broca de 0,7 milímetro; insira o parafuso de monitoramento no orifício girando-o aproximadamente 1,5 volta. Tendo cuidado para não danificar nenhum tecido subjacente. Use uma broca de 1 milímetro para alargar um segundo orifício para um parafuso de fixação no osso parietal esquerdo, a dois milímetros de distância na direção lateral e dois milímetros na direção posterior em relação ao bregma, mas sem perfurar completamente o crânio.Insira um parafuso com cabeça hexagonal de dois por quatro milímetros no segundo orifício. Esse parafuso ajuda a fixar o cimento dentário e o parafuso de monitoramento ao crânio. Utilize uma pipeta de transferência para misturar e, em seguida, aplicar o cimento dentário, monômero e polímero na base da cabeça dos parafusos, deixando o cimento secar por pelo menos 10 minutos. Com auxílio de corretivo líquido branco, marque o sensor de fibra óptica a quatro milímetros da ponta, preencha o orifício do parafuso de monitoramento com solução salina estéril e certifique-se de que não haja bolhas de ar presentes dentro do parafuso.Insira o sensor de pressão intracraniana ou PIC quatro milímetros dentro do parafuso, de modo que a ponta do sensor fique alinhada com a extremidade do parafuso. Certifique-se de que a ponta não perfure a dura-máter. Ajuste a ponta do sensor dentro do parafuso até que seja possível observar um traçado de PIC que reflita as ondas de ventilação e pulso da pressão sanguínea.Um selamento hermético é imprescindível para uma leitura precisa da PIC. Para criá-lo, prepare primeiro uma mistura na proporção de um para um do monômero e polímero do material vedante biocompatível e viscoso, aplique uma camada fina do vedante ao redor da sonda e da cabeça do parafuso de monitorização, tomando cuidado para não deslocar a sonda de PIC. Após deixar a primeira camada secar por cinco minutos, aplique uma segunda camada do material vedante ao redor de todo o parafuso de monitorização e da sonda.Certifique-se de que não haja vazamento de líquido por quaisquer frestas no material de vedação. Remova as barras auriculares e permita que o rato permaneça na posição prona. Durante o monitoramento da PIC, ao final do monitoramento da PIC, o sensor de PIC pode ser removido puxando suavemente o cateter do parafuso e do material de vedação; imediatamente coloque o sensor de fibra óptica em solução de 1%zyme para prevenir corrosão na ponta.O orifício remanescente no material de vedação deve ser coberto com uma camada adicional do material de vedação mostrado. Abaixo, tem-se uma representação das leituras de PIC ao longo de 10 segundos na linha de base. A PIC média em um rato Wistar é de seis milímetros de mercúrio.Os eventos de menor amplitude refletem ondas de pulso da pressão arterial, enquanto os eventos de periodicidade mais longa mostram eventos de ventilação para validar a posição do sensor de fibra óptica em cada experimento. As curvas de PIC devem ser testadas quanto à resposta a compressões abdominais. Neste caso, o abdômen foi temporariamente comprimido, o que resultou na redução do retorno venoso cerebral e no aumento do volume intracraniano, e, consequentemente, no aumento da PIC; a pressão arterial somente caiu após o aumento inicial da PIC. Períodos de apneia são observados na maioria dos experimentos que envolvem animais respirando espontaneamente.Esses eventos são identificados em registros fisiológicos mostrados aqui pela ausência de deflexões respiratórias nas curvas de pressão respiratória e arterial. Uma alteração equivalente na curva de PIC valida o posicionamento da sonda de PIC neste local. Uma curva típica de PIC após a remoção das barras auriculares é mostrada; a inserção inicial das barras auriculares resulta em uma leve compressão do crânio e consequente perturbação do volume intracraniano, e, portanto, em um aumento do PIC.Se o sensor estiver posicionado corretamente, a PIC diminuirá pelo menos quatro a cinco milímetros de mercúrio com a remoção das hastes auriculares, uma vez dominada a técnica. Este procedimento pode ser realizado em aproximadamente 30 minutos, se executado corretamente. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como medir correta e precisamente a pressão intracraniana utilizando uma técnica minimamente invasiva.A parte mais difícil dessa técnica envolve a inserção dos parafusos aqui. É necessário ter cuidado ao perfurar o crânio para evitar danos às meninges e ao cérebro subjacentes.

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Research

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Medicine

Medicina

Este vídeo demonstra o isolamento e a estimulação do nervo cavernoso em um rato anestesiado para estudar as mudanças da pressão arterial no corpo cavernoso.

Realização de estimulação do nervo cavernoso em ratos para medir a pressão intracavernosa

Fonte: Lani-Louzada, R., et al., Cauterização de círculo completo do plexo vascular límbico para glaucoma induzido cirurgicamente em roedores. J. Vis. Exp. (2022)Este vídeo demonstra a indução e monitoramento da pressão intraocular (PIO) elevada em um modelo de rato. O processo envolve a cauterização dos vasos sanguíneos límbicos, resultando em oclusão do vaso e PIO elevada. O rato é então autorizado a se recuperar e a PIO é monitorada regularmente nos olhos experimental e de controle para...

 Indução de Pressão Intraocular Elevada em Modelo de Rato

Gravação de pressão Intracavernosal (ICP) é um método importante para avaliar a função erétil de animais experimentais. Aqui, um protocolo detalhado é demonstrado para o procedimento de gravação do ICP catheterizing o pênis crura e então eletricamente estimulando os nervos cavernosos em ratos.

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Este estudo descreve um procedimento cirúrgico simplificado e técnica para a realização de estimulação do nervo cavernoso com o isolamento do nervo-eletrodo complexas usando cola de silicone e medição de pressão intracavernous.

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Hipertensão ocular crônica é induzida pela aplicação de uma sutura de circumlimbal em ratos e camundongos, levando à deterioração funcional e estrutural das células ganglionares da retina consistentes com glaucoma.

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Desenvolvemos uma técnica que registra simultaneamente tanto eletrocorticografia e potenciais de campo local em resposta a estímulos nociceptivos do laser de ratos movimentando-se livremente. Esta técnica ajuda a estabelecer uma relação direta dos sinais de electrocortical o nível macroscópico e mesoscópica e que facilita a investigação de informação nociceptiva processamento no cérebro.

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Aqui, descrevemos uma configuração para gravação simultânea do eletrocardiograma e pressão intra-arterial (BP) em ratos experimentais, que podem ser feitos com equipamento padrão em instalações de animais e podem ser aplicados a fisiológicos ou farmacológicos estudos para investigar os mecanismos de patogenicidade ou terapêuticos em medicina cardiovascular.

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Aqui nós apresentamos um protocolo para induzir o TBI severo com o modelo fluido lateral da lesão de percussão (FPI) em ratos adultos, machos de Wistar. Também demonstramos o uso de um sistema de telemetria sem fio para coletar gravações contínuas de vídeo-EEG e monitorar as descargas epileptiformes consistentes com a epileptogênese pós-traumática.

Uso de um sistema de vídeo-EEG sem fio para monitorar descargas epileptiformes após lesão cerebral traumática induzida por fluido-percussão lateral

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