Name: Um Modelo de Rato Baixa Mortalidade para Avaliar vasoespasmo cerebral adiada após hemorragia subaracnóide Experimental (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-01-17T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 3 s
Description: Aprenda a induzir vasoespasmo cerebral tardio em modelo de rato com hemorragia subaracnóide usando injeção de sangue autólogo na cisterna magna. Este método permite estudar a relação entre vasoespasmo e disfunção neuronal.

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Gostaríamos de reconhecer os esforços do Dr. Mary-Lou Vallano, do Departamento de Neurociências e Fisiologia, por suas valiosas contribuições na escrever para este manuscrito.

1. Cirurgia de rato para Assunto HAS injetado com 0,15 ml de sangue autólogo Arterial <ol><li> O rato é anestesiado utilizando 0,1 mg / kg de Cetamina / Xilazina cocktail roedor e deixada em repouso durante 5 min. </li><li> Anestesia adequada é confirmado pela redução no reflexo membro posterior. </li><li> Usando um barbeador eletrônico um pescoço com nariz área de cabelo em torno da sub-região occipital é raspada. </li><li> O animal é colocado em decúbito dorsal sobre a mesa de cirurgia e a cauda é esfregada com betadine para assegurar uma incisão estéril. </li><li> A reta uma incisão na linha centímetros é tomada na face ventral da cauda </li><li> A dissecção é prorrogado até a artéria cauda é identificada e isolada. </li><li> Através de um cateter de calibre 26 estéril, a artéria da cauda é canulada e 0,15 ml de sangue arterial é retirada para uma seringa. </li><li> A gaze estéril é enrolado em torno da incisão para garantir a hemostase antes da aplicação do vetbond para selar a incisão. </li><li> Tele virou rato é de bruços em cima da mesa e da área raspada sobre a região sub-occipital é limpo com betadine. </li><li> Usando uma incisão vertical na linha média de acesso é obtido para a cisterna magna. </li><li> Uma vez identificada uma agulha de calibre 25 é inserida dentro da cisterna magna e 0,15 ml de CSF é retirada para uma seringa para evitar o aumento da pressão intracraniana com injecção de volume de sangue autólogo. </li><li> Agora, a 0,15 ml de sangue extraído a partir da artéria da cauda é injectada lentamente para a cisterna magna. </li><li> A agulha é deixado no local durante 30 segundos para assegurar a coagulação no espaço subaracnóide e então cuidadosamente retirada. </li><li> Hemostasia é assegurada e a incisão é fechada através de um dispositivo de grampeamento. </li><li> O animal é agora colocado inclinado sobre uma superfície de aquecimento, com uma cabeça de 20 ° para baixo a posição durante 20 minutos para permitir que o sangue coagular nas cisternas ao redor da artéria basilar. </li><li> 1,1-1,15 passos são repetidos durante a segunda hora de cirurgia 48 separados. </li&gt; </ol> 2. Cirurgia de rato para Assunto HAS injetado com 0,15 ml de soro <ol><li> O rato é anestesiado utilizando 0,1 mg / kg de Cetamina / Xilazina cocktail roedor e deixada em repouso durante 5 min. </li><li> Anestesia adequada é confirmado pela redução no reflexo membro posterior. </li><li> Usando um barbeador eletrônico um pescoço com nariz área de cabelo em torno da sub-região occipital é raspada. </li><li> O animal é colocado em decúbito dorsal sobre a mesa de cirurgia e a cauda é esfregada com betadine para assegurar uma incisão estéril. </li><li> A reta uma incisão na linha centímetros é tomada na face ventral da cauda </li><li> A dissecção é prorrogado até a artéria cauda é identificada e isolada. </li><li> Através de um cateter de calibre 26 estéril, a artéria da cauda é canulada e 0,15 ml de sangue arterial é retirada para uma seringa. </li><li> A gaze estéril é enrolado em torno da incisão para garantir a hemostase antes da aplicação do vetbond para selar a incisão. </li><li> O rat é ligado bruços em cima da mesa e da área raspada sobre a região sub-occipital é pintado com betadine. </li><li> Usando uma incisão vertical na linha média de acesso é obtido para a cisterna magna. </li><li> Uma vez identificada uma agulha de calibre 25 é inserida dentro da cisterna magna e 0,15 ml de CSF é retirada para uma seringa e a amostra é armazenada. </li><li> Agora, a 0,15 ml de solução salina normal (37 ° C) é injectado lentamente na cisterna magna. </li><li> A agulha é deixado no local durante 30 segundos e cuidadosamente retirado. </li><li> Hemostasia é assegurada e a incisão é fechada através de um dispositivo de grampeamento. </li><li> O animal é agora colocado inclinado sobre uma superfície de aquecimento, com uma cabeça de 20 ° para baixo a posição durante 20 minutos. </li><li> 2,1-2,15 passos são repetidos durante a segunda hora de cirurgia 48 separados. </li></ol> 3. Sacrifício rato <ol><li> No dia 5 após a segunda cirurgia, os ratos são sacrificados por perfusão cardíaca. </li><li> O rato é dada uma dose fatal (00,2 ml / kg) do Plus Fatal (Vortech PHARMACEUTICALS LTD., Dearborn, MI) </li><li> Com uma incisão na linha média vertical, a cavidade abdominal é aproximado e do peritoneu é aberto. </li><li> Uma toracotomia anterior é realizada e o coração é exposto. </li><li> Através de um cateter de calibre 26 ligada a uma solução de tampão fosfato (PBS pH 7,4 e a 37 °), o animal é drenado de sangue e em seguida é submetido a perfusão com paraformaldeído a 4%. </li><li> Depois de se assegurar de perfusão adequada, a perfusão é interrompida e o rato é colocado sobre a mesa de decapitação. </li><li> Após decapitação, um rongeur óssea é utilizada para remover o crânio para a remoção do cérebro. </li><li> O cérebro e do tronco cerebral são cuidadosamente extraídas da calota craniana e colocados numa solução de paraformaldeído a 4% e armazenados a 4 ° C durante 48 horas. </li></ol> 4. Criando seções para avaliar Vasoespasmo <ol><li> O cérebro de rato que foi agora submerso em sacarose a 30%, durante 4 dias é trazido a thcriostato e para corte. </li><li> Uma vez cryoprotected, 12 seções pM são criados usando o criostato, com a artéria cerebelar ântero-inferior (AICA) como o ponto de partida para garantir a inter-sujeitos consistência. </li><li> 20 seções são criados para cada animal, terminando na artéria cerebelar superior (SCA). </li><li> As secções são colocadas sobre uma lâmina de vidro e avaliou por vasoespasmo utilizando metodologia histológica </li></ol>

<ol><li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26, 1086-1091 (1995).</li>
<li>Cheng, G., Wei, L., Zhi-Dan, S., Shi-Guang, Z., Xiang-Zhen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atorvastatin+ameliorates+cerebral+vasospasm+and+early+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage+and+inhibits+caspase-dependent+apoptosis+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Atorvastatin ameliorates cerebral vasospasm and early brain injury after subarachnoid hemorrhage and inhibits caspase-dependent apoptosis pathway.</a> BMC Neurosci. 10, 7-17 (2009).</li>
<li>Jackowski, A., Crockard, A., Burnstock, G., Russell, R. R., Kristek, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+time+course+of+intracranial+pathophysiological+changes+following+experimental+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cereb.+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">The time course of intracranial pathophysiological changes following experimental subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> J. Cereb. Blood Flow Metab. 10, 835-849 (1990).</li>
<li>Kaoutzanis, M., Yokota, M., Sibilia, R., Peterson, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurologic+evaluation+in+a+canine+model+of+single+and+double+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Neurologic evaluation in a canine model of single and double subarachnoid hemorrhage.</a> J. Neurosci. Methods. 50, 301-307 (1993).</li>
<li>Karaoglan, A., Akdemir, O., Barut, S., Kokturk, S., Uzun, H., Tasyurekli, M., Colak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+resveratrol+on+vasospasm+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Surg.+Neurol%22%5BJournal%5D)">The effects of resveratrol on vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Surg. Neurol. 70, 337-343 (2008).</li>
<li>Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+an+improved+double+hemorrhage+rat+model+for+the+study+of+delayed+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm.</a> J. Neurosci. Methods. 168, 358-366 (2008).</li>
<li>Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+experimental+rat+models+of+early+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage.</a> Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).</li>
<li>Megyesi, J. F., Vollrath, B., Cook, D. A., Findlay, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+animal+models+of+cerebral+vasospasm%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">In vivo animal models of cerebral vasospasm: a review.</a> Neurosurgery. 46, 448-460 (2000).</li>
<li>Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+subarachnoid+hemorrhage%3A+Subarachnoid+blood+volume%2C+mortality+rate%2C+neuronal+death%2C+cerebral+blood+flow%2C+and+perfusion+pressure+in+three+different+rat+models%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Experimental subarachnoid hemorrhage: Subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models.</a> Neurosurgery. 52, 165-176 (2003).</li>
<li>Prunell, G. F., Mathiesen, T., Svendgaard, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+subarachnoid+hemorrhage%3A+Cerebral+blood+flow+and+brain+metabolism+during+the+acute+phase+in+three+different+models+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Experimental subarachnoid hemorrhage: Cerebral blood flow and brain metabolism during the acute phase in three different models in the rat.</a> Neurosurgery. 54, 426-436 (2004).</li>
<li>Ryba, M. S., Gordon-Krajcer, W., Walski, M., Chalimoniuk, M., Chrapusta, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydroxylamine+attenuates+the+effects+of+simulated+subarachnoid+hemorrhage%3A+implication+for+the+role+of+oxidative+stress+in+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol.+Res%22%5BJournal%5D)">Hydroxylamine attenuates the effects of simulated subarachnoid hemorrhage: implication for the role of oxidative stress in cerebral vasospasm.</a> Neurol. Res. 31, 195-199 (1999).</li>
<li>Satoh, M., Parent, A. D., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitory+effect+with+antisense+mitogen-activated+protein+kinase+oligodeoxynucleotide+against+cerebral+vasospasm+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Inhibitory effect with antisense mitogen-activated protein kinase oligodeoxynucleotide against cerebral vasospasm in rats.</a> Stroke. 33, 775-781 (2002).</li>
<li>Suzuki, H., Kanamaru, K., Tsunoda, H., Inada, H., Kuroki, M., Sun, H., Waga, S., Tanaka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+gene+induction+as+an+intrinsic+regulation+against+delayed+cerebral+vasospasm+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats.</a> J. Clin. Invest. 104, 59-66 (1999).</li>
<li>Swift, D. M., Solomon, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage+fails+to+produce+vasculopathy+or+chronic+blood+flow+changes+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage fails to produce vasculopathy or chronic blood flow changes in rats.</a> Stroke. 19, 878-882 (1988).</li>
<li>Vatter, H., Weidauer, S., Konczalla, J., Dettmann, E., Zimmermann, M., Raabe, A., Preibisch, C., Zanella, F., Seifert, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+in+the+development+of+cerebral+vasospasm+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage%3A+clinical+and+neuroradiological+assessment+of+the+rat+double+hemorrhage+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model.</a> Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26, 1279-1283 (1995).</li>
<li>Zubkov, A. Y., Nanda, A., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signal+transduction+pathways+in+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Pathophysiology%22%5BJournal%5D)">Signal transduction pathways in cerebral vasospasm.</a> Pathophysiology. 9, 47-61 (2003).</li>
</ol>

Não temos nada a divulgar referentes a este estudo.

Primatas, que tem uma composição mais semelhante genética e características anatómicas para o ser humano, imitar mais de perto os acontecimentos de vasoespasmo cerebral retardado e pode mais facilmente ser submetido a não-invasivo (RNM e angiografia) para monitorar as alterações arteriais, do que os roedores 8. No entanto, os modelos de primatas são um custo proibitivo e associada aos cuidados mais complexos e questões éticas, que os modelos animais de pequeno porte. Modelos animais pequenos SAH que têm sido ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do equipamento / reagente </td><td> Companhia </td><td> Número de Catálogo </td></tr><tr><td> Ratos machos SD (250-300 g) </td><td> Taconic </td><td> SD-M </td></tr><tr><td> 26 Cateteres G </td><td> Webster </td><td> 8416683 </td></tr><tr><td> 25 agulhas G </td><td> Búfalo </td><td> 305122 </td></tr><tr><td> Seringas de 1 cc </td><td> Lojas centrais </td><td> 54245 </td></tr><tr><td> Cetamina / Xilazina cocktail </td><td> Animal Care (SUNY) * </td><td> - </td></tr><tr><td> Betadine </td><td> Lojas centrais </td><td> 51458 </td></tr><tr><td> Sacarose </td><td> Sigma </td><td> S9378-1kg </td></tr><tr><td> Paraformaldeído </td><td> Sigma </td><td> P6148-500G </td></tr><tr><td> Tampão fosfato </td><td> Pescador </td><td> BP-399-4 </td></tr><tr><td> Mesa cirúrgica </td><td> Harvard </td><td> PY2 72-2590 </td></tr><tr><td> Outubro Composto (crioprotecção) </td><td> VWR </td><td> 25608-930 </td></tr><tr><td> Slides SuperFrost </td><td> Pescador </td><td> 12-550-15 </td></tr></tbody></table> * Sintetizado no Departamento de Laboratório Animal Care, SUNY Upstate Medical University. Adicionar 1 cc [100 mg / ml] de xilazina a 10 ml [100 mg / ml] de cetamina.

um modelo de rato baixa mortalidade para avaliar vasoespasmo cerebral adiada após hemorragia subaracnóide experimental

A Low Mortality Rat Model to Assess Delayed Cerebral Vasospasm After Experimental Subarachnoid Hemorrhage

Objectivo: Para caracterizar e estabelecer um modelo reprodutível que demonstra atrasado vasoespasmo cerebral após hemorragia subaracnóide aneurismática (SAH) em ratos, de modo a identificar os eventos que iniciam, alterações fisiopatológicas e potenciais alvos para o tratamento. Métodos: Vinte e oito ratos machos Sprague-Dawley (250-300 g) foram arbitrariamente atribuídos a um de dois grupos - HSA ou solução salina de controlo. Hemorragia subaracnóide rato no grupo HAS (n = 15) foi induzido por injecção dupla de sangue autólogo, 48 hr à parte, para a cisterna magna. Da mesma forma, uma solução salina normal (n = 13) foi injectado na cisterna magna do grupo de controlo de solução salina. Os ratos foram sacrificados no quinto dia após a injecção de segundo sangue e os cérebros foram conservadas para análise histológica. O grau de vasoespasmo foi medida utilizando-se secções da artéria basilar, medindo-se a área da secção transversal interna do lúmen utilizando NIH software Image J-. O significado eratestado utilizando Tukey / Kramer análise estatística. Resultados: Após a análise de secções histológicas, artéria basilar área seccional transversal luminal foram menores no SAH do que no grupo de solução salina, de acordo com o vasoespasmo cerebral no primeiro grupo. No grupo HAS, basilar área da artéria interna (0,056 ± 3 uM) foram significativamente menores do vasoespasmo cinco dias após a injecção de sangue segundo (sete dias após a injecção inicial de sangue), em comparação com o grupo de controlo de solução salina com área interna (0,069 ± 3, p = 0,004). Não houve mortalidade de vasoespasmo cerebral. Conclusão: O modelo do rato induz uma dupla HAS leve, sobrevivência, vasoespasmo da artéria basilar, que pode ser usado para estudar os mecanismos patofisiológicos de vasoespasmo cerebral num modelo de animal de pequeno porte. A baixa taxa de mortalidade e aceitável é um critério importante de ser satisfeita para um modelo ideal de animais SAH de modo que os mecanismos de vasoespasmo pode ser Elucidated 7, 8. Outras modificações do modelo pode ser feita para ajustar a gravidade aumentada de vasoespasmo e as alterações neurológicas.

Dentro dos protocolos descritos acima, há vários passos que acreditamos que requerem uma melhor caracterização do modelo do que o que foi anteriormente descrito na literatura. Aqui vamos focalizar os passos que são essenciais para atingir um reprodutível baixa mortalidade cerebral vasoespasmo modelo animal pequeno e evitar as armadilhas potenciais associados com este modelo se não for feito corretamente. 1. Coleta de sangue autólogo da artéria da cauda: Colocação cu...

Hemorragia subaracnóide aneurismática (HAS) é o sangramento que ocorre no espaço subaracnóide, quando uma ruptura de aneurisma. Enquanto a morbidade e mortalidade por este evento foi em um declínio devido a abordagens de tratamento melhores, o risco de vasoespasmo após hemorragia subaracnóide continua a ser o mesmo que era há alguns anos. A importância de estabelecer um modelo animal abrangente e reprodutível para identificar eventos de iniciação de vasoespasmo cerebral tem sido o foco de pesquisa desde o primeiro uso de ratos em um modelo experimental vasoespasmo em 1979 por Barry<em&gt; Et al.</em&gt; Os trabalhos iniciais em ratos demonstraram que uma única injecção de sangue autólogo para a cisterna magna levou a aguda (dentro de minutos), mas não vasoespasmo cerebral atrasado<sup&gt; 3, 6, 14</sup&gt;. Aqui nós caracterizar uma baixa mortalidade ratos HAS que resulta em atraso vasoespasmo reprodutível.

Um Modelo de Rato Baixa Mortalidade para Avaliar vasoespasmo cerebral adiada após hemorragia subaracnóide Experimental

Objetivo: Caracterizar e estabelecer um modelo reprodutível que demonstre o vasoespasmo cerebral tardio após hemorragia subaracnóidea (HSA) aneurismática ...

O objetivo geral deste procedimento é produzir vasoespasmo cerebral tardio. Em um modelo roedor de hemorragia subaracnóidea humana, o primeiro passo é coletar sangue autólogo da artéria caudal ventral. Em seguida, expõe-se a membrana atlanto-occipital.Após a remoção do líquido cefalorraquidiano, o sangue é injetado através da membrana. Os ferimentos são fechados, e após um período de tempo, amostras são coletadas para análise. Por fim, alterações nas áreas transversais dos vasos são quantificadas utilizando métodos histológicos e morfométricos.Hoje vamos falar sobre um método que pode ajudar a responder perguntas científicas fundamentais na área neurovascular, como qual é a relação entre vasoespasmo cerebral e a disfunção neuronal subsequente após hemorragia subaracnóidea, demonstrando o procedimento. Hoje será minha técnica principal, Michelle Kyle, que trabalha no meu laboratório. Para começar, confirme a profundidade adequada da anestesia em um rato anestesiado. Quando estiver pronto, prepare a área cirúrgica ao redor da região suboccipital.Em seguida, posicione o animal em posição supina sobre a mesa cirúrgica. Esterilize a cauda com Betadine. Faça uma incisão mediana reta com um centímetro de comprimento na face ventral da cauda e identifique cuidadosamente a artéria da cauda.A colocação cuidadosa do cateter angio na artéria caudal é essencial. Usando um cateter estéril de 26 gauge, canule a artéria caudal; um bom retorno sanguíneo confirma a colocação adequada do cateter angio. Insira uma tampa de injeção para interromper o fluxo sanguíneo até que seja necessário posteriormente.Em seguida, posicione a rata em posição prona e limpe a área depilada com Betadine. Comece fazendo uma incisão mediana vertical na parte posterior do pescoço. Em seguida, dissecar rombamente os tecidos da região suboccipital até que a membrana atlantooccipital seja visualizada.Uma vez que esta membrana branca e brilhante seja isolada, perfure a cisterna magna com uma agulha de 25 graus. Enquanto mantém a agulha cuidadosamente no lugar, retire 0,5 mililitros de líquido cefalorraquidiano para dentro de uma seringa. Isso é feito para equilibrar a alteração na pressão intracraniana que ocorre quando o sangue é injetado.Após a remoção do líquido cefalorraquidiano, retire 0,15 mililitros de sangue arterial da cauda e injete lentamente no cisterna magna. Após a injeção, mantenha a agulha no lugar por 30 segundos. Para garantir a coagulação no espaço subaracnóideo, retire cuidadosamente a agulha e feche completamente a incisão.Usando um grampeador cirúrgico, aplique gaze estéril na artéria da cauda e posicione o animal em posição prona sobre uma superfície aquecida, com a cabeça em um ângulo de 20 graus por 20 minutos. Isso permite que o sangue coagule nas cisternas ao redor da artéria basilar após a interrupção do sangramento; use cola cirúrgica veterinária para fechar a incisão e repita a injeção. 48 horas depois, cinco dias após a segunda injeção, após perfusão cardial e decapitação, segure firmemente a cabeça com uma das mãos e use uma pinça óssea para remover o crânio.Tenha cuidado para não danificar o cérebro subjacente. Extraia cuidadosamente o cérebro e o tronco encefálico da cavidade craniana e coloque-os em uma solução de paraformaldeído 4%. Armazene as amostras a quatro graus Celsius por 48 horas.Após 48 horas, transfira as amostras para uma solução de sacarose a 30%, onde permanecerão por quatro dias. Quatro dias depois, crie secções das amostras começando pela artéria cerebelar inferior e terminando na artéria cerebelar superior. Quatro dias após, use um criostato para cortar secções de 12 mícrons das amostras começando pela artéria cerebelar anterior inferior e terminando na artéria cerebelar superior.Corte 20 seções para cada animal. Aqui são mostradas amostras do tronco encefálico de animais com e sem hemorragia subaracnóidea. Observe o acúmulo de sangue no espaço subaracnóideo ao redor da artéria basilar.Este volume representa uma quantidade suficiente de sangue para induzir vasoespasmo. Esta imagem mostra seções da artéria basilar de ambos os grupos. A área da seção transversal da luz foi menor e apresentou acentuada corrugação da lâmina elástica interna em ratos com hemorragia subaracnóidea.Em contraste, a artéria basilar do grupo controle com salina apresentava maior área e não possuía lâmina elástica interna corrugada. Este gráfico de barras demonstra que a área da seção transversal do lúmen da artéria basilar foi significativamente menor nos animais injetados com sangue em comparação com os injetados com salina, devido ao vasoespasmo. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como obter sangue oligista da artéria caudal ventral, expor a membrana atlanto-occipital e injetar sangue no espaço subaracnóideo para reproduzir o modelo de hemorragia subaracnóidea em roedores.Obrigado por assistir a este vídeo.

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Indução cirúrgica de uma lesão cerebral isquêmico no rato é um modelo amplamente utilizado para a pesquisa acidente vascular cerebral. Aqui nós demonstram a indução de isquemia cerebral focal por oclusão da artéria cerebral média. Visualização do infarto resultantes de coloração histológica e ressonância magnética também é mostrada.

Modelo de isquemia focal cerebral por oclusão Suture Endovascular da artéria cerebral média no Rat

Este vídeo demonstra o procedimento para estabelecer um modelo de rato com hemorragia subaracnoide. Um rato anestesiado é implantado com sondas para medir a pressão intracraniana e o fluxo sanguíneo cerebral. O local alvo é identificado e a agulha é inserida em uma posição pré-quiasmática. O sangue autólogo é então injetado no espaço subaracnóideo, aumentando a pressão intracraniana e diminuindo o fluxo sanguíneo cerebral, estabelecendo o modelo.

Estabelecendo um modelo de rato com hemorragia subaracnóidea induzida por injeção autóloga de sangue

Um modelo de rato padronizado de hemorragia subaracnóide por Círculo intraluminal de Willis perfuração é descrito. Perfuração de vasos e hemorragia subaracnóide são monitorados pela monitorização da pressão intracraniana. Além disso os vários parâmetros vitais são registadas e controlada para manter as condições fisiológicas.

Um modelo murino de hemorragia subaracnóide

O modelo experimental de hemorragia subaracnóidea (HSA) de shunt sanguíneo controlado por pressão intracraniana no coelho combina os procedimentos padrão - canulação da artéria subclávia e punção transcutânea da cisterna magna, o que permite uma imitação rigorosa das condições fisiopatológicas humanas após a HSA. Apresentamos instruções passo a passo e discutimos os principais pontos cirúrgicos para a criação experimental bem-sucedida de HSA.

O coelho Modelo Blood-shunt para o Estudo da aguda e tardia Sequelas de hemorragia subaracnóidea: Aspectos Técnicos

O objetivo deste artigo é apresentar um método que permite uma reconstrução 3-dimensional da árvore vascular em ratos após micro computado tomografia computadorizada e determinação de volumes de segmentos de toda embarcação que podem ser usados para quantificar o vasoespasmo cerebral em modelos de murino de hemorragia subaracnoide.

Um método volumétrico para quantificação de vasoespasmo Cerebral em um modelo murino de hemorragia subaracnoide

Descrevemos neste protocolo um modelo de rato de hemorragia subaracnóide padronizada (SAH) por uma dupla injeção de sangue total autólogo na cisterna magna. O alto grau de padronização do procedimento de dupla injeção representa um modelo médio-agudo de HAS com relativa segurança em relação à mortalidade.

Dupla injeção direta de sangue na Cisterna Magna como modelo de hemorragia subaracnóide

A hemorragia subaracnóidea continua a carregar uma alta carga de mortalidade e morbidade no homem. Para facilitar novas pesquisas sobre a condição e sua fisiopatologia, um modelo pré-quiasmático de injeção única é apresentado.

Pré-quiasmática, injeção única de sangue autólogo para induzir hemorragia subaracnóidea experimental em modelo de rato

Aqui apresentamos um modelo padronizado de rato SAH, induzido pela perfuração de filamento endovascular, combinado com ressonância magnética (RM) 24 h após a operação para garantir o local correto do sangramento e excluir outras patologias intracranianas relevantes.

Modelo de perfuração endovascular para hemorragia subaracnóide combinada com ressonância magnética (RM)

O protocolo atual descreve um modelo de oclusão/reperfusão da artéria cerebral média em ratos que preserva a estrutura anatômica dos vasos cerebrais sem causar danos.

Um modelo de rato de oclusão/reperfusão da artéria cerebral média sem danificar a estrutura anatômica dos vasos cerebrais

Filamentosas de oclusão da artéria cerebral média é um modelo comum para o estudo de AVC isquêmico em ratos.

Curso de modelagem em Ratos - Oclusão da Artéria Cerebral Média com o modelo de Filamento

Aprenda a induzir vasoespasmo cerebral tardio em modelo de rato com hemorragia subaracnóide usando injeção de sangue autólogo na cisterna magna. Este método permite estudar a relação entre vasoespasmo e disfunção neuronal.

Um Modelo de Rato Baixa Mortalidade para Avaliar vasoespasmo cerebral adiada após hemorragia subaracnóide Experimental

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