Name: Reparação de um modelo de defeito crítico porte calvária Usando derivadas de tecido adiposo células do estroma colhidas lipoaspirado (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-31T10:03:00.000+00:00
Duration: 11 min 31 s
Description: Aprenda a isolar células do estroma derivadas de tecido adiposo para regeneração óssea em modelo de defeito calvário crítico em camundongo. Este protocolo demonstra diferenciação osteogênica in vivo com potencial clínico em engenharia tecidual.

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Gostaríamos de agradecer ao Dr. George Commons e Dr. Dean Vistnes por seu apoio e colaboração da nossa pesquisa. Este trabalho é apoiado pelo Instituto Nacional de Bolsas de pesquisa Dental e Craniofacial um R21 DE019274-01, R01EB009689 e RC2 DE020771-02, da Fundação Oak e Hagey Laboratório de Medicina Regenerativa de Pediatria para MTL Dr. Hyun é apoiado pela Saint Joseph Mercy Hospital GME .

1. Isolamento de células e Expansão <ol><li> Todos consentimento do paciente e os protocolos experimentais foram analisados ​​e aprovados pela Universidade de Stanford Conselho de Revisão Institucional (Protocolo n º 2188 e n º 9999). </li><li> Obtenção de tecido adiposo humano subcutânea de procedimentos lipoaspiração eletivas sob local / anestesia geral. </li><li> Haverá duas camadas na lipoaspirado (Figura 1A). O sobrenadante contém a grande maioria do material processado celular. A camada inferior é geralmente injectado salino. Derivadas de tecido adiposo células estromais podem ser colhidas a partir de qualquer camada, mas o rendimento é muito maior do sobrenadante. </li><li> Para isolar a fracção do estroma vascular (SVF), lava-se a lipoaspirado extensivamente com volumes iguais de 1X tampão de fosfato salino (PBS) contendo 2,5% de betadine (x2), seguido de igual volume de PBS 1X (x1) sem betadine. Permitir que a solução de lavagem a precipitar. </li><li> Tenha o cuidado de manter te estérilchnique ao longo do processo como a contaminação com o tecido humano processado pode acontecer. </li><li> Aspirar a camada inferior e descartar depois de cada lavagem. </li><li> Alíquotas de 15 ml de tecido adiposo em tubos de 50 ml, BD Falcon cónicos. </li><li> Digerir o tecido adiposo, com um volume igual (15 ml) de filtrado de 0,075% de colagenase do Tipo II em Solução Salina Equilibrada de Hank (HBSS) a 37 ° C em banho-maria durante 60 min, sob agitação constante (cerca de 180 agitações / min) - ventilar cada tubo a cada 15 min. </li><li> Neutralizar a actividade da enzima com 15 ml de PBS contendo 10% (soro fetal bovino) de FBS, e centrifuga-se a 1000 rpm durante 5 min a 4 ° C para se obter uma alta densidade de SVF pellet. O sedimento será uma mistura de derivadas de tecido adiposo células estromais e eritrócitos. </li><li> Desprezar o sobrenadante sem perturbar o sedimento. </li><li> Ressuspender o sedimento em 10 ml de meio de crescimento tradicional (Dulbecco Modified Eagle Médium [DMEM] / FBS a 10% / 1% de solução de penicilina-estreptomicina). </li><li> Filtro de suspensão<html> Sion através de um coador de células 100 uM de nylon para remover os restos celulares. </li><li> Combinar 3 tubos em um limpo de 50 ml. Centrifugar a 1000 rpm durante 5 min a 4 ° C. </li><li> Desprezar o sobrenadante sem perturbar o sedimento. </li><li> Ressuspender o sedimento em 5 ml de meio de crescimento tradicional </li><li> Combinar duas cônicas 50 ml por uma placa de 10 cm ou cinco cônicas 50 ml para uma placa de 15 cm. </li><li> Estabelecer culturas primárias durante a noite a 37 ° C/21% de O 2, 5% de CO 2. </li><li> Após incubação durante a noite, lava-se as placas extensivamente com PBS para remover residuais não aderentes glóbulos vermelhos. As populações de células resultantes são derivadas de tecido adiposo células estromais. </li><li> Manter as células em níveis sub-confluentes para prevenir a diferenciação espontânea a 37 ° C/21% de O 2, 5% de CO 2 em meio de crescimento. As células geralmente precisam ser divididas a cada 3-4 dias em meio de crescimento regular quando plaqueadas a 50% de confluência. </li></ol>ve_title &quot;&gt; 2. Preparação Andaime <ol><li> Os andaimes foram feitas pelo Dr. Min Lee na Universidade da Califórnia, Los Angeles - Faculdade de Odontologia. </li><li> Andaimes PLGA foram fabricados a partir de 85/15 poli (ácido láctico-co-glicólico) (viscosidade inerente = 0,61 dl / g, Birmingham Polymers) por evaporação de solvente e de um processo de lixiviação de partículas. </li><li> PLGA / clorofórmio soluções foram misturadas com sacarose 200-300 um de diâmetro para se obter 92% de porosidade (percentagem, em volume), e comprimida em folhas finas de um molde de Teflon. </li><li> Após liofilização durante a noite, os andaimes foram imersos em três mudas de bidestilada (dd) H 2 O para dissolver a sacarose, e suavemente removida da placa de Teflon com uma espátula de ponta fina. </li><li> Após a lixiviação das partículas, todos os suportes foram desinfectados por imersão em 50%, 60% e etanol a 70% durante 30 min cada, seguido de três lavagens de DDH 2 O. </li><li> Os andaimes foram secos sob uma câmara de fluxo laminar. </li><li> Após a fabricação de andaime, scaffolds foram revestidos com apatite. <ol class="ualpha"><li> SBF solução (fluido corporal simulado) foi preparada com concentrações de iões que eram 5 vezes aquela do plasma de sangue humano. Todas as soluções foram esterilizadas por filtração através de uma membrana de 0,22 ^ M PES (Nalgene). Imediatamente antes do processo de revestimento, secaram-se os andaimes de PLGA foram submetidos a descarga luminescente, de árgon-plasma etching (Harrick Scientific) para melhorar a molhagem e a uniformidade do revestimento. </li><li> Andaimes gravadas PLGA foram então incubadas em SBF a 37 ° C dentro de uma incubadora com camisa de água durante 12 horas, seguido de Mg 2 + e HCO 3 - SBF livre 2 por um outro 12 hr a 37 ° C sob agitação suave. </li><li> Andaimes revestidos PLGA foram lavadas suavemente com estéril DDH 2 O, para lavar o excesso de solução de cloreto de sódio, secou-se numa câmara de fluxo laminar e desinfectada com álcool a 70%. </li><li> Integridade do revestimento apatita foi analisada com um microscópio eletrônico de varredura (MEV). Apatita revestido scaffolds foram montadas em bases de SEM (Ted Pella) e revestidas com carbono para melhorar a condutividade. O modo de elétron secundário foi aplicado durante SEM observação (FEI / Phillips XL-30). Espectro de dispersão de energia de raios X foram obtidos a confirmar a composição elementar das estruturas de apatite. </li></ol></li></ol> 3. Sementeira celular <ol><li> Ao atingir os níveis de sub-confluência, lavar as células com PBS (x2) e Tripsinizar. </li><li> Contar as células de quantificar para propagação </li><li> Semente em pré-cortadas 4,0 andaimes com 1,5 mm de diâmetro x 10 5 células. <ol class="ualpha"><li> Lugar individual andaime em um poço de uma placa de 96 poços </li><li> Re-suspender as células em meio de crescimento regular com uma concentração de cerca de 1,5 x 10 5 células por 20 uL de meios </li><li> Pipetar 20 uL diretamente sobre o andaime e coloque em cultura de células de incubadora para 30 min. </li><li> Após 30 min, adiciona-se 200 ul de meio e permitir que as células a incubarno andaime durante a noite antes da cirurgia </li><li> Não é necessário para assegurar a adesão das células sobre o andaime como semeando um número suficiente de células irá garantir que a maioria vai anexar para o andaime. Este foi validado em nosso laboratório in vivo com a bioluminescência e análise histológica. </li></ol></li></ol> 4. Criação de defeitos de calvárias e na implantação Vivo <ol><li> Anesthetize adulto (60 dias de idade) CD-1 ratinhos nus com cocktail anestésico. (Cetamina / xilazina / acepromazina) na concentração de 50% (diluição 1:1 com NaCl 0,9%), ou por recomendada regime anestésico por protocolos instituição. Estes ratos são então as hASCs atímicos não irá causar uma reacção imune. <ol class="lalpha"><li> Dosagem: cloridrato de cetamina (80 mg / kg), xilazina (2,5 mg / kg) de Acepromazina (2,5 mg / kg) </li><li> Duração do efeito: aproximadamente 30 min </li></ol></li><li> Cirurgicamente armar o animal e esterilizar o cirúrgicolocal com betadine e álcool (x3) e cobrir os olhos do rato com óleo antes de fazer uma incisão na linha média sagital no escalpo do animal para expor o osso parietal direito. Remover o pericrânio do osso parietal direito com raspagem romba (Figura 1B). </li><li> Criar um unilateral de 4 mm de espessura total defeito no osso parietal direito não sutura associada com um estéril diamantada broca trefina. Cuidado extremo deve ser tomado para não perturbar a dura-máter subjacente (Figura 1B) que a espessura do mouse calvária é &lt;0,3 milímetros. </li><li> Antes de implantação, lavar andaimes com PBS estéril para evitar a transferência de factores de crescimento derivados das médias. </li><li> Coloque o andaime no defeito. </li><li> Finalmente, suturar a pele fechada e monitorar o animal por protocolos estabelecidos no pós-operatório. </li><li> Use analgesia estabelecido como dirigido por seus protocolos de animais cuidados necessários no pós-operatório, por exemplo. buprenorfina 0,1 mg / kg. </li></ol> 5. Quantificação de osteóide <ol><li> Após MicroCT foi realizada no rato, a imagem tridimensional foi reconstruída utilizando software MicroView como previamente descrito 1. </li><li> Utilizando o Adobe Photoshop, as imagens foram dimensionados para uma altura padrão. </li><li> Usando o recurso Magic Wand, os pixels foram medidos do defeito ósseo craniano. </li><li> Percentual de cura do defeito foi determinada por exames posteriores CT medir a área do defeito ósseo craniano e determinar o número de pixels e dividindo-o pelo número de pixels do defeito original </li><li> Consequentemente, se o MicroCT não estiver disponível, é uma alternativa utilizando Adobe Photoshop e colheita da calvária em pontos de tempo determinados para histologia. </li><li> Usando manchas histológico como anilina azul e Pentachrome que denotam a formação de osteóide, várias seções ao longo do período do defeito deve ser manchado </li><li> Utilizando o Adobe Photoshop, recortar todas as áreas que não sãono defeito ósseo craniano </li><li> Use o recurso de varinha mágica e determinar o número de pixels de formação de osso novo na área do defeito e comparar com controles ou outras variáveis. </li></ol> 6. Resultados representativos O tecido adiposo não tem o potencial de servir um papel vital na geração de células progenitoras para aplicação clínica. O tecido adiposo não tem uma vantagem única na medida em que existe um fornecimento facilmente disponível que pode ser colhida de um procedimento relativamente simples que envolve mínima morbidade e mortalidade. Uma vez que o tecido é colhido e recolhido, o nosso protocolo é descrito na Figura 2. Derivadas de tecido adiposo células estromais são isoladas através de uma série de passos de lavagem, a digestão com colagenase, e centrifugação. Uma vez que as células são plaqueadas em placas de cultura, que pode ser expandido, colocado em vários protocolos de diferenciação in vitro, ou colocado directamente in vivo. O creation do defeito crítico 4-mm de tamanho calvária proporciona um fácil acesso e reprodutível modelo in vivo para testar a capacidade de diferenciação osteogénica nossos derivadas de tecido adiposo células estromais. Através da utilização de MicroCT, que são capazes de seguir a formação do tecido ósseo in vivo e controlar o progresso das intervenções (Figura 3). O defeito de tamanho crítico calvária não cicatrizam dentro do tempo de vida do animal, e podemos ver cerca de 90% do defeito permanecer patente cerca de 8 semanas. O andaime em si (ver discussão) tem propriedades osteogénicas indutivas e tem demonstrado a capacidade de induzir alguma regeneração óssea. Os resultados típicos de colocação de andaime sem células mostra que cerca de um terço do defeito terá de formação de osso novo às 8 semanas. Com o aumento das derivadas de tecido adiposo células estromais, inteiramente de dois terços ou mais do defeito irá mostrar regeneração óssea em cerca de 8 semanas, embora haja variability entre cada animal e cirurgia. A formação de tecido esquelético pode ser quantificado através de exame histológico e os resultados típicos mostram o aumento na formação osteóide em amostras com ASC por meio de coloração com azul de anilina e Pentachrome (Figura 3C). Além disso, mostra-se que as células implantadas humanos contribuem para a formação de base de novo óssea através da utilização de hASCs GFP-etiquetados que mostram a coloração in vivo de 2 semanas, perto da zona de formação de osso novo no defeito ósseo craniano (Figura 3D) . Além disso, podemos usar imuno-histoquímica com o anticorpo humano específico para mostrar a sobrevivência de células humanas e de contribuição na área do defeito (Figura 3E). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4221/4221fig1.jpg" /> Figura 1 A -. Lipoaspirado A tem duas camadas. A camada superior contém os adipócitos e que a maioria do processes material celular, enquanto a camada inferior contém a solução salina utilizada durante o procedimento de lipoaspiração. B - a criação do defeito ósseo craniano através de uma incisão na linha média ao longo do pericrânio para isolar o osso parietal direito, subsequente criação de um defeito de 4 milímetros de tamanho crítico calvária sem rompimento da dura-máter subjacente. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4221/4221fig2.jpg" /> Figura 2. Resumo da colheita e da aplicação de lipoaspirado a partir do isolamento de células derivadas de tecido adiposo do estroma para a sua expansão, diferenciação e utilização in vitro e in vivo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4221/4221fig3.jpg" /> Figura 3. MicroCT-A mostra na cura vivo do defeito de tamanho crítico calvária com a aplicação de ASC por meio de um hydroxyapatitie andaime (linha de fundo). Os controles incluem nenhum andaime e defeito (linha superior) e defeito com a colocação do andaime sem células (linha do meio) B - Quantificação de cicatrização óssea do MicroCT mostrando cura aumentou significativamente no grupo ASC. C - Histologia mostrando aumento da formação de osteóide do grupo ASC (linha de fundo) através de azul de anilina e coloração Pentachrome. Para Anilina Azul, as manchas de osteóide azul escuro e para Pentachrome, as manchas de osteóide amarelo. D - hASCS marcadas com GFP foram semeadas sobre um andaime e colocados em um defeito calvária e sacrificados às 2 semanas. A coloração foi feita com um anticorpo marcado GFP para mostrar as células humanas que contribuem para a regeneração na área do defeito. E -. Imunohistoquímica antigénio nuclear humano que mostra a prevalência de células humanas na área do defeito de 2 semanas <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4221/4221fig3large.jpg" target="_blank">para ver figura maior</a> .

<ol><li>Levi, B., James, A. W., Nelson, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+adipose-derived+stromal+cells+heal+critical+size+mouse+calvarial+defect%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Human adipose-derived stromal cells heal critical size mouse calvarial defect.</a> PLoS One. 5, (2010).</li>
<li>Zuk, P. A., Zhu, M., Ashjia, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+adipose+tissue+is+a+source+of+multipotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Biol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells.</a> Mol. Biol. Cell. 13, 4279-4295 (2002).</li>
<li>Keefe, M. S., Keefe, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+evaluation+of+the+effectiveness+of+different+techniques+for+intraoperative+antibiotics+into+alloplastic+implants+for+use+in+facial+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Facial+Plastic+Surg%22%5BJournal%5D)">An evaluation of the effectiveness of different techniques for intraoperative antibiotics into alloplastic implants for use in facial reconstruction.</a> Arch Facial Plastic Surg. 11, 246-251 (2009).</li>
<li>Mitchell, J. B., McIntosh, K., Zvonic, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunophenotype+of+human+adipose-derived+cells%3A+Temporal+changes+in+stromal-associated+and+stem+cell-associated+markers%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Immunophenotype of human adipose-derived cells: Temporal changes in stromal-associated and stem cell-associated markers.</a> Stem Cells. 24, 376-385 (2006).</li>
<li>Dominici, M., Blanc, K. L. e, Mueller, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimal+criteria+for+defining+multipotent+mesenchymal+stroma+cells.+The+International+Society+for+Cellular+Therapy+position+statement%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotherapy%22%5BJournal%5D)">Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stroma cells. The International Society for Cellular Therapy position statement.</a> Cytotherapy. 8, 315-317 (2006).</li>
<li>Cowan, C. M., Shi, Y. Y., Aalami, O. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+adult+stromal+cells+heal+critical-size+calvarial+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived adult stromal cells heal critical-size calvarial defects.</a> Nat Biotechnol. 22, 560-567 (2004).</li>
<li>Levi, B., Nelson, E. R., Li, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dura+mater+stimulates+human+adipose-derived+stromal+cells+to+undergo+bone+formation+in+mouse+calvarial+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Dura mater stimulates human adipose-derived stromal cells to undergo bone formation in mouse calvarial defects.</a> Stem Cells. 29, 1241-1255 (2011).</li>
<li>Phipps, M. C., Clem, W. C., Catledge, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+stem+cells+responses+to+bone-mimetic+electrospun+matrices+composed+of+polycaprolactone%2C+collagen+I+and+nanoparticulate+hydroxyapatite%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal stem cells responses to bone-mimetic electrospun matrices composed of polycaprolactone, collagen I and nanoparticulate hydroxyapatite.</a> PLoS One. 6, (2011).</li>
<li>Yuan, H., Zang, Z., Li, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteoinduction+by+calcium+phosphate+biomaterials%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mater.+Sci.+Mater.+Med%22%5BJournal%5D)">Osteoinduction by calcium phosphate biomaterials.</a> J. Mater. Sci. Mater. Med. 9, 723-726 (1998).</li>
<li>Wei, G., Jun, Q., Giannobile, W. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+enchancement+of+osteogenesis+by+nano-fibrous+scaffolds+incorporating+rhBMP-7+nanospheres%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The enchancement of osteogenesis by nano-fibrous scaffolds incorporating rhBMP-7 nanospheres.</a> Biomaterials. 28, 2087-2096 (2007).</li>
<li>Li, C., Verpari, C., Jin, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrospun+silk-BMP-2+scaffolds+for+bone+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Electrospun silk-BMP-2 scaffolds for bone tissue engineering.</a> Biomaterials. 27, 3115-3124 (2006).</li>
<li>Zhang, Y., Fan, W., Nothdurft, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+and+in+vivo+evaluation+of+adenovirus+combined+silk+fibroin+scaffolds+for+bone+morphogenetic+protein-7+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">In vitro and in vivo evaluation of adenovirus combined silk fibroin scaffolds for bone morphogenetic protein-7 gene delivery.</a> Tissue Eng Part C Methods. 17, 789-797 (2011).</li>
<li>Levi, B., Hyun, J. S., Nelson, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-integrating+knockdown+and+customized+scaffold+design+enhances+human-adipose-derived+stem+cells+in+skeletal+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Non-integrating knockdown and customized scaffold design enhances human-adipose-derived stem cells in skeletal repair.</a> Stem Cells. 29, 21028-21029 (2011).</li>
</ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Uma vez que o isolamento do derivado de tecido adiposo a partir de células do estroma 2 lipoaspirado, estas células foram diferenciadas em uma grande variedade de linhagens celulares. O tecido adiposo é de origem mesodérmica e, portanto, multipotentes derivadas de tecido adiposo células estromais serão provavelmente mais eficaz com a aplicação para uma linhagem mesodérmica. A capacidade de gerar tecido ósseo é especialmente crítico dada a escassez de área doadora de um autoenxerto e as limitações inerentes de...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome do reagente: </td><td> Companhia </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentários (opcional) </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Lipoaspirado Colheita </td></tr><tr><td> PBS </td><td> Gibco </td><td> 10010-023 </td><td></td></tr><tr><td> Solução Salina Equilibrada de Hank </td><td> Cellgro </td><td> 21-023 CV- </td><td></td></tr><tr><td> Colagenase </td><td> Sigma </td><td> C6885-500mg </td><td></td></tr><tr><td> Célula de 100 um filtro </td><td> BD Falcon </td><td> 352360 </td><td></td></tr><tr><td> Steri-top 500 ml 0,22 mM filtro </td><td> Millipore </td><td> SCGPT05RE </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Defeito calvária </td></tr><tr><td> Z500 Brushless MicromotorsUM50C </td><td> NSK </td><td> NSKZ500 </td><td></td></tr><tr><td> Circular Faca 4,0 milímetros </td><td> Xemax Cirúrgica </td><td> CK40 </td><td></td></tr></tbody></table>

reparação de um modelo de defeito crítico porte calvária usando derivadas de tecido adiposo células do estroma colhidas lipoaspirado

Repair of a Critical-sized Calvarial Defect Model Using Adipose-derived Stromal Cells Harvested from Lipoaspirate

Reparação e regeneração do esqueleto craniofacial oferece a promessa de formação de tecido de novo através de uma abordagem com base em células, utilizando células estaminais. Derivadas de tecido adiposo células do estroma (ASC) têm provado ser uma fonte abundante de células estaminais multipotentes capazes de sofrer diferenciação osteogénica condrogénica, adipogênica e miogénica. Muitos estudos têm explorado o potencial osteogénico destas células in vivo com o uso de biomateriais de andaimes diferentes para entrega celular. Tem sido demonstrado que, utilizando um osteocondutor, hidroxiapatite revestido de poli (ácido láctico-co-glicólico) (PLGA-HA) scaffold semeado com ASCs, um defeito de tamanho crítico calvária, um defeito que é definido pela sua incapacidade de sofrer espontânea cura durante o tempo de vida do animal, podem ser eficazmente mostrar regeneração óssea robusta. Este modelo in vivo demonstra a base de abordagens de translação com vista a regenerar o tecido ósseo - o celularcomponente e matriz biológica. Este método serve como um modelo para a aplicação final clínico de uma célula progenitora para a reparação de um defeito do tecido específico.

Este protocolo descreve o isolamento de derivadas de tecido adiposo a partir de células do estroma lipoaspirado e a criação de um defeito de 4 milímetros de tamanho crítico calvária em avaliar a regeneração óssea.

Reparação de um modelo de defeito crítico porte calvária Usando derivadas de tecido adiposo células do estroma colhidas lipoaspirado

A reparação e regeneração do esqueleto craniofacial oferece a promessa de formação de tecido de novo através de uma abordagem baseada em células utilizando células-tronco.

O objetivo geral deste procedimento é obter células estromais multpotentes do tecido adiposo com a finalidade de diferenciação osteogênica, utilizando um modelo in vivo de defeito calvarial em camundongo. Isso é realizado primeiramente isolando células progenitoras da camada vascular estromal do tecido adiposo, que pode ser obtida após um procedimento de lipoaspiração. O próximo passo é preparar uma estrutura tridimensional e, em seguida, semear as células nesse suporte.O passo final é a criação de um defeito calvarial de tamanho crítico em um modelo murino, no qual são colocados a estrutura tridimensional e as células. Em última análise, os resultados mostram que as células estromais multipotentes isoladas do tecido adiposo possuem potencial para regeneração esquelética in vivo. As aplicações desta técnica abrangem um amplo espectro de possíveis aplicações clínicas devido à escassez de tecido disponível para regeneração esquelética.Embora os enxertos ósseos autólogos sejam o padrão-ouro, a falta de sítios doadores e a morbidade do sítio doador limitam esta opção. Enxertos alogênicos e materiais estranhos podem ser utilizados, mas são limitados pelo custo, má integração e risco de infecção.O possível uso do tecido adiposo ou gorduroso para o isolamento de células progenitoras na engenharia de tecidos esqueléticos é empolgante. O procedimento será demonstrado por mim e por Michael Chung do laboratório Long Anchor. Primeiro, obtenha tecido adiposo subcutâneo humano a partir de procedimentos eletivos de lipoaspiração.E observe as duas camadas no aspirado lipídico. O sobrenadante contém a grande maioria do material celular do processo. A camada inferior é composta principalmente pelo soro fisiológico injetado.As células estromais derivadas do tecido adiposo podem ser obtidas de qualquer camada, mas o rendimento é muito maior a partir do sobrenadante. Para isolar o fração vascular estromal ou lavagem de SVF, lave extensivamente o aspirado de lipoaspiração com volumes iguais de solução salina tamponada com fosfato 1x ou PBS contendo 2,5% de Betadine, aspire um volume igual de PBS 1x sem Betadine. Deixe a lavagem precipitar.Certifique-se de manter uma técnica estéril durante todo o processo para evitar contaminação com tecido humano processado. Em seguida, aspire a camada inferior e descarte após cada lavagem, então transfira 15 mililitros de tecido adiposo para tubos cónicos Falcon de 50 mililitros. Em seguida, digira o tecido adiposo em 15 mililitros filtrados de 0,075% filtrado.Digira com colagenase tipo II em solução salina balanceada de Hank ou HBSS a 37 graus Celsius em banho-maria por 60 minutos sob agitação constante, certificando-se de ventilar os tubos a cada 15 minutos. Em seguida, neutralize a atividade enzimática com 15 mililitros de PBS contendo 10% de soro bovino fetal ou FBS e centrifugue. Para obter um pellet denso de SVF, o pellet será uma mistura de células-tronco derivadas de adipócitos e eritrócitos.Descarte primeiro a camada de gordura do sobrenatante e, em seguida, descarte a camada líquida do sobrenatante sem perturbar o pellet. Re-suspenda o pellet em 10 mililitros de meio de crescimento tradicional. Em seguida, combine três tubos em um único tubo cônico limpo de 50 mililitros por meio de um filtro de 100 mícrons e centrifugue.Descarte o sobrenatante sem perturbar o precipitado e, em seguida, ressuspenda o precipitado. Em cinco mililitros de meio de crescimento tradicional, combine dois tubos cônicos de 50 mililitros por uma placa de 10 centímetros ou cinco tubos cônicos de cinco mililitros por uma placa de 15 centímetros. Estabeleça culturas primárias durante a noite a 37 graus Celsius com 21% de oxigênio e 5% de dióxido de carbono.Após a incubação durante a noite, lave as placas com PBS para remover os glóbulos vermelhos residuais não aderentes. As populações celulares resultantes são células estromais derivadas de adipócitos. Mantenha as células em níveis subconfluentes para prevenir a diferenciação espontânea.A 37 graus Celsius, 21% de oxigênio e 5% de dióxido de carbono. Em meio de crescimento, as células geralmente precisam ser repassadas a cada três a quatro dias em meio de crescimento regular. Quando semeadas em 50% de confluência, prepare o suporte conforme explicado no manuscrito acompanhante.Quando as células atingirem níveis de subconfluência, lave as células duas vezes com PBS e tripsinize. Conte as células para quantificá-las. Para semeadura, prepare-se para semear as células em scaffolds pré-cortados com diâmetro de quatro milímetros, utilizando 1,5 vezes 10 à quinta células.Coloque um suporte individual em um poço de uma placa de 96 poços, em seguida ressuspenda as células em meio de crescimento regular com uma concentração de aproximadamente 1,5 vezes 10 à quinta células por 20 microlitros de meio. Semee o suporte pipetando 20 microlitros da solução diretamente no suporte e coloque-o no incubador de cultura celular por 30 minutos.Após 30 minutos, adicione 200 microlitros de meio e deixe as células incubarem sobre o suporte durante a noite. Antes da cirurgia, não é necessário garantir a adesão das células ao suporte como parte da semeadura. Um número suficiente de células assegurará que a maioria delas se fixe ao suporte.Após anestesiar um camundongo CD1 nu adulto com 60 dias de idade, esterilize o local cirúrgico com Betadine e álcool três vezes e aplique lubrificante sobre os olhos dos camundongos. Em seguida, faça uma incisão sagital mediana no couro cabeludo do camundongo para expor o osso parietal direito. Remova a periana do osso parietal direito com raspagem romba.Em seguida, crie um defeito unilateral de quatro milímetros de espessura total no osso parietal direito não associado à sutura. Utilizando uma broca com ponta revestida de diamante, tenha extremo cuidado para não perturbar a dura-máter subjacente, pois a espessura do crânio do camundongo é inferior a 0,3 milímetros antes do implante. Lave as estruturas com PBS estéril para evitar a transferência de fatores de crescimento derivados do meio.Coloque o suporte no defeito. Por fim, feche a pele com sutura e monitore o animal conforme os protocolos pós-operatórios estabelecidos. Realize tomografia computadorizada micro para o camundongo e obtenha uma imagem tridimensional reconstruída utilizando o software microview.Use o Adobe Photoshop para redimensionar as imagens para uma altura padrão. Normalmente, medimos a regeneração craniana a cada duas semanas. Os camundongos são anestesiados durante a aquisição de imagens para acompanhamento de longo prazo e, eventualmente, eutanasiados.Para análise histológica, utilize a ferramenta de varinha mágica para medir os pixels do defeito craniano. Determine a porcentagem de cicatrização do defeito por meio de tomografias computadorizadas subsequentes. Meça a área do defeito craniano, determine o número de pixels e divida-o pelo número original de pixels do defeito; realize coloração de múltiplas seções ao longo da extensão do defeito utilizando corantes histológicos como azul de anilina e caneta vermelha para indicar a formação óssea.Utilize o Adobe Photoshop para recortar todas as áreas que não estão no defeito calvarial e use a ferramenta de seleção mágica para determinar o número de pixels correspondentes à formação óssea de novo na área do defeito, comparando isso com controles ou outras variáveis. Abaixo, há uma visão geral da coleta e aplicação do aspirado de lipoaspiração, desde o isolamento de células estromais derivadas do tecido adiposo até sua expansão, diferenciação e uso in vitro e in vivo. Aqui, uma microtomografia computadorizada mostra a cicatrização in vivo de um defeito calvarial de tamanho crítico com a aplicação de células estromais adiposas por meio de uma matriz de hidroxiapatita, observada na linha inferior.Os controles, mostrados na linha superior, incluem ausência de scaffold e defeito. A linha do meio mostra o defeito com a colocação do scaffold sem células. LS mostrado aqui é a quantificação da cicatrização óssea a partir da micro-TC, que mostra um aumento significativo da cicatrização no grupo A SC.Esta é uma imagem histológica que mostra o aumento da formação óssea do grupo A SC por meio de andal. Em azul e caneta AROM, coloração para al. Em azul, o osteoide cora em azul escuro para pen arom.O ossoide corado de amarelo mostrado aqui são ASCs humanas marcadas com GFP, que foram semeadas em uma matriz e sacrificadas após duas semanas. A coloração foi realizada com um anticorpo marcado com GFP para mostrar as células humanas contribuindo para a regeneração na área do defeito. É mostrada aqui a imuno-histoquímica para antígeno nuclear humano, demonstrando a prevalência de células humanas na área do defeito após duas semanas.Uma vez dominado, o processamento do tecido adiposo pode ser realizado em até quatro horas, e o procedimento cirúrgico pode levar cerca de 10 minutos por camundongo. É importante lembrar que o osso parietal é arredondado, enquanto a broca é plana, portanto, é necessário ter cuidado para atravessar toda a circunferência do defeito de quatro milímetros. Lembre-se de proceder lentamente para evitar lesar a dura-máter no cérebro.Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como isolar as camadas progenitoras do tecido adiposo. Semear essas células em um suporte e colocá-las no camundongo.

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Medicine

Medicina

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Em 2001, pesquisadores da UCLA descreveu o isolamento de uma população de células-tronco adultas, chamadas células-tronco derivadas de tecido adiposo ou ASC, a partir de tecido adiposo. Este artigo descreve o isolamento de ASC de lipoaspirates usando, um protocolo de digestão enzimática manual utilizando colagenase.

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A heterogeneidade transcricional dentro das células estromais derivadas do tecido adiposo humano pode ser definida no nível de célula única usando marcadores de superfície celular e genes osteogênicos.  Descrevemos um protocolo que utiliza citometria de fluxo para o isolamento de subpopulações celulares com potencial osteogênico aumentado, que pode ser usado para melhorar a reconstrução esquelética craniofacial.

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As células estromais derivadas do tecido adiposo podem ser úteis para a engenharia de novos tecidos a partir das próprias células do paciente. Apresentamos um protocolo para o isolamento de uma subpopulação de células estromais derivadas do tecido adiposo humano (ASCs) com potencial osteogênico aumentado, seguido da aplicação das células em um ensaio de cicatrização calvarial in vivo.

Isolamento rápido de BMPR-IB + adiposo-derivados de células estromais para uso em um Defeito Modelo Cura calota craniana

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O número de novos biomateriais, projetado para a reparação de lesões ósseas grande está expandindo continuamente com o objectivo de reforçar a consolidação óssea e superar as complicações associadas com o transplante de osso. Aqui, apresentamos uma estratégia multidisciplinar para testes de pré-clínica biocompatibilidade de biomateriais para reparo ósseo.

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Aprenda a isolar células do estroma derivadas de tecido adiposo para regeneração óssea em modelo de defeito calvário crítico em camundongo. Este protocolo demonstra diferenciação osteogênica in vivo com potencial clínico em engenharia tecidual.

Reparação de um modelo de defeito crítico porte calvária Usando derivadas de tecido adiposo células do estroma colhidas lipoaspirado (Vídeo) | JoVE Journal

Reparação de um modelo de defeito crítico porte calvária Usando derivadas de tecido adiposo células do estroma colhidas lipoaspirado

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